小鼠肝再生过程中ros及线粒体代谢变化规律的研究

哺乳动物肝脏再生及其分子机制研究在哺乳动物中，肝脏是一个重要的器官，它有着许多重要的功能，如代谢、解毒、合成蛋白质、调节物质代谢等。

然而，肝脏常常受到多种因素的损伤，比如酒精、药物、病毒感染等，这些都会导致肝细胞的死亡和肝功能的丧失。

肝脏在受到损伤后，存在一种自我修复的机制，即肝脏再生，它可以使损伤的肝脏迅速恢复到原来的状态。

肝脏再生的原理是指受损的肝细胞可以通过细胞分裂和增殖的方式，扩大它们的数量以替代死去的细胞。

这一过程需要不同类型的细胞和分子的复杂调控，其中包括细胞因子、生长因子、细胞凋亡和细胞周期调节等。

在这些分子和细胞的相互作用下，细胞间的信号逐渐变得更为复杂，从而促进再生。

肝脏再生与哺乳动物生命的幸存紧密相关。

肝脏可以迅速地适应不同的环境，对不同的物质进行代谢。

这种迅速的适应性意味着哺乳动物可以更好地生存并适应外部环境。

肝脏再生的研究不仅涉及到肝细胞的生物学基础，还包括对分子机制的深入研究，这将有助于开发新的治疗策略，以提高肝病患者的生存率和疗效。

肝脏再生的前沿研究分子生物学在哺乳动物肝脏再生机制的研究中发挥了极为重要的作用。

近年来，科学家们对肝脏再生的分子机制进行了深入研究，并发现了涉及到肝脏再生的许多重要分子和通路。

近期研究表明，雌激素可以刺激肝脏再生，并在肝细胞中激活了多个信号通路。

同时，去龄化蛋白能够恢复丧失的功能，并调节多种细胞信号通路，有助于重新构建肝脏。

另一项新的研究表明，在剖腹产后，新生儿的肝脏可以迅速再生。

研究发现，这些新生儿的肝细胞具有更高的代谢能力、更好的生长能力和更高的再生能力，这表明哺乳动物肝脏再生能力是可以提高的。

除此之外，哺乳动物肝脏再生还会受到许多其他因素的影响，例如遗传因素和口服药物等。

关于这些因素，科学家们在进行研究时会借助动物模型，以期确定可能适用于人类的治疗方法。

前景与展望得益于这些重要研究的发现，未来的研究将进一步探讨哺乳动物肝脏再生的复杂机制、肝脏再生的外周和中枢调控机制以及再生与疾病之间的关系。

哺乳动物肝脏再生的分子机制探究肝脏是人体最重要的器官之一，在人体内担负着极为重要的生理功能。

肝脏不仅仅是人体解毒器官，还是人体合成物质、调节代谢、储存营养物质的器官。

然而，不同于其他器官，肝脏拥有非常强大的再生能力，即使只剩下25%左右的功能肝细胞，它们也可以通过再生机制，重新发展成一个完整的肝脏。

本文将从哺乳动物肝脏再生的分子机制探究出发，介绍肝脏再生的基本概念、研究方向以及未来的发展方向。

1. 哺乳动物肝脏再生的基本概念哺乳动物肝脏再生是指在受到外部刺激或内部因素损伤后，肝脏组织可以通过一系列的细胞信号调节和分化增生，恢复功能与结构的完整性。

此一过程的主要材料为肝细胞内汝始动性细胞，它们在肝脏受损后可细胞分化学复合，进而产生新的肝细胞，实现肝组织的准确恢复。

肝脏再生是复杂的过程，涉及诸多基因、蛋白质的微调机制。

2. 哺乳动物肝脏再生的研究方向近年来，随着分子生物学、基因创新等技术的飞速发展，研究人员对于哺乳动物肝脏再生的分子机制有了新的认知。

目前，哺乳动物肝脏再生主要的研究方向包括：（1）肝细胞再生的分子机制肝细胞再生的分子机制是哺乳动物肝脏再生研究的重心之一。

一般情况下，成年哺乳动物肝脏的细胞分裂率较低，但其仍然存在成年肝细胞通过分裂机制进行肝脏细胞再生的可能性。

有研究表明，在哺乳动物肝脏再生过程中，一种重要的信号分子物质Fgf10在调控肝细胞再生方面发挥着非常重要的作用。

（2）诱导成纤维细胞再生机制除了肝细胞在肝脏再生中的分子机制外，研究人员也在关注肝脏组织中的诱导成纤维细胞再生机制。

在肝外科手术或感染等情况下，肝脏的细胞会受到不同程度的暴露和伤害，肝脏组织中的诱导成纤维细胞协调组成再生生长，也是肝脏再生过程中的重要组成部分。

（3）干细胞治疗及再生医学的相关研究干细胞治疗以及相关再生医学领域研究，尤其在近年来的探究中受到越来越多的关注。

相关的研究表明，哺乳动物干细胞在治疗肝脏疾病和实现肝脏再生方面有着巨大的潜力。

肝线粒体在非酒精性脂肪性肝病临床进程中的代谢功能变化【摘要】目的：评估NAFLD患者中肝线粒体的代谢功能变化，并探索其与疾病进程的关系。

方法：选择我院于2022.01-2023.01，1年内收治的80例，将所有患者随机分配，分为对照组（40例，接受常规治疗，不涉及直接影响肝线粒体的措施）和观察组（40例，接受特定的干预措施）。

对两组患者在护理完成后的效果进行收集和分析。

结果：在线粒体DNA含量方面，观察组的平均值显著高于对照组。

此外，观察组在线粒体脂质过氧化和线粒体ATP产量方面的平均值也呈显著变化，显示出与对照组不同的趋势。

结论：肝线粒体在非酒精性脂肪性肝病临床进程中代谢功能变化的存在。

【关键字】非酒精性脂肪性肝病;线粒体代谢功能;线粒体生物发生;临床研究;非酒精性脂肪性肝病（Non-Alcoholic Fatty Liver Disease，NAFLD）是一种与现代生活方式密切相关的肝脏疾病。

