大鼠脑脊液、骨髓的采集方法

一、消化液的采集(一) 唾液1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。

2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。

这种方法可以收集到较纯净的唾液。

(二)胃液1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。

如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。

2. 制备胃瘘法在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。

制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。

应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。

(三)胰液和胆汁在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。

狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。

大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。

有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。

二、脑脊液的采集(一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。

动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。

消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。

实验动物的体液采集方法一、血液的采集常用的采血方法有割（剪）尾采血、眼眶静脉丛采血、断头采血、心脏采血、颈静脉（动脉）采血、股动脉（静脉）采血、耳静脉采血、前肢头静脉才学、后肢小静脉采血等。

二、尿液的采集实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。

（一）用代谢笼采集尿液代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2。

一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。

防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊装置收集尿液。

（二）导尿法收集尿液施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。

一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固定，用甘油润滑导尿管。

对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。

雌性动物尿道外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动物导尿术。

用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。

如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。

（三）输尿管插管采集尿液一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。

剖腹后，将膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。

在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出，可以收集。

采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。

（四）压迫膀胱采集尿液实验人员用手在实验动物下腹部加压，手法既轻柔又有力。

当增加的压力使实验动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。

（五）穿刺膀胱采集尿液实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射针头接注射器穿刺。

取钝角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽，直到抽到尿液为止。

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大鼠取血方法及注意事项以大鼠取血方法及注意事项为标题，我们将详细介绍大鼠取血的步骤和需要注意的事项。

大鼠取血是实验室常用的操作步骤之一，正确的取血方法能够确保实验结果的准确性和可靠性。

一、大鼠取血的方法1. 麻醉大鼠：在进行大鼠取血前，首先需要麻醉大鼠。

常见的麻醉方式包括：静脉注射麻醉剂、吸入麻醉剂或麻醉气体等。

选择合适的麻醉方式应根据实验的需要和大鼠的品系、年龄等因素来确定。

2. 选择合适的取血部位：大鼠取血可选择的部位有尾静脉、颈静脉、股静脉等。

一般情况下，常用的取血部位是尾静脉，因为该部位较容易操作且出血量较大。

3. 准备取血器材：取血器材包括注射器、针头、血管夹等。

注射器的容量应根据实验需要来选择，一般常用的是1ml或3ml的注射器。

针头的选择应根据大鼠的大小来确定，一般较小的大鼠可选择22G 或23G的针头。

4. 清洁取血部位：在进行大鼠取血前，需要先用70%酒精或碘酒等消毒液清洁取血部位，以避免感染。

5. 插入针头：将针头插入静脉血管中，一般插入角度为30度左右，插入后要确保针尖进入血管腔内。

6. 固定针头：当针头插入到合适的位置后，需要用血管夹固定住针头，以防止针头脱出或移位。

7. 采集血液：打开注射器的活塞，缓慢地抽取所需血液量。

在抽取血液时，要注意避免对大鼠造成过度的伤害或疼痛。

8. 停止出血：当取得足够的血液样本后，可以用消毒棉球轻压在取血部位，帮助止血。

9. 处理取血部位：取血结束后，要及时用消毒液清洗取血部位，以防止感染。

二、大鼠取血的注意事项1. 需要遵守实验伦理规范：在进行大鼠取血前，需要确保已经获得了相关的伦理批准，并遵守实验动物的使用和保护规定。

2. 需要专业技术人员操作：大鼠取血需要经过专业培训和指导后才能进行，确保操作的准确性和安全性。

3. 需要注意大鼠的健康状况：在进行大鼠取血前，需要确保大鼠的健康状况良好，没有明显的疾病或受伤。

4. 需要合理控制取血量：取血量应根据实验的需要来确定，避免过度取血造成大鼠的伤害。

大鼠和小鼠的采血方法1.麻醉方法：在采血前，先给大鼠或小鼠进行麻醉，以减少它们的疼痛感受。

常用的麻醉方法有以下几种：-静脉麻醉：将合适剂量的麻醉剂通过尾静脉或背静脉注射给大鼠或小鼠，使其进入麻醉状态。

-吸入麻醉：将麻醉气体或气溶胶通过麻醉箱或麻醉罩给大鼠或小鼠吸入，达到麻醉效果。

-局部麻醉：将麻醉剂涂抹在采血部位的皮肤上，使局部麻木，减少疼痛感。

2.采血部位：常用的大鼠采血部位有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉等，而小鼠采血部位则有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉、前肢静脉等。

