脑血管病动物模型制作步骤及方法

脑动静脉畸形动物模型制作及步骤以往的脑动静脉畸形动物模型为动静脉瘘，没有真正的畸形团结构。

Massoud等于1994年利用猪，通过外科血管吻合和血管内闭塞技术，次建立了含有畸形团结构的脑动静脉畸形动物模型。

(1)复制方法选用3～4月龄、体重为20～40kg的猪，雌雄不拘。

按100mg/kg体重的剂量肌内注射氯胺酮麻醉，经股动脉插管行血管造影。

右下颌骨向下做旁正中直切口约10cm，分离并暴露右侧颈总动脉和颈内或颈外静脉。

用9-0缝合线行右侧颈总动脉一颈内或颈外静脉端端吻合，将颈总动脉近心端和静脉远心端的残端结扎，并同时结扎右颈外动脉。

由此形成了以左咽升动脉为供血动脉，颅底微血管网为畸形团，右咽升动脉到右颈总动脉经吻合口至右颈外静脉共同构成引流静脉的具有畸形团的AVM模型。

随后立即行左侧颈总动脉和咽升动脉造影，以证实血液沿左咽升动脉、颅底微血管网，经右咽升动脉、右颈总动脉和颈动静脉吻合口向右颈内或颈外静脉分流，显示了符合AVM 的影像学特征。

(2)模型特点猪和一些偶蹄动物，如牛、羊等，在颅底有被海绵窦包裹的微血管网，猪颅底微血管网呈H形，大小约2cm×3.5cm×0.2cm，在血管造影片上酷似人的AVM的畸形团。

微血管网的血管平均直径为154μm，这些微小血管具有清晰的内弹性膜和明显的中间肌层(平均厚度为36μm)，微血管间有的结缔组织。

猪的颅底微血管网是制作脑AVM 动物模型畸形团的较好的组织结构。

(3)比较医学正常猪的咽升动脉内的平均动脉压为77mmHg，建立AVM模型后，左咽升动脉(即AVM型供血动脉)内平均压与右咽升动脉(即模型引流静脉)内的平均压的压力梯度差相似于右颈总动脉(模型引流静脉的一部分)内的平均压。

当用微粒栓子，如人胶原颗粒经左咽动脉行栓塞时，其内压逐渐上升，符合人脑AVM栓塞过程中供血动脉内压力的变化。

模型对人脑AVM有较好的模拟性。

脑卒中动物模型实验原理
1.1 缺血性脑卒中
2.1.2 线栓法
实验动物：MCAO大鼠、MCAO小鼠
模型特点：利用线栓闭塞大脑动脉血管，无需开颅，缺血时间和部位易控制，并发症少，是目前使用最广泛的脑卒中模型。

获取方法：可直接购买商品化模型
2.1.2 光化学法
实验动物：大鼠、小鼠
模型特点：无需开颅，重复性较高，病灶部位可控，但缺乏缺血半暗带，无法模拟部分病例的生理变化，适用于慢性脑缺血研究。

获取方法：系统给与光敏剂后，利用高强度光源照射，以激活脑区的光敏剂，产生脑水肿和血小板微血栓，造成局部梗死。

2.1.3 开颅电凝法
实验动物：大鼠、小鼠
模型特点：缺血效果稳定，出血量少，是目前公认的标准大脑中动脉闭塞模型，但开颅存在一定风险。

获取方法：右侧颞下入路进行开颅，采用双极电凝将大脑中动脉闭塞后切断。

1.2 出血性脑卒中
2.2.1 自体注入法
实验动物：ICH大鼠
模型特点：采集自体股动脉血注射至大鼠右侧基底节制作ICH模型，操作简便，出血部位稳定，与人类脑出血病理过程相似。