我们将选择符合NAFLD诊断标准的患者作为研究对象，并随机分为实验组和对照组。

实验组将接受特定的干预措施，旨在改善肝线粒体的代谢功能，例如提供线粒体增殖因子、调节线粒体膜电位以及改善线粒体呼吸链等。

对照组将接受安慰剂或常规治疗，不涉及直接影响肝线粒体的措施。

旨在该研究有助于深入理解肝线粒体在NAFLD发展中的作用，并为开发针对肝线粒体的治疗策略提供重要的理论依据，为NAFLD患者的临床管理和治疗提供新的思路和策略。

具体报道如下：1对象和方法1.1对象选择2022.01-2023.01，1年内收治的患者80例。

将其随机分配，分为对照组（40例，男18例，女22例）和观察组（40例男20例，女20例）。

对两组患者一般资料分析后显示，其差异无统计学意义（P＞0.05）。

所有患者对本研究均完全知情同意并签署知情同意书。

1.2方法在治疗期间，对照组接受常规治疗，不涉及直接影响肝线粒体的措施，观察组接受特定的干预措施，具体方法如下：1.2.1常规治疗，不涉及直接影响肝线粒体的措施常规治疗：对照组患者将按照现有的NAFLD治疗指南进行常规治疗。

DIDP通过线粒体-Caspase途径诱导昆明小鼠肝脏损伤的研究李瑶;路雨;胡赢丹;李秋林;赵云;李睿【摘要】为探究DIDP(Di-iso-decyl phthalate,邻苯二甲酸二异癸酯)对肝脏的影响及其可能的分子机制,以昆明小鼠为研究对象,选用Res(resveratrol,白藜芦醇)为抗氧化剂,分别设置对照组,0.15、1.5、15、150 mg∕(kg·d)DIDP组,Res组,150 mg∕(kg·d)DIDP+Res组,灌胃染毒9 d后,对小鼠肝脏切片进行HE染色观察,并检测ROS(reactive oxygen,活性氧)、GSH(glutathione,谷胱甘肽)、MDA(malondialdehyde,丙二醛)、Cyt-C(cytochromec,细胞色素C)、Caspase-3和血清中的ALT(alanine aminotransferase,丙氨酸氨基转移酶)含量.结果表明:与对照组相比,15、150 mg∕(kg·d)DIDP组小鼠血清中ALT含量极显著上升(P<0.01);HE染色结果显示,15、150 mg∕(kg·d)DIDP组小鼠出现肝细胞水肿、肝索紊乱、肝窦以及肝中央静脉扩张等现象;15、150 mg∕(kg·d)DIDP组小鼠肝脏ROS含量显著上升(P<0.05),GSH含量显著下降(P<0.05),150 mg∕(kg·d)DIDP组小鼠肝脏MDA含量极显著上升(P<0.01);1.5、15、150 mg∕(kg·d)DIDP组小鼠肝脏中c(Cyt-C)极显著上升(P<0.01);15、150 mg∕(kg·d)DIDP组小鼠肝脏中Caspase-3表达量极显著上升(P<0.01).DIDP染毒剂量的增加对肝脏的各种损伤程度呈上升趋势,Res可减轻上述DIDP对肝脏造成的各种损伤.研究显示,15、150 mg∕(kg·d)DIDP可诱导肝脏组织氧化应激水平上升,进而造成线粒体损伤,导致细胞凋亡,造成肝功能受损,因此,线粒体-Caspase途径可能是DIDP诱导肝脏损伤的潜在机制之一.【期刊名称】《环境科学研究》【年(卷),期】2018(031)011【总页数】8页(P1957-1964)【关键词】邻苯二甲酸二异癸酯;氧化应激;线粒体损伤;细胞凋亡;肝脏【作者】李瑶;路雨;胡赢丹;李秋林;赵云;李睿【作者单位】华中师范大学,遗传调控与整合生物学湖北省重点实验室,湖北武汉430079;华中师范大学,遗传调控与整合生物学湖北省重点实验室,湖北武汉430079;华中师范大学,遗传调控与整合生物学湖北省重点实验室,湖北武汉430079;华中师范大学,遗传调控与整合生物学湖北省重点实验室,湖北武汉430079;华中师范大学,遗传调控与整合生物学湖北省重点实验室,湖北武汉430079;华中师范大学,遗传调控与整合生物学湖北省重点实验室,湖北武汉430079【正文语种】中文【中图分类】X592DIDP(Di-iso-decyl phthalate, 邻苯二甲酸二异癸酯)是一种主要由10碳支链的邻苯二甲酸酯异构体组成的复合混合物[1]. 在常见的邻苯二甲酸酯中，DIDP碳链较长，相对分子质量较大、闪点高、沸点高、毒性较小，因此是一种环保型增塑剂. 由于传统增塑剂(DEHP等)可对试验动物的脑、肾脏、肺、肝脏等多种器官造成损伤且对人类有不利影响[2]，从而逐渐被以DIDP为首的一些新型增塑剂取代. DIDP具有易挥发性、热稳定性和电绝缘性，在工业和制造业中得到大量应用，已经广泛用于食品包装，家居装饰，医疗设备和其他消费品[3-4]. 尽管对于DEHP等传统邻苯二甲酸酯类物质的毒性研究很多，然而目前对DIDP的毒性研究相对较少，随着其日渐广泛的生产和使用，对于DIDP的毒性进行全面评估十分必要.研究表明，DIDP可对大鼠的健康造成不良影响[5]，而根据Thomas等的研究，肝脏是DIDP产生毒性的靶器官[6]，DIDP会对肝脏造成损伤. Cho等[7]进行了长达2 a的致癌性研究发现，尽管使用DIDP对F344大鼠并未显示出致癌潜力，但对大鼠肝脏可产生不同程度的损伤. 然而DIDP诱导肝脏损伤的分子事件及相关的分子信号通路并不十分清楚. 研究[8]显示，口腔暴露于DIDP可致大鼠肝脏肿大和过氧化物酶体水平增加. 普遍存在于真核生物的各类细胞中的过氧化物酶体(Peroxisome)在细胞氧化还原代谢中发挥重要作用[9]，是细胞内ROS自由基产生与清除的重要位点，二者的不平衡会导致氧化应激的发生[10]. 基于其他邻苯二甲酸酯(如DEHP、DBP等)均可引起小鼠肝细胞的氧化应激，并引发小鼠肝损伤[11-12]，推测DIDP也有可能致小鼠肝脏产生氧化应激. 线粒体是氧化应激损伤的主要部位[13]，氧自由基可通过脂质过氧化作用损伤线粒体结构，使Cyt-C(细胞色素C)从线粒体内释放至胞浆，激活Caspase-9和Caspase-3，从而启动线粒体所介导的细胞凋亡级联反应，细胞最终死亡[14]，导致肝脏损伤. 