小鼠尾静脉注射

小鼠尾静脉注射标准操作规程
目的：本标准描述实验人员进行小鼠尾静脉注射的操作规程。

规程
1.先将动物固定在固定器内或扣在烧杯中，使尾巴外露。

2.尾部用45～50℃的温水浸泡半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化。

3.然后将尾部向左或向右拧好，使一侧尾静脉朝上。

4.左手食指和中指捏住鼠尾上下，使静脉充盈，用无名指从下面托起尾巴．以拇指和小指夹住尾巴的末梢。

5.右手持注射器(连5号细针头)，使针头与静脉平行(小于30~)，从尾下四分之一处进针。

6.刺入后先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。

7.一般推进速度为0．05ml／秒～0．10ml／秒，一次注射量为O．05ml ／lOg体重～O．25ml／lOg体重。

8.注射完毕后把尾巴向注射侧弯曲以止血。

注意事项
在小鼠尾部有四根血管十分明显：背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉，尾静脉注射应选取两侧的血管。

小鼠尾静脉注射心得培训资料
小鼠尾静脉注射心得
小鼠尾静脉注射心得
对血管的选择
1.小鼠尾部有三条静脉，左右两边各一条而且比较浅，容易穿刺；中间一条较深不容易找到，建议尽量不要选择。

另外穿刺选择尾部中下1/3-1/2处比较好，因为此处皮肤较薄，可以用75%的酒精反复擦拭穿刺部位血管，使其充盈，并使皮肤的角质层软化，便于穿刺。

或者在注射之前，小鼠尾巴用温水泡大约
2min,（水温大约50℃），这样才能使血管充分舒张。

注射前用干棉球擦干，从下往上扎。

这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。

2.针的选择：书上说使用的是1ml的注射器，有人在实验中用的是头皮针，后接1ml注射器，因为头皮针针头更小，对血管的损伤更小，适合连续多次给药，其次使用头皮针穿刺后，我们可以通过回血来判断穿刺是否成功。

（4号半1ml 注射器已经足够且容易进针。

3.注射手法：左手食指和中指上下夹住你所选择血管的靠近身体的一边，无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾（建立一个穿刺的平面的作用），拇指压住所选血管的尾尖端，上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜。

（否则容易人为建立穿刺的角度，而使右手持穿刺针穿刺过深，导致穿刺失败。

）右手持穿刺针，针斜面向上，针与皮肤稍成一角度（10℃左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。

如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。

若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则针扎深了。

看到回血表明成功，还可以回抽，见到回血后表明穿刺已进入血管，可以给药。

小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球（酒精棉球和干棉球）、试管夹、橡胶手套、固定器(自制，将50mL螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔，离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔)，电热恒温水槽。

二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。

2.尾静脉的准备对于小鼠，其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。

动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0 .5 mm，但当遇到热水，75 %酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9± 0 .7 mm。

可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉法适用于室温较低的情况。

如果是炎炎夏天，可直接省去热水浸泡，改为喷酒精即可。

3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。

背部1天，两侧各1条。

由于背部静脉较深，较细，一般选择侧面的2条。

4.注射器的选择选择1-2ml注射器，针头采用4号或4.5号（外径为0.4mm，0.45mm）。

注射器吸入药液后，应将空气推出，防止因空气栓塞。

5.注射用75%酒精消毒鼠尾后，一般在尾部远端的1/3到1/2处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易，而且一旦注射不成功，可以有更多近端注射的余地。

将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上，右手进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，一旦进入，将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。

如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。

若针头不在血管中，手感针行有阻力。

进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了。

如果推液阻力较大，甚至注射处出现渗液，则说明不在静脉内，需要重新调整注射。

各位高手提供的方法希望对你有帮助我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。

尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。

注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。

我推药液时也挺顺的。

但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。

但推走后，看到的就是血管变白了。

是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。

我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。

请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。

经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈2－酒精涂搽或温水浸泡3－剃须刀备皮4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。