3.采血工具和器材：-采血针：选择合适大小的采血针，不同大小的动物需要选择不同规格的针头。

-注射器：用于抽取和储存血液样本的容器。

常用的有离心管、毛细管等。

-注射器插管：将采集到的血液导入注射器中储存。

4.采血方法：-尾静脉采血：将大鼠或小鼠的尾巴用温水浸泡，使其尾部静脉扩张。

然后用酒精消毒尾巴，用手指轻轻压住尾部静脉靠近尾根的部位，使尾尖鼓胀，再用采血针针尖刺破尾尖的皮肤，顺着静脉方向将血吸入注射器中。

-颈静脉采血：将大鼠或小鼠定位于侧卧位，用酒精消毒颈部的皮肤。

手指轻轻压住颈侧的静脉，使其充血，然后用采血针针尖针插入触及到静脉，将血液吸入注射器中。

-眼眶突静脉采血：先给大鼠或小鼠进行眼眶突的局部麻醉，随后用消毒酒精将眼眶突部分消毒。

再用适当大小的针头插入眼眶突静脉，将血液抽取到注射器中。

5.采血后的处理：-停血：采血后需用无菌棉球或无菌纱布轻轻按住针刺处，让血液凝结停止流血。

-保存：将采集到的血液样本转入离心管中，用离心机离心，分离血浆和血细胞。

将血浆或血细胞储存在冷冻管中，冷冻保存。

以上就是大鼠和小鼠采血的最全方法。

在进行采血操作时，需要注意动物的麻醉和疼痛管理，操作要轻柔、快速、准确，以减少动物的痛苦和疼痛。

另外，为了确保采血的科学性和准确性，还需要遵守实验室的相关规范和伦理要求，确保实验与动物实验道德的合理性。

实验大鼠的操作方法有哪些
实验大鼠的操作方法有以下几种：
1. 静脉注射：通过尾静脉或耳静脉等途径将试验物质注入大鼠体内。

这种方法常用于给药试验或血液样本收集。

2. 腹腔注射：将试验物质注射到大鼠的腹腔。

这种方法常用于给药试验或细胞移植。

3. 皮下注射：将试验物质注射到大鼠的皮下组织中。

这种方法常用于给药试验或细胞移植。

4. 鼻饲灌胃：通过胃插管将试验物质从大鼠的鼻孔或口腔灌入其胃部。

这种方法常用于给药试验或喂养试验。

5. 剖腹手术：通过剖开大鼠的腹部，可进行各种内脏器官的操作，如移植、切除、植入。

6. 经口给药：将试验物质通过灌胃器或针管等工具直接灌入大鼠的口腔中。

7. 麻醉：使用麻药将大鼠镇静或麻醉，以进行无痛操作，常用于手术。

8. 血液采集：通过尾静脉、颈静脉或眼眶窝等途径采集大鼠的血液样本。

以上仅列举了一些常见的实验大鼠操作方法，具体应根据实验目的和所需操作的策略选择合适的方法。

同时，在进行实验动物操作前，应遵循相关伦理规范和动物福利要求。

问：大鼠脑脊液抽取方法
张丽
【期刊名称】《中国比较医学杂志》
【年(卷),期】2017(27)7
【摘要】答：采集大鼠脑脊液可参考的方法有经皮穿刺延髓池抽取脑脊液法、直
视下划破硬脊膜抽取脑脊液法和直视下微量进样器经硬脊膜穿刺抽取脑脊液法。