线粒体功能改变与DIDP致肝损伤的毒性作用是否相关尚不清楚.Res是广泛存在于葡萄、虎杖等植物中的一种多酚类化合物，其重要特点之一是具有良好的抗氧化性[15-16]，其含有3个酚羟基，在机体中可以竞争性结合自由基，从而减少自由基含量，缓解氧化应激造成的损伤[17]. 据报道[18]，Res有保护肝脏、抑制类脂质过氧化物在肝脏堆积的作用，能有效保护损伤的肝细胞. 在临床常用于治疗肝脏疾患的药材虎杖中，已证明Res即为其主要有效成分. Res对肝脏的保护作用研究比较充分，抗氧化能力在不同的试验模型中已得到了很好的证实[19]. 此外，相对于维生素C、维生素E、褪黑素等其他传统抗氧化剂，使用更小剂量的Res即可达到专一的抗氧化效果，在类似的动物试验中，作为保护剂维生素C、维生素E的用量大多为100 mg(kg·d)，褪黑素的用量为50 mg(kg·d)，Res在20 mg(kg·d)的剂量下即可发挥有效的抗氧化作用，因此选用Res作为抗氧化剂. 该研究通过检测氧化损伤、线粒体功能障碍和细胞凋亡相关指标，旨在探讨DIDP致机体肝毒性的有效剂量与可能机制，为DIDP的安全使用提供参考.1 材料与方法1.1 试验动物选用5～6周龄SPF(Specific Pathogen Free, 无特定病原体)级雄性昆明小鼠，体质量为24～28 g，购自湖北省试验动物中心. 将其饲养于华中师范大学试验动物中心，SPF级，保持温度在20～25 ℃，笼内相对湿度为50%～70%，每天光照12 h、黑暗12 h，给予充足的水和食物.1.2 试验试剂和仪器主要试剂：DIDP(Sigma，纯度>99%)，吐温-80(Amresco)，白藜芦醇(Sigma，纯度>97%)，小鼠丙氨酸氨基转移酶(ALT)ELISA检测试剂盒(上海源叶生物科技有限公司)；小鼠Cyt-C ELISA检测试剂盒(上海源叶生物科技有限公司)；Caspase-3抗体(Proteintech Group)；微量还原型谷胱甘肽(GSH)试剂盒(南京建成生物科技有限公司)；2′,7′-二氯荧光黄双乙酸盐(DCFH-DA)(Sigma；纯度>97%)；硫代巴比妥酸(上海试剂二厂).主要仪器：低温冷冻离心机(Eppendorf，德国)；FL×800荧光酶标仪(Bio-Tek，美国)；全波长酶标仪(北京普朗新技术有限公司).1.3 试验方法1.3.1 染毒方案DIDP的日摄入耐受量(TDI)为0.25 mg(kg·d)[20]，在此基础上，综合考虑人与啮齿动物之间耐药性的差异，设置小鼠每日灌胃剂量为0、0.15、1.5、15、150 mg(kg·d). 将49只雄性昆明小鼠随机分成7组，每组7只.用生理盐水将DIDP与吐温-80以体积比1∶1配制成15 mgmL的染毒母液，使用时按照比例用生理盐水稀释成0.015、0.15、1.5 mgmL的染毒液进行染毒. 每天每只小鼠的DIDP灌胃量(mL)与小鼠体质量(g)的比值是1∶100，确保最终的染毒剂量.Res处理：根据预试验结果，20 mg(kg·d)Res可对DIDP引起的肝损伤起到保护作用. 先加入无水乙醇对Res粉末进行促溶，然后加入所需体积的生理盐水配制成2 mgmL的Res溶液，确保最终的剂量是20 mg(kg·d)，现用现配；对照组按照同样比例灌胃生理盐水. 每天定时灌胃，连续染毒9 d，其中150mg(kg·d)DIDP+Res组在染毒2 h后进行灌胃Res. 该试验所用助溶剂吐温-80最高终剂量为150 mg(kg·d)，所用乙醇终剂量约为100 mg(kg·d). 研究显示，长期给予吐温-80含量约10 000 mg(kg·d)的饲料时未见明显毒性[21]，此外，乙醇的小鼠经口最低中毒剂量(TDL0)为340 mg(kg·d)，以790 mg(kg·d)的乙醇连续给大鼠灌胃30 d肝细胞无明显改变[22]，以1 000 mg(kg·d)的乙醇连续给小鼠灌胃30 d，肝脏损伤相关指标如ALT、AST、细胞坏死数目等均无明显影响[23]. 该试验中使用助溶剂的剂量远低于上述剂量且染毒周期较短，故排除助溶剂对试验结果的影响.1.3.2 肝组织样品的制备染毒结束后，脱颈处死小鼠，取小鼠的肝脏在冰冷的PBS(磷酸盐缓冲液，pH为7.5)中漂洗，称量，加入PBS缓冲溶液制成质量分数为10%的匀浆液，低温离心后取上清液，用于各项指标的测定.1.3.3 肝组织切片观察染毒结束后，取小鼠部分肝脏用10%的甲醛固定，并脱水、透明、浸蜡、包埋、切片、HE染色，在显微镜下观察组织的病理学变化.1.3.4 肝组织氧化损伤检测ROS含量的测定. 取10%肝脏组织匀浆液2 μL，加入398 μL PBS缓冲液作200倍稀释. 取100 μL样品稀释液于酶标板中排列，并加入100 μL荧光染料DCFA染色，避光反应5 min，用荧光酶标仪检测在485和525 nm处荧光强度，以表征ROS含量[24].GSH含量的测定. 使用GSH试剂盒来测定肝脏组织中GSH含量，具体操作步骤参照说明书.MDA含量的测定. 采用硫代巴比妥酸(TBA)法测定MDA含量[25]. 取500 μL 10%的匀浆液，加入2 mL 0.6%的TBA溶液，沸水浴15 min. 取上清液1 mL，10 000 rmin下离心5 min. 取上清液200 μL于酶标板中排列，用全波长酶标仪检测，分别在450、532和600 nm波长下测定吸光度，按照式(1)计算MDA含量.C=[6.45(A532-A600)-0.56A450]Prot(1)式中：C为MDA含量，以每mg蛋白中含有的MDA的物质的量计，μmolmg；A532、A600、A450分别为532、600、450 nm波长下的吸光度；Prot为总蛋白含量，gL.1.3.5 肝组织ALT和Cyt-C的检测采用酶联免疫吸附测定法(enzyme-linked immuno sorbent assay, ELISA)检测肝组织匀浆中ALT含量以及c(Cyt-C)，具体操作步骤参照说明书.1.3.6 肝组织Caspase-3的检测采用免疫组化的方法测定肝组织中Caspase-3的表达. 