5－普通细针容易移位和穿破血管。

用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。

进针时角度要小一些，一般15°就行了。

进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。

注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。

左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。

在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。

之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。

小鼠尾静脉注射：高手经验谈1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。

我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。

（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下2/3~1/2处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺. 或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。

用干棉球擦干。

血管应选择两侧的血管，从下向上扎。

这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。

3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针）4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下1/3部位，针斜面向上，在尾部的下1/3-1/2处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。

如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。

若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。

小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球（酒精棉球和干棉球）、试管夹、橡胶手套、固定器(自制，将50mL 螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔，离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔)，电热恒温水槽。

二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。

2.尾静脉的准备对于小鼠，其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。

动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0 .5 mm，但当遇到热水，75 %酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9±0 .7 mm。

可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉法适用于室温较低的情况。

如果是炎炎夏天，可直接省去热水浸泡，改为喷酒精即可。

3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。

背部1天，两侧各1条。

由于背部静脉较深，较细，一般选择侧面的2条。

4.注射器的选择选择1-2ml注射器，针头采用4号或4.5号（外径为0.4mm，0.45mm）。

注射器吸入药液后，应将空气推出，防止因空气栓塞。

5.注射用75%酒精消毒鼠尾后，一般在尾部远端的1/3到1/2处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易，而且一旦注射不成功，可以有更多近端注射的余地。

将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上，右手进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，一旦进入，将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。

如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。

若针头不在血管中，手感针行有阻力。

进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了。

如果推液阻力较大，甚至注射处出现渗液，则说明不在静脉内，需要重新调整注射。

：高手经验谈1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。

我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。

（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺.或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。

用干棉球擦干。

血管应选择两侧的血管，从下向上扎。

这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。

3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针）4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下部位，针斜面向上，在尾部的下处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。

如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。

若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。

可轻推液体验证。

（联系那么多次，发现开始不能很顺利的进针，原因大部分就是插进去然后有个挑起的过程）5.穿刺结束后,用纱布压住穿刺部位反折尾部进行止血.良好并彻底的止血对于血管可以起到很好的保护作用,这对于需要天天穿刺给药是非常有用的.（一般小鼠需要按压时间很长，否则易引起出血）使用无菌的1毫升的无菌小注射器足够了，药店里到处是卖的。

尾静脉注射技巧
尾静脉注射是指将药物注射入小鼠、大鼠尾部的静脉，通常用于实验室动物的药理研究、毒理研究和生物学实验等研究领域。

以下是尾静脉注射的技巧：
1.准备好注射器、药物和针头。

注射器选择0.5毫升或1毫升的，针头可以选择30号或32号。

2.将小鼠或大鼠置于实验台上，用70%乙醇清洁尾部。

3.可以用温水浸泡尾巴5-10分钟，使尾巴血管扩张，易于找到尾静脉。

4.用手指轻轻压迫尾部，将血液推至尾的远端，找到尾的基部，可以在尾基部用光镜找到明显的血管。

5.用消毒的针头轻轻扎破皮肤，针头与血管成约45度角度插入尾静脉，向远端轻轻推进，直到看到血液。

6.吸取药液，将药物注入尾静脉内。

7.拔出针头，用棉球或压迫止血器压迫注射部位，避免流血。

8.观察研究动物的反应状态，如有异常情况及时处理。

注射完毕后，可以将小鼠或大鼠放回笼子内，并留意其情况，通常注射后应保持动物安静，24小时内不给予水和食物。

需要注意的是，尾静脉注射对动物可能存在一定的刺激和压迫，应根据具体实验需要和动物功能状态选择注射液量和注射频率，避免超量或过
度注射导致动物伤害和严重不良反应。

同时也要严格按照实验室动物合法管理要求进行操作，减少对动物的伤害。

小鼠尾静脉病毒(腺病毒、慢病毒)注射操作步骤小鼠尾静脉病毒(腺病毒、慢病毒)注射操作步骤1、固定建议自制了一个小圆筒，筒的直径正好容下一直小鼠，筒的一端是盲端，筒身上开了N个通气空，有一个后盖，后盖上留有一圆孔，正好容下尾巴。