2.2.2 自发脑出血
实验动物：大鼠
模型特点：将高血压与出血性脑卒中有机结合，适用于高血压引起的脑出血病理生理机制研究。

获取方法：对SHR（自发性高血压）大鼠进行大脑中动脉结扎处
理
2.2.3 胶原酶注入法
实验动物：大鼠、小鼠
模型特点：操作简便，重复性高，与临床脑出血病理生理相似性高，但实验影响因素较多，稳定性较差。

获取方法：将胶原酶通过微量注射器注射入动物尾壳核内。

大鼠大脑中动脉缺血模型
大鼠大脑中动脉缺血模型是一种用于研究脑血管疾病的实验动物模型。

该模型通过阻塞大鼠大脑中动脉，使特定区域的脑组织缺氧，从而模拟脑卒中等脑血管疾病的病理过程。

该模型的建立常用的方法有两种：颅骨开窗法和线栓法。

颅骨开窗法是通过手术在大鼠头部挖取窗口，暴露出脑表面的动脉，然后用丝线或微疏松的阻塞物将动脉堵塞，造成脑缺血。

线栓法则是将一根细线或者硬化的凝血物插入大鼠颈动脉，将其推进至前大脑动脉分支处，从而阻塞动脉血流。

这种模型可以模拟脑血管疾病引起的脑缺血损伤，包括缺血区域的神经元死亡、神经胶质细胞激活、炎症反应等。

研究人员可以通过该模型观察脑缺血后的病理变化和分子机制，评估各种药物或治疗方法对脑缺血的治疗效果。

需要注意的是，动物实验必须符合伦理规范和相关法律法规，研究人员应尽量减少动物的痛苦和不适。

同时，在进行实验前需要仔细设计实验方案，选择适当的动物模型和操作方法，以确保实验结果的可靠性和准确性。

血管性痴呆(VD)动物模型制作及方法一、双侧颈总动脉阻断模型(Model of occlusion of bilaterial carotis communis artery)(1)复制方法雄性大鼠，体重为250～300g。

以水合氯醛(按350～400mg/kg体重的剂量)经腹腔注射麻醉后仰卧位，剃除颈部毛发，手术区域皮肤消毒。

颈部正中切口，钝性分离双侧颈总动脉，用1号线将其行结扎。

缝合切口后再行局部消毒，小心放回笼内(每笼一只待其完全清醒)。

局部伤口缝合前，可用庆大霉素3～5滴滴入局部伤口内防止感染。

术后正常饲养12周，自第13周起可开始分组给药治疗。

行为学检验可采用穿梭箱法和Morris水迷宫分析系统，进行定位航行实验和空间探索试验。

(2)模型特点术后的1～3周，陆续有动物死亡发生，其死亡率在20％～40％，因此需根据实验情况增加手术动物的总数。

(3)比较医学该模型由于阻断了双侧颈总动脉，造成了脑部急性供血不足，随后可通过基底动脉和基底动脉环血流调节以及逐渐形成的侧支循环所改善，但海马区达不到正常脑供血水平，形成慢性大脑缺血，模拟了人类由于血管粥样硬化使头颈动脉逐渐狭窄所致的慢性大脑供血不。

水迷宫实验显示，动物的定位航行和空间探索能力均降低，痴呆率达80％左右。

该模型可用于研究痴呆脑组织的形态及病理生理变化机制，也可用于判定某些治疗手段和药物的效果。

二、双侧颈总动脉、椎动脉阻断模型(Model of occlusion of bilaterial carotis communis artery with vertebral artery)(1)复制方法雄性大鼠，体重为300～350g。