石蜡切片60 ℃烘箱过夜，切片脱蜡、水合；滴加3%的H2O2，室温放置20 min，去除内源性过氧化物酶，之后用PBS冲洗；弃去PBS，滴加稀释200倍后的一抗，室温下孵育2 h，PBS冲洗；弃去PBS，滴加聚合物增强剂，室温下孵育20 min，PBS冲洗；弃去PBS，滴加二抗，室温下孵育30 min，PBS冲洗；弃去PBS，滴加DAB液(二氨基联苯胺)，镜下观察；苏木素复染，用二甲苯脱水透明，盖上盖玻片后镜下观察阳性染色，用Image-Pro Plus 6.0进行光密度分析.1.3.7 统计学分析使用Graphpad Prism 5.0软件制图，用SPSS 17.0软件分析数据，使用t检验分析各暴露组之间的差异性：P<0.05为差异显著，P<0.01为差异极显著.2 结果与分析2.1 小鼠血清中ALT含量由图1可见，DIDP染毒组小鼠血清中ALT水平随染毒剂量的增加而升高，与对照组相比，1.5 mg(kg·d)DIDP组小鼠ALT含量显著升高(P<0.05)，15、150mg(kg·d)DIDP组小鼠ALT含量极显著升高(P<0.01)；与150 mg(kg·d)DIDP组相比，150 mg(kg·d)DIDP+Res组小鼠ALT含量降低，二者有极显著性差异(P<0.01).组别： A—对照组； B—0.15 mg(kg·d)DIDP组； C—1.5 mg(kg·d)DIDP组；D—15 mg(kg·d)DIDP组； E—150 mg(kg·d)DIDP组； F—Res组； G—150 mg(kg·d)DIDP+Res组. 下同.注：与对照组相比， *表示P<0.05，** 表示P<0.01；与150 mg(kg·d)DIDP+Res组相比， #表示P<0.05，## 表示P<0.01. 下同.图1 各组小鼠血清中ALT含量Fig.1 The ALT content in serum from different groups2.2 小鼠肝脏HE染色切片由图2可见，对照组小鼠肝小叶结构清晰，肝索呈放射状规则排列，细胞形态结构正常，胞核染色较浅，核质分布均匀，中央静脉及肝窦清晰可见. 15mg(kg·d)DIDP组小鼠肝细胞肝索紊乱或中断，肝索无规则形状，出现肝细胞水肿，细胞间隙缩小. 150 mg(kg·d)DIDP组小鼠肝组织损伤严重，肝细胞排列紊乱，可见点状坏死，并且肝细胞呈不同程度的胞浆疏松，肝窦以及肝中央静脉扩张，有广泛变性等病理改变. 150 mg(kg·d)DIDP+Res组小鼠肝细胞排列整齐，多数细胞正常，损伤情况得到缓解.2.3 小鼠肝组织中氧化应激指标的检测由图3(a)可见，DIDP染毒组小鼠肝脏中ROS含量随染毒剂量的增加而升高. 与对照组相比，15、150 mg(kg·d)DIDP组小鼠ROS含量显著升高(P<0.05)；与150 mg(kg·d)DIDP组相比，150 mg(kg·d)DIDP+Res组小鼠ROS含量降低，且二者有显著性差异(P<0.05).注：图中箭头处表示肝窦扩张. 图2 各组小鼠肝脏切片HE染色结果(20×)Fig.2 Histological observation of livers by hematoxylin and eosin staining from different groups (20×)注：以荧光强度表征ROS含量，荧光强度越大，ROS含量越高. 图3 各组小鼠肝脏中ROS、GSH和MDA的含量Fig.3 The ROS,GSH and MDA content in livers from different groups由图3(b)可见，DIDP染毒组小鼠肝脏中GSH含量随染毒剂量的增加而降低. 与对照组相比，15 mg(kg·d)DIDP组小鼠GSH含量显著降低(P<0.05)；150mg(kg·d)DIDP组小鼠GSH含量极显著降低(P<0.01)；与150 mg(kg·d)DIDP组相比，150 mg(kg·d)DIDP+Res组小鼠GSH含量升高，二者有显著性差异(P<0.05).由图3(c)可见，与对照组相比，150 mg(kg·d)DIDP组小鼠MDA含量极显著升高(P<0.01)；与150 mg(kg·d)DIDP组相比，150 mg(kg·d)DIDP+Res组小鼠MDA含量降低，二者有显著性差异(P<0.05).2.4 小鼠肝组织中c(Cyt-C)由图4可见，DIDP染毒组小鼠肝组织中c(Cyt-C)随染毒剂量的增加而升高. 与对照组相比，1.5、15、150 mg(kg·d)DIDP组小鼠c(Cyt-C)极显著升高(P<0.01)；与150 mg(kg·d)DIDP组相比，150 mg(kg·d)DIDP+Res组小鼠c(Cyt-C)降低，二者有极显著性差异(P<0.01).2.5 小鼠肝组织中Caspase-3的表达图5为小鼠肝组织Caspase-3免疫组化结果，与对照组相比，15 mg(kg·d)DIDP 组和150 mg(kg·d)DIDP组小鼠肝脏棕黄色显色加深，图6光密度分析显示其Caspase-3表达量极显著上升(P<0.01)；与150 mg(kg·d) DIDP组相比，150 mg(kg·d)DIDP+Res组小鼠肝脏显色变浅，图6光密度分析显示其Caspase-3表达量极显著下降(P<0.01).图4 各组小鼠肝组织中c(Cyt-C)Fig.4 The Cyt-C content in livers from different groups图5 各组小鼠肝组织Caspase-3免疫组化结果(20×)Fig.5 The expression of Caspase-3 in livers from different groups (20×)注：用平均光密度表征Caspase-3表达量，平均光密度越大，Caspase-3表达量越高. 图6 各组小鼠肝组织Caspase-3免疫组化光密度分析结果Fig.6 The optical density of Caspase-3 in livers from different groups3 讨论目前DIDP作为一种低毒的邻苯二甲酸酯正逐渐取代DEHP等传统增塑剂在全球广泛应用，然而仍鲜见对其毒性研究报道，尤其是肝脏毒性研究. 仅发现600 mg(kg·d)DIDP处理组雄性大鼠肝脏质量为(27.91±3.21)g，与对照组相比显著增加[8]. 1 000 mg(kg·d)DIDP处理的雄性rasH模型小鼠具有33%的肝细胞腺瘤发生率，远高于对照组小鼠或自发性发病率[26]. 