由于小鼠有钻洞的习性，把它往筒口一放，自己就钻进去了，然后把尾巴从盖孔中穿过，盖上后盖即可。

找一张桌子，把尾巴压在桌边沿上，由于边沿是个直角，把尾巴的下1/3处压在直角上能使尾部暴露很好。

2、扩张血管小鼠尾静脉用热水泡一下或是用75％的酒精擦拭小鼠尾静脉，以使注射前使尾静脉充分充血扩张；或是在上方悬挂一灯泡，在适当距离烤尾静脉也可以使尾静脉充血扩张。

3、注射小鼠尾静脉共三根，一根背侧，另两根分置于两侧，腹侧是动脉。

每只小鼠病毒注射量：以下为建议，具体的注射量需要实验摸索纯化过腺病毒：1-5×109毒量注射(1)，比如纯化腺病毒滴度为1×1011PFU，则每只小鼠注射体积约为10-50ul。

浓缩慢病毒：1-5×107毒量注射，如慢病毒滴度为1×108PFU/ml，则小鼠理论上注射100-500ul，实际上每次注射体积有严格要求（见下方），所以如果量不够，需要分多次注射，每次注射至少间隔1-2天。

每只小鼠病毒注射体积：注射体积不要超过200ul，最好控制在100ul以下，注射剂量过多，也会发生充血性心衰。

关于注射针：一般小鼠尾静脉注射可采用1ml注射器，并更换为4号针头。

（不要用1ml注射器配套的针头，太大了！）建议选用胰岛素注射针（有大小容量，见下图，有很多厂家，图为BD的胰岛素针），可按需选择。

尾静大鼠四号针头300ul小鼠四号针头100ul注意：1.一开始最好从小鼠尾静脉的末端开始注射，如果在中前端注射一旦失败这样可以防止注射的数次失败后液体漏出。

2.注射时手上的感觉很重要，如果针头进入尾静脉，手上会有一种透空感，另外针头如果进入后，液体的推射会很顺利；如果，感觉液体推不进去，很费力，说明针头没有进入尾静脉，而是进入了周围的软组织。

小鼠尾静脉注射操作要点
1. 嘿，你知道吗，小鼠尾静脉注射关键之一就是得找对位置呀！就像射箭要瞄准靶心一样，得准确找到那细细的尾静脉。

比如用手指轻轻按住小鼠尾巴根部，让静脉鼓起来，这时候可千万别手抖啊！要不然可就扎偏啦。

2. 一定要保持耐心呀！这可不是一下子就能搞定的事儿，就跟你拼图似的，得慢慢来。

注射的时候别着急，慢慢推进药液，你着急了，小鼠也会感受到你的慌张呀！比如稍微快点推药，小鼠可能就会乱动哦。

3. 消毒这个步骤可别小瞧了啊！这就好比出门前要整理好衣服一样重要。

要用酒精好好擦擦，不然感染了可不得了。

就像你受伤了不消毒会发炎一样呢！
4. 注射的角度也很有讲究哦！太斜了不行，太直了也不行，这就像走平衡木一样，得把握好那个度。

比如说角度不对，药液可能就进不去或者漏出来啦。

5. 还有呀，要控制好力度呀！不能太轻也不能太重，这和你开门时用的力气差不多吧。

太轻了门打不开，太重了会把门弄坏呀！要是注射力度不对，小鼠会很不舒服的呢。

6. 最后啊，多练习才能熟能生巧呀！刚开始可能会失败，别灰心，谁还没有个学习的过程呀！就像学骑自行车，一开始会摔倒，但多练几次就会啦。

每次练习都要总结经验，这样下次就会做得更好啦！我觉得呀，只要掌握好这些要点，小鼠尾静脉注射也没那么难嘛！。