以水合氯醛(按350～400mg/kg体重的剂量)经腹腔注射麻醉后俯卧位固定于立体定位仪上，剃除颈部毛发，手术区域皮肤消毒。

行背侧颈部正中切口，逐层钝性分离暴露双侧第1颈椎横突小孔，用直径0.5mm的电凝针烧灼双侧翼小孔内的椎动脉，造成闭塞。

全脑缺血再灌注动物模型建立方法引言全脑缺血再灌注是一种临床上常见的危重症，常见于心脏骤停、溺水等情况下，出现全脑缺血缺氧，随后通过复苏措施进行再灌注。

建立全脑缺血再灌注动物模型对于深入研究相关疾病的发病机制，评估治疗方法具有重要意义。

本文将介绍一种常用的全脑缺血再灌注动物模型的建立方法。

动物模型选择建立全脑缺血再灌注模型时，主要选择小鼠或大鼠作为实验动物。

一般情况下，小鼠更为常用，因其易于操作、成本较低，且其脑血管结构与人类相似，因此具有较高的可比性。

对于大鼠，其相对较大的体积能够更好地模拟人体情况，但操作相对较为复杂。

手术操作准备在进行全脑缺血再灌注动物模型的建立前，需要进行手术操作的准备工作。

首先需要进行动物的麻醉和固定，确保手术操作的安全性。

其次需要准备全脑缺血再灌注模型所需的仪器和设备，包括导管、监测仪器等。

在手术操作前，还需要对实验动物进行术前处理，包括禁食、定时给予抗生素等。

手术操作步骤1. 麻醉和固定：将实验动物置于麻醉箱内，使用合适的麻醉药物使其达到麻醉状态。

随后将其固定在手术台上，以确保手术操作的稳定性。

2. 手术部位暴露：在麻醉状态下，对实验动物进行皮肤消毒，随后进行手术部位的切开，暴露出颅骨表面。

3. 血管结扎：通过显微外科手术操作，对实验动物的颅骨表面的动脉和静脉进行结扎，以模拟全脑缺血的状态。

4. 缺血时间控制：根据实验设计的需要，控制全脑缺血的时间，一般为15至20分钟。

5. 再灌注：在全脑缺血一定时间后，通过解开血管结扎，使血液重新灌注至大脑。

6. 术后处理：对实验动物进行术后处理，包括给予液体、保暖、饲养等。

检测指标和评价方法建立全脑缺血再灌注模型后，需要对实验动物进行一系列的检测和评价，以评估其神经功能恢复情况。

常用的评价指标包括神经行为学评分、脑组织病理学检测、神经元凋亡检测、脑组织炎症因子检测等。

通过对这些指标的检测和评价，可以全面地评估全脑缺血再灌注模型的建立效果，为后续的实验研究提供可靠的依据。

全脑缺血再灌注动物模型建立方法一、引言脑缺血再灌注模型是研究脑缺血再灌注损伤的重要手段，对于深入理解缺血性脑损伤的病理生理机制，探索新的治疗方法具有重要意义。

本文将详细介绍全脑缺血再灌注动物模型的建立方法。

二、准备工作1. 实验动物：选择健康成年小鼠、大鼠或兔，确保其无疾病、无遗传性疾病。

2. 设备：准备好手术器械、显微镜、止血钳、无创血压计、冰冻浴盆、恒温湿毛巾等。

3. 药物：准备适量麻醉剂、抗生素、输液用品等。

三、全脑缺血模型的建立1. 麻醉：使用麻醉剂对实验动物进行全身麻醉。

2. 暴露手术部位：对实验动物进行全身消毒，打开腹腔，暴露手术部位。

3. 制作全脑缺血：使用特制的夹子将实验动物的脑血管夹闭，制造全脑缺血。

具体夹闭部位和时间需要根据实验需求进行调整。

四、再灌注过程的控制1. 解除血管夹闭：缺血时间结束后，缓慢解除血管夹闭，恢复血流。

2. 观察再灌注情况：在再灌注过程中，密切观察实验动物的神态、行为变化，以及脑部颜色、肿胀等情况。

五、模型评估与结果记录1. 评估再灌注效果：再灌注过程结束后，评估实验动物的全脑缺血再灌注效果，记录相关数据。

2. 观察病理变化：对实验动物的大脑组织进行病理学检查，观察缺血再灌注损伤后的病理变化。