目前对于其造成肝损伤的机理尚不清楚，该试验通过检测小鼠肝脏的线粒体-Caspase途径相关指标以初步探究肝损伤机理. 线粒体-Caspase途径是指在刺激信号的作用下，上游信号分子作用于线粒体膜，导致线粒体膜的通透性改变，从而使线粒体内的Cyt-C、AIF、Smac等凋亡相关因子释放到线粒体外，引起下游Caspase家族蛋白活化作用于相应底物，启动细胞凋亡程序. 该途径的相关指标包括线粒体膜电位、线粒体释放因子、线粒体DNA损伤、Bcl-2家族蛋白、Caspase家族蛋白等. 该试验测定小鼠肝脏氧化损伤、c(Cyt-C)、Caspase-3含量等，其中Cyt-C为线粒体释放因子，反映线粒体功能障碍，Caspase-3为Caspase家族蛋白，反映细胞凋亡情况.3.1 DIDP引起肝脏损伤和氧化应激肝脏受到损伤时，机体血清中许多酶的活性会异常，其中ALT能较敏感地反映细胞毒性肝损伤，是反映肝功能损害的重要指标之一[27]. 目前鲜见DIDP暴露引起动物ALT活性变化的报道，仅有GE等[28]通过400 mg(kg·d)DEHP处理大鼠，发现其血清中ALT含量显著上升，达(273.83±46.97)UL；刘瑾等[29]采用125 mg(kg·d)DEHP处理ICR小鼠，其血清中ALT含量显著上升，为(238.76±82.75)UL. 而该研究中，1.5 mg(kg·d)DIDP处理组小鼠ALT含量较对照组而言已经出现显著上升，平均值最高者为37.92 UL. 可见较小剂量的DIDP也可导致肝功能损伤，由于剂量较小且染毒时间相对较短，血清中ALT含量未达到上述水平，显示与DEHP相比，DIDP对肝酶活性的影响较小，但引起损伤的剂量更低. 此外，该研究中病理学检测表明，15 mg(kg·d)DIDP组出现肝细胞排列散乱，肝细胞轻微水肿，150 mg(kg·d)DIDP组出现肝窦及中央静脉扩张，点状坏死等病理变化. 其他邻苯二甲酸酯研究[30]显示，100、200 mg(kg·d)MBP染毒可使小鼠出现部分肝细胞水肿、细胞核固缩、胞浆空亮、核消失、空泡样变、局部细胞严重坏死等现象，这与笔者所得试验结果相符. 由此可见，与MBP相比，相近染毒剂量下DIDP产生的肝细胞损伤大致相同，但损伤程度更小. 以上结果均说明DIDP可致小鼠明显的肝毒性作用.研究[10]表明，DIDP可引起过氧化物酶体水平增加，过氧化物酶体是细胞内ROS 自由基产生与清除的重要位点，二者不平衡会引发氧化应激. 细胞中ROS含量可反映其氧自由基水平，大量的活性氧自由基可攻击生物膜上的多不饱和脂肪酸，造成氧化损伤[31]. GSH是肝中最为丰富的可溶性抗氧化分子，还原型GSH可与ROS结合形成硫代半缩醛，使氧化与抗氧化水平保持动态平衡[32-33]. MDA是多不饱和脂肪酸氧化分解的最终分解产物，是脂质过氧化的标志，也是氧化损伤的终产物之一[34]. QU等[35]研究发现，包含DIDP在内的9种邻苯二甲酸酯可使鲫鱼肝脏发生氧化应激，其中剂量为10 mg(kg·d)的DEP、DBP、DEHP和DIDP处理组在第1、4、8天MDA含量出现明显上升，且这种情况随时间延长而减弱. 该研究中，15 mg(kg·d)DIDP处理组MDA含量无明显变化，可能是由于抗氧化系统发挥了一定的保护作用，并且不同物种对于DIDP的耐受性有差异所致. 此外，该研究显示，150 mg(kg·d)DIDP使小鼠肝脏中ROS和MDA含量显著升高，GSH含量降低，说明DIDP使肝脏产生过量的自由基，引起脂质过氧化，机体抗氧化能力降低，且Res处理可使机体的抗氧化能力恢复到一定水平. 以上生物指标含量的变化均表明，DIDP使小鼠肝脏产生了一定程度的氧化应激. MA等[36]的研究也表明，50 mg(kg·d)DIBP处理引起昆明小鼠肝脏中GSH含量显著降低，500 mg(kg·d)DIBP使MDA含量显著升高. 说明与DIBP相比，DIDP使肝脏产生氧化损伤的剂量更低.3.2 DIDP通过线粒体-Caspase途径诱导肝脏损伤氧化应激可以激活凋亡的多种信号通路，其中线粒体通路的活化在凋亡中的作用尤为重要[37]. 有研究[38]报道，ROS可激活JNK并通过Caspase依赖的线粒体途径诱导凋亡. 高浓度的ROS损伤线粒体氧化磷酸化蛋白、心磷脂和线粒体DNA.此外，ROS还可通过氧化膜磷脂，引起脂质过氧化，破坏线粒体膜，导致线粒体渗透性转化孔的开放，膜通透性增加，使细胞色素由线粒体释放至胞浆. Cyt-C是构成线粒体呼吸链的主要成员之一，在线粒体复合体Ⅲ和复合体Ⅳ之间传递电子. 在正常状态下，Cyt-C特异定位于线粒体，位于内、外膜之间，且不能透过生物膜[39]. 在病理条件或外界理化因子刺激下，线粒体膜的通透性发生改变，Cyt-C释放到胞浆，胞浆内c(Cyt-C)上升. 对于邻苯二甲酸酯研究表明，400mg(kg·d)DEHP处理组小鼠肝脏线粒体膜电位显著上升[28]，MEHP(≥12.5μmolL)处理HepG2细胞36 h后，细胞的c(Cyt-C)上升[40]. 该研究中，DIDP可剂量依赖性使线粒体释放c(Cyt-C)升高，Res处理可降低c(Cyt-C)，说明DIDP 引起的氧化损伤导致线粒体膜通透性增高，线粒体释放c(Cyt-C)升高. 1.5mg(kg·d)DIDP可造成小鼠肝细胞c(Cyt-C)显著增加，而未产生明显氧化损伤，可能是由于自身抗氧化系统发挥作用，但DIDP已使线粒体产生损伤.在线粒体凋亡途径中，Cyt-C从线粒体释放到细胞质中是凋亡发生的重要标志，而Caspase-3是凋亡发生过程中所需要的一种重要的蛋白酶，同时也是凋亡发生的标志酶[41]. Cyt-C激活释放到细胞质后可与Apaf-1、Caspase -9的前体、ATPdATP形成凋亡体. 凋亡体形成后募集并激活Caspase-3，诱发Caspases介导的级联反应，最终发生凋亡[42]. Ghosh等[43]研究表明，DEHP染毒组肝细胞的Caspase-3表达呈剂量依赖性升高，50 μmolL DEHP处理使Caspase-3表达显著上升. YANG等[40]研究发现，MEPH(≥12.5 μmolL)处理HepG2细胞使Caspase-3活性极显著上升(P<0.01). 