方法一,是在非直视下操作,故要求操作者熟悉大鼠头颈部解剖结构,精确掌握进针点、角度与深度,并根据个体差异调整手法。

方法二,简单方便,对操作者技术要求低,但是割破硬脊膜易造成脑脊液流失和少量的血污染,因此采集量以及采集效率会受影响。

【总页数】1页(P12-12)
【关键词】大鼠;硬脊膜;抽取方法;操作者技术;采集效率;颈部解剖;经皮穿刺;微量进样器;延髓池;个体差异
【作者】张丽
【作者单位】中国医学科学院医学实验动物研究所
【正文语种】中文
【中图分类】R782.6
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1.大鼠脑脊液抽取方法的改良 [J], 王松军;孟小楷;丛斌;马春玲;左敏;张国忠
2.大鼠脑脊液抽取的新方法 [J], 任长虹;高明清;曹金强;李宁;Kevin K.W.Wang;吉
训明
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4.一种改良的大鼠脑脊液抽取方法 [J], 段正昊; 杨童雅; 吕捷; 金宏杰; 李金科; 朱啸禹; 姜雨杉; 张旭
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常用实验动物脑脊液、骨髓的采集脑脊液的采集麻醉犬，让犬处于侧俯卧位，使其头与尾尽量向腹中弯曲，用剪毛剪将第七腰椎周围被毛剪去，用3％碘酊和75％酒精严格消毒后，在犬背部客骨连线中点稍向下方摸到第七腰椎间隙（第七腰椎与第一荐骨之间）插入腰椎穿刺针头，当针达到管内时（蛛网膜下腔）可见到犬后肢有抽动，即证明穿刺针头已进入椎管。

此时不要再向下刺，以免损伤脊髓。

然后抽出穿刺针芯，可见透明的脑脊髓液慢慢滴出。

犬一次抽2～3ml，但抽好后，注入同样量的生理盐水，以保持原来脑脊椎里的压力。

(一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。

动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。

消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。

如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。

轻轻调节进针方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。

(二)大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。

头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。

为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。

由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。

抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。

刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。

采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。

骨髓的采集1. 大鼠、小鼠骨髓的采集：用颈椎脱臼法处死动物,剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡盐溶液，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。

如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。

2. 大动物骨髓的采集：狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。

SD大鼠脑脊液采集方法的改进朱奕昕;叶冬青;李晓莉【摘要】目的探索一种最适合初学者的快速、方便和无血污染的SD 大鼠脑脊液收集方法.方法取雄性SD大鼠45只,分成三组:第一组,经肌肉穿刺延髓池抽取法,第二组,经皮直接穿刺延髓池抽取法,第三组,直视下经硬脊膜穿刺延髓池抽取法.结果第一组共有13只大鼠成功获得80~140 μL的脑脊液,2只采集到血性脑脊液,成功率为87.6%;第二组共成功抽取脑脊液7只,成功率为46.7%;第三组共成功抽取脑脊液5只,成功率为33.3%.结论经肌肉穿刺延髓池抽取脑脊液法是一种适合初学者的方便快捷、无污染的SD大鼠脑脊液采集技术.%Objective To explore a rapid, convenient and non-polluting method of collecting cerebrospinal fluid (CSF)in Sprague Dawley(SD)rats for beginners. Methods Forty-five SD rats were divided into three groups—group 1(collecting CSF through neck muscles), group 2(collecting CSF through skin directly), and group3(collecting CSF through endorhachis). Results The successful rate of the CSF collection in the group 1 was 86.7%, group 2 was 46.7%,and group 3 is 33.3%. Conclusions The modified collection method of CSF by cisterna puncture through neck muscles in SD rats is simple,convenient,efficient and non-polluting,and is especially suitable for beginners.【期刊名称】《中国比较医学杂志》【年(卷),期】2018(028)004【总页数】3页(P113-115)【关键词】大鼠;脑脊液;采集技术【作者】朱奕昕;叶冬青;李晓莉【作者单位】东南大学附属中大医院神经内科,南京 210009;东南大学神经精神疾病研究所,南京 210009;东南大学附属中大医院神经内科,南京 210009;东南大学神经精神疾病研究所,南京 210009;东南大学附属中大医院神经内科,南京 210009;东南大学神经精神疾病研究所,南京 210009【正文语种】中文【中图分类】R-33脑脊液是动物实验研究中经常用到的标本，在脑损伤机制、生物标记物、药物治疗等研究领域有着不可替代的研究价值，但是由于鼠的脑室及蛛网膜下腔狭小，其内血管又很丰富，导致了脑脊液提取过程复杂，且容易刺穿延髓致使大鼠死亡，因此脑脊液采集的低成功率成了许多研究室面临的技术难题。