3. 结果记录与分析：将观察到的结果进行记录，并对结果进行分析，为后续研究提供基础数据。

六、注意事项1. 麻醉剂的使用要适量，避免对实验动物造成过大的伤害。

2. 手术过程中要保持无菌操作，避免感染。

3. 制作缺血模型时，要确保夹闭的血管部位准确，时间适当，避免影响实验结果。

4. 再灌注过程要缓慢，确保血流的恢复不会对实验动物造成过大的刺激。

5. 病理学检查要取样准确，切片处理要规范，确保检查结果的准确性。

七、总结本文详细介绍了全脑缺血再灌注动物模型的建立方法，包括准备工作、缺血模型的建立、再灌注过程的控制和结果记录等。

该模型可用于研究脑缺血再灌注损伤的病理生理机制和探索新的治疗方法。

mcao造模流程脑卒中造模技术（Middle cerebral artery occlusion，MCAO）是一种常用的脑卒中模型制备方法，通过阻塞大脑中动脉的某一分支（通常选用大脑中动脉主干的一支——Middle cerebral artery），模拟缺血性脑卒中的发病机制，进而研究脑卒中的病理生理机制、药物治疗效果等。

下面将详细介绍MCAO造模流程。

一、选择动物模型1.1 实验动物选择常见的实验动物包括小鼠、大鼠和猪等，其中小鼠是最常用的实验动物，其体型小、价格低廉、易于饲养管理，同时其脑血管结构较为接近人类，是进行脑卒中研究的理想动物模型。

1.2 动物品系选择在进行动物实验前，需要选择适合的动物品系。

一般选择体重在20-30g之间的健康雄性小鼠，如C57BL/6、BALB/c等品系。

在选择动物时，需注意保证动物的健康状况，确保实验结果的可靠性。

二、MCAO造模手术准备2.1 手术器械准备准备各种手术器械，如手术刀、镊子、显微镊子、细胞吸管等。

保证手术操作的顺利进行。

2.2 麻醉和固定动物将实验动物置于麻醉机中，给予全身麻醉，使其处于深度麻醉状态。

然后将动物固定在手术台上，以确保手术操作的稳定性。

2.3 消毒处理在手术前，需对手术器械、手术区域进行消毒处理，以减少术后感染的风险。

一般使用碘酒或酒精等对皮肤和手术器械进行消毒。

2.4 体温调节在手术过程中，需要注意保持动物的体温稳定，可在手术台下方放置保温器，以保持动物的体温在恒定水平。

三、MCAO造模手术操作3.1 手术部位定位根据动物的头骨特征，在颅骨的边缘位置找到上颞嵴和眼轴之间的凹陷处，这个位置即为手术部位。

3.2 手术切口和暴露动脉在手术部位进行皮肤切口，暴露颅骨表面后，使用高速齿钻穿透颅骨，直至到达脑膜下，用细钳和显微镊子逐层剥离组织，直至暴露中动脉。

3.3 中动脉闭塞使用单根尼龙线或血栓栓钳，在中动脉主干或其分支处进行闭塞，通过牵拉线或闭钳将中动脉关闭，模拟缺血性脑卒中的病变过程。

全脑缺血动物模型制作步骤及方法1两动脉阻断法(occlusion of bilaterial carotis communis artery) (1)复制方法 SD大鼠，雌雄不拘，体重为250～300g。

经腹腔注射水合氯醛(350～400mg/kg体重的剂量)或戊丨巴丨比丨妥丨钠(50～60mg/kg体重的剂量)麻醉后，仰卧位固定，剃除颈部毛发，手术区域皮肤常规消毒。

颈前正中切口，分离双侧颈总动脉(carotis communis artery, OCA)，夹闭双侧CCA，同时合并低血压以减少脑血流量，造成急性脑缺血。

由于啮齿动物(沙土鼠除外)脑血液循环有较人类丰富的侧支循环，仅结扎双侧CCA不足以明显降低脑血流量(CBF)，因此结合降压药三丨甲噻吩、酚妥拉明或静脉放血等方法使动脉血压降低至50mmHg(6.7kPa)，使CBF降低至正常的5％～15％。