该试验中15、150 mg(kg·d)DIDP组肝组织中Caspase-3表达与对照组相比明显增加，可见DIDP会引起肝细胞凋亡. Res 处理可减少高浓度DIDP引起的Caspase-3表达，从而减少细胞凋亡. 虽然体外与体内体系有所差异，但该研究结果可在相关DIDP同系物的研究中得到侧面印证.1.5 mg(kg·d)DIDP可使肝脏产生线粒体损伤，但无明显细胞凋亡现象，可见肝脏中Caspase-3对DIDP的敏感性低于Cyt-C.总之，DIDP染毒促发小鼠肝脏产生氧化应激，这种氧化损伤又促进线粒体功能紊乱产生更多的ROS，形成恶性循环. 线粒体损伤进一步导致细胞凋亡，Cyt-C与Caspase-3参与了此调控过程.研究发现，800 mg(kg·d)DIDP可使大鼠的单核细胞白血病(MCL)发生率显著升高[44]，口腔暴露200 mg(kg·d)DIDP可加重小鼠过敏性皮炎[45]，而该研究显示，15、150 mg(kg·d)DIDP可造成小鼠肝脏氧化应激、线粒体损伤、细胞凋亡等现象，说明相对于其他器官，肝脏对于DIDP的毒性更加敏感. 肝细胞凋亡是引起肝脏疾病最基本的中心环节，在肝纤维化、肝硬化、脂肪肝甚至肝癌等肝病的发展中扮演至关重要的角色. 该研究初步探究了DIDP致肝脏损伤的分子机理，虽在真实环境暴露浓度下各指标无显著性变化，但不排除过量摄入与职业暴露的情况下有可能对肝脏造成损伤，警示过量摄入DIDP对肝脏存在一定的致病风险，对于环保型增塑剂DIDP的安全性和应用值得关注，并需要进一步探究.4 结论a) DIDP作为一种新型增塑剂目前被认为毒性较小，而该研究发现，15、150 mg(kg·d)DIDP处理可对小鼠造成明显肝损伤，与其他增塑剂相比，造成损伤的剂量更低，同时，使用相近剂量暴露剂量时，较其他增塑剂引起的损伤程度更小. b) 15、150 mg(kg·d)DIDP可造成小鼠肝脏产生肝细胞水肿、排列散乱、肝窦及中央静脉扩张、点状坏死等病理学变化. 1.5、15、150 mg(kg·d)DIDP组小鼠血清中ALT含量上升，肝功能受损.c) 15、150 mg(kg·d)DIDP可引起小鼠肝脏氧化损伤，导致ROS、MDA含量上升，GSH含量下降.d) 15、150 mg(kg·d)DIDP可引起肝脏线粒体损伤，Cyt-C从线粒体内释放至胞浆，Caspase-3表达增多，即造成小鼠肝细胞凋亡. 推测DIDP可能通过氧化应激激活线粒体-Caspase途径，线粒体功能障碍将影响线粒体氧化供能，Cyt-C释放激活Caspase级联反应，最终触发细胞凋亡和坏死. 因此线粒体-Caspase途径可能是DIDP造成肝毒性的机制之一，深入机制有待进一步研究.e) 20 mg(kg·d)Res可以通过抗氧化作用减轻DIDP引起肝损伤的程度.f) DIDP摄入量高于15 mg(kg·d)时存在一定的致肝纤维化、肝硬化、脂肪肝和肝癌等肝病的风险，因此，对于环保型增塑剂DIDP的安全性和应用值得关注，并需要进一步探究.【相关文献】[1] KATO K,SILVA M J,WOLF C,et al.Urinary metabolites of diisodecyl phthalate inrats[J].Toxicology,2007,236(12):114-122.[2] MIAO Y,WANG R,CHAN L,et al.Lifetime cancer risk assessment for inhalation exposure to di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP)[J].Environmental Science & PollutionResearch,2016,24(1):1-9.[3] GIMENO P,THOMAS S,BOUSQUET C,et al.Identification and quantification of 14 phthalates and 5 non-phthalate plasticizers in PVC medical devices by GC-MS[J].Journal of Chromatography B Analytical Technologies in the Biomedical & LifeSciences,2014,949950(4):99-108.[4] KASPERSONNENBERG M,KOCH H M,WITTSIEPE J,et al.Levels of phthalate metabolites in urine among mother-child-pairs-results from the Duisburg birth cohortstudy,Germany[J].International Journal of Hygiene & EnvironmentalHealth,2012,215(3):373-382.[5] KIMBER I,DEARMAN R J.An assessment of the ability of phthalates to influence immune and allergic responses[J].Toxicology,2010,271(3):73-82.[6] THOMAS J A,THOMAS M J.Biological effects of di-(2-ethylhexyl) phthalate and other phthalic acid esters[J].Critical Reviews in Toxicology,1984,13(4):283-317.[7] CHO W S,HAN B S,AHN B,et al.Peroxisome proliferator di-isodecyl phthalate has no carcinogenic potential in Fischer 344 rats[J].Toxicology Letters,2008,178(2):110-116. [8] HUSHKA L J,WATERMAN S J,KELLER L H,et al.Two-generation reproduction studies in Rats fed di-isodecyl phthalate[J].Reproductive Toxicology,2001,15(2):153-169.