放血方法：由颈静脉插管至右心房，供放血并连续记录EEG。

采用抽血的方法放血，失血达80mmHg(10.7kPa)时结扎双侧颈动脉，再继续抽血，使血压降至6.7kPa。

(2)模型特点此方法的优点是操作简便，用一次性手术即可完成，阻断可逆，可人为控制动物呼吸。

采用这种方法复制的模型，能进行缺血再灌流损伤的研究，模拟了临床上休克、心功能不全、脑血管严重狭窄或阻塞合并血液低灌流引起的脑循环障碍，造成不同程度的脑组织缺血损伤。

因而，对于探讨人类缺血性脑损伤的发病规律，评价抗脑缺血药物的疗效等有价值。

缺点是：①模型不能在清醒动物上复制，无法研究血管狭窄后行为学的变化。

②常因存在侧支循环而造成缺血不，部位不宜确定。

③脑缺血时限长，有时导致脑缺血后抽搐、癫癎等并发症的发生。

且由于低血压状态，可干扰其他器官、组织的供血和实验结果。

此方法除可用于大鼠外，也可用于兔、猫和猴的性脑缺血。

2四动脉阻断法(occlusion of four blood vessels)(1)复制方法 SD大鼠，雌雄不拘，体重为250～300g。

脑缺血模型实验的建立1.小鼠急性脑缺血模型的建立[1,2]1.1方法：昆明小鼠，60只，雌雄各半，分成6组每组10只。

分别为模型组,假手术组,阳性对照组，受试药高、中、低剂量组。

阳性对照组每天腹腔注射舒血宁注射液5．2ml／kg，假手术组及模型组腹腔注射等剂量的生理盐水，受试药高、中、低剂量组分别腹腔注射等量的相应药物，连续给药5d。

于末次给药30min后．各组小鼠用乙醚麻醉，暴露双侧颈总动脉及迷走神经，并用细手术线结扎该动脉及神经．缝合皮肤．假手术组除不结扎血管神经外均同于受试药组。

小鼠结扎10min后立即断头取脑（保留大脑及间脑），称重。

用4℃生理盐水冲洗．并用4℃生理盐水制成10％的脑组织匀浆（约取0.1或0.3g）。

此匀浆液4℃3000r／min离心10min，取其上清液。

1.2观察指标：（脑指数=脑湿重/体重×100%）、小鼠脑组织匀浆中LDH、SOD、MDA活性和Ca2=-ATPase、Na=-K=- ATPase的含量。

2．线栓法建立MCAO脑缺血模型的建立[3,4]2.1方法：SD大鼠120只，雄性，分成6组每组20只。

分别为模型组,假手术组,阳性对照组，受试药高、中、低剂量组。

阳性药物组及受试药物组每天腹腔注射(ip)给药1次．连续给药3d，术后持续给药3d后处死。

假手术组及模型组术前3d及术后3d给予腹腔注射生理盐水。

MCAO 脑缺血模型制备：各组大鼠用10%水合氯醛（0.4-0.5ml/100g）腹腔注射麻醉，大鼠固定于手术台上，颈部正中作2cm长切口，逐层暴露左侧颈总动脉（CCA）、颈内动脉（ICA）、颈外动脉（ECA）。

在ECA深面穿二条细线，近心端打一活结，并推向ECA根部，远心端结扎ECA及其分支，分离ICA主干至翼腭动脉（PPA），并在其根部小心结扎PPA，同时夹闭CCA，在ECA残端剪0.2mm小口，然后将用浓度为2.4×106/L肝素钠溶液浸泡好的栓线（4-0尼龙线）插入，轻推尼龙线尾端经CCA分叉部沿ICA入颅，至大脑前动脉（ACA）（约19～20mm），再往回拉约2mm 即至大脑中动脉口，以阻断大脑中动脉（MCA）及颅内反流来源的血流。