[9] FRANSEN M,NORDGREN M,WANG B,et al.Role of peroxisomes in ROSRNS-metabolism:implications for human disease[J].Biochimica Et BiophysicaActa,2012,1822(9):1363-1373.[10] 魏静.过氧化物酶体及其ROS氧化应激途径与青蒿琥酯抗胰腺癌敏感性相关研究[D].广州:广东医学院,2013.[11] 蔡凤云,王萌,王婧,等.邻苯二甲酸二丁酯对体外大鼠肝脏细胞的氧化损伤作用[J].公共卫生与预防医学,2009,20(4):4-7.CAI Fengyun,WANG Meng,WANG Jing,et al.Oxidative damage of rat liver cells induced by Di-n-butyl Phthalate in vitro[J].Journal of Public Health and PreventiveMedicine,2009,20(4):4-7.[12] ZHANG Wang,SHEN Xinyue,ZHANG Wenwen,et al.Di-(2-ethylhexyl) phthalate could disrupt the insulin signaling pathway in liver of SD rats and L02 cells viaPPARγ[J].Toxicology & Applied Pharmacology,2017,316:17-26.[13] WAKABAYASHI T,SPODNIK J H.Structural changes of mitochondria during free radical-induced apoptosis[J].Folia Morphologica,2000,59(2):61-75.[14] CHENG Jin,WANG Fang,YU Danfang,et al.The cytotoxic mechanism of malondialdehyde and protective effect of carnosine via,protein cross-linkingmitochondrial dysfunctionreactive oxygen speciesMAPK pathway in neurons[J].European Journal of Pharmacology,2011,650(1):184-194.[15] 黄兆胜,王宗伟,刘明平,等.虎杖苷对CCl4损伤原代培养大鼠肝细胞的保护作用[J].中国药理学通报,1998,14(6):543-545.HUANG Zhaosheng,WANG Zongwei,LIU Mingping,et al.Protective effects of polydatin on CCl4-induced injury of primary cultured rat hepatocytec[J].Chinese Pharmacological Bulletin,1998,14(6):543-545.[16] JANG M,PEZZUTO J M.Cancer chemopreventive activity of resveratrol[J].Drugs under Experimental and Clinical Research,2010,957(1):65-77.[17] CREASY L L,COFFEE M.Phytoalexin production potential of grape berries[J].Journal of the American Society for Horticultural Science,1988,113(2):230-234.[18] 白杨,潘隽丽,苏薇薇.白藜芦醇与白藜芦醇甙的研究进展[J].中药材,2004,27(1):55-59.[19] SZKUDELSKI T,SZKUDELSKA K.Potential of resveratrol in mitigating metabolic disturbances induced by ethanol[J].Biomedicine and Pharmacotherapy,2018,101(12):579-584.[20] YEN T H,LIN-TAN D T,LIN J L.Food safety involving ingestion of foods and beverages prepared with phthalate-plasticizer-containing clouding agents[J].Journal of the Formosan Medical Association,2011,110(11):671-684.[21] 王庆利,彭健.吐温80的安全性研究进展[J].毒理学杂志,2006,20(4):262-264.[22] 朱文萍,李红,付红杰,等.酒精对大鼠肝细胞膜脂质过氧化损伤的研究[J].天津医药,1992(9):555-556.[23] 陈艳,崔燎,廖进民,等.不同剂量乙醇对小鼠骨代谢的影响及与肝损害的关系[J].广东医学,2007,28(4):539-541.[24] CROW J P.Dichlorodihydrofluorescein and dihydrorhodamine 123 are sensitive indicators of peroxynitrite in vitro:implications for intracellular measurement of reactive nitrogen and oxygen species[J].Nitric Oxide,1997,1(2):145-157.。

肝脏再生生长因子的调节作用肝脏损伤后完全再生的能力是的一种独特的现象，肝脏重要的功能是维持代谢和解毒。

我们已明确肝脏再生过程的组织学改变，但基因方面并不能完全认识。

特别让人感兴趣的是生长因子，它在肝脏再生的不同阶段发挥了很大的作用。

通过老鼠的肝脏再生的表达的实验了解了生长因子在这个过程中潜在的功能，其中包括肝损伤或肝再生过程中的系统性交付的重组生长因子，中和抗体。

特别是，在转基因小鼠中的可用性和它在肝脏再生研究中已了解的功能。

本文综述阐述的是生长因子在肝再生后急性损伤该器官功能的调节作用机制方面研究获得的结果。

标签：肝脏再生生长因子调节机制模型介绍诱导的肝损伤的类型有多种，诸如由病毒、自身免疫性疾病、毒素、酒精或常用的抗炎，抗惊厥或化疗药物引起的肝细胞损伤，以及由于原发性或转移性肝肿瘤行肝切除术患者。

有趣的是，肝脏有一个独特的能力就是完全再生，显著不同于其他器官[1]。

而肝细胞再生停止是由肝脏的重量与个体体重的比例来决定的，当肝脏再生后其重量与整个体重达到一定比例时，肝脏的再生将自动停止[2]。

肝脏的这种再生并不是被切除的肝叶重新长出，而是残余肝细胞的增生，称之为肝再生（liverregeneration，LR），肝再生是一个多基因参与协同的复杂过程[3]。

然而，慢性肝损伤的再生能力不足，例如慢性病毒性肝炎或长期酗酒。

这些因素往往导致肝硬化，特点是功能性的上皮组织被非功能性的结缔组织替代。

最坏的情况会发生肝衰竭。

因此，找到一个提高肝脏的再生能力是至关重要的，这对人类健康有很大的意义。

这就需要彻底了解肝再生的机制和确定因素策划这个过程。

激活、增殖、迁移、分化和再生肝细胞的生存是由大量的生长因子和细胞因子的表达或受伤的部位达到肝脏通过循环系统。

然而，生长因子的作用在肝脏的再生过程只有部分阐明，提出功能往往基于描述性表达研究和/或细胞培养化验的结果。

肝脏再生模型的建立在肝脏受到毒性损害及肝部分切除时，肝脏具有很强的再生能力。

动物肝脏再生医学的研究引言肝脏是人类身体最重要的器官之一，它具有多种功能，如蛋白质代谢、有毒物质转化为无毒物质、胆汁制造等，因此肝脏的损伤或疾病会对人类健康产生非常严重的影响。

近年来医学界对于肝脏再生医学的研究已经取得了很大的进展，其中动物肝脏再生医学的研究更是备受关注。

本篇文章将从动物肝脏再生医学的基础知识、机制、研究方法和前景等方面进行探讨。

一、肝脏再生基础知识肝脏再生是指在发生肝脏细胞损伤或切除后，通过肝脏组织残留细胞的增殖和分化，重新形成功能性肝组织的一种生理性过程。

相比其他器官的再生，肝脏再生的能力相对更强。

这源于肝细胞本身具有较高的分裂速度和增殖能力。

而这种再生过程分为两种方式：1. 前向式再生——细胞完全再生；2. 反向式再生——组织再生。

二、肝脏再生机制肝脏再生机制主要包含以下三个方面：1. 细胞周期；2. 细胞增殖和分化；3. 基因调控。

首先，肝细胞周期是决定肝脏再生能力的重要制约因素。

生长和缺氧时期，细胞周期可以促进肝细胞再生。

其次，与细胞分裂一样，肝细胞增殖和分化的过程也需要一个完整的信号转导通路。

再次，肝脏再生时，肝细胞再生需要高度表达的细胞生长因子如肝细胞生长因子（HGF）和血小板源性生长因子（PDGF）等，再生作用的促进也需要一系列相应的基因调控因素的参与。

通过这种方式，我们能够理解肝细胞再生与一个复杂的信号传导系统相互联系的方式。

三、肝脏再生的研究方法肝脏再生研究方法很多，主要包括以下几种：1. 细胞培养：利用原代肝细胞培养及细胞系建立研究肝细胞再生相关的分子机制以及细胞自身的增殖能力。

2. 基因工程：通过基因敲除和基因转染技术来研究肝细胞再生过程中的激活信号和生长因子以及抑制性因子是否具有重要性。

3. 动物模型：研究肝损伤的反应以及动物进行肝切除后的肝再生过程。

4. 分子生物学和生物化学：研究肝育种量子点标记的生长因子产生的信息分子，例如蛋白酶体肝细胞因子。

四、肝脏再生前景展望随着对肝脏再生理解的不断加深，肝脏再生医学已经逐渐从实验室研究走向了实际应用。

小鼠肝脏移植模型研究及其临床应用肝脏移植是一种重要的治疗肝脏疾病的手段，但由于供体缺乏和排斥反应等问题，其临床应用受到了一定的限制。

为了更好地研究肝脏移植模型并探索其临床应用，科学家们运用小鼠作为模型进行了大量研究。

一、小鼠肝脏移植模型的建立小鼠肝脏移植作为一种动物实验模型，是用来研究肝脏疾病治疗和肝功能重建的有效手段。

研究人员运用小鼠同种、异种肝脏移植，成功模拟了肝脏移植术后肝移植组织修复、排异反应等生理过程，为肝脏移植的临床应用提供了重要参考。

在小鼠肝脏移植的模型建立中，需要进行供体与受体小鼠的筛选、肝脏获取和获取后的处理等多个步骤。

在特殊条件下，肝脏移植后的小鼠可以成功存活，而且肝脏移植后的组织修复和新陈代谢状态也得到了良好的恢复。

二、小鼠肝脏移植模型的应用和相关研究小鼠作为肝脏移植模型，极大地拓展了肝脏移植的研究领域。

基于小鼠肝脏移植模型，研究人员开展了关于肝脏移植的多个研究领域，例如肝脏再生、免疫学、肝细胞发育以及治疗肝脏疾病等。

小鼠肝脏移植模型也得到了广泛的应用。

例如，在研究肝脏造血干细胞分化和身份确定等方面，小鼠肝移植模型得到了广泛应用。

此外，小鼠肝脏移植还被用于评估局部和全身免疫反应，并为临床移植中的免疫抑制药物开发提供了基础。

不过，小鼠肝脏移植模型也存在一些不足。

例如，小鼠的生理结构与人类不同，导致肝脏移植效果需要配合其他调控手段才能发挥最大的治疗效果。

三、小鼠肝脏移植模型在临床应用中的前景小鼠肝脏移植模型研究的热潮给人们带来了极大的期待，希望能有效地促进肝脏移植的临床应用。

目前，小鼠肝脏移植模型已被广泛地应用于肝脏移植相关的新药研究、肝脏再生等领域。

未来，随着相关研究的深入推进，小鼠肝脏移植模型有望实现与临床应用更好的衔接，推动肝脏移植技术的发展。

综上所述，小鼠肝脏移植模型的建立和研究具有重要意义，为肝脏移植的临床应用提供了理论基础和参考。

虽然小鼠肝脏移植模型研究存在一些不足，但随着相关研究的深入探索，相信小鼠肝脏移植模型的临床应用前景会更加广阔。