尾静脉注射

小鼠尾静脉注射的心得体会Prepared on 22 November 2020小鼠尾静脉注射的心得体会IV比IP困难许多，我练习了非常久了之后，才抓到窍门。

由于当时没有一个人能指导我，所以我的IV技术可说是完全自己摸索出来的。

当我遇到困难时，找了许多课本、网络，可是读了却做不出来，果然theory跟practical之间还是有差距的。

一般书本所形容的IV很简洁，但实际情况要复杂许多，因此不先训练，是一定打不好静脉针的。

照例，打针之前，先量体重、准备要打的液体、做好稀释、load好进针筒里面。

准备好完这些后，就开始要抓老鼠了。

但打IV不能靠普通的restraint方法，因为打静脉要很固定的，不能有丝毫动摇。

因此需要一个restrainer，就是一个小小的塑胶东东，来困住老鼠，但它的尾巴可以掉出来。

你就抓住它的尾巴，然后往尾巴上的静脉打针。

这个restrainer一定要把老鼠牢牢地关在里面，一点都不能动才可以。

这时就要尽量把老鼠压在里面，压成一团也没问题，只要不要弄到它骨折，或者呼吸困难就可以了。

一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里，但因为IV需要的是绝对的动弹不得，所以它会被关压到蛮不舒服的。

而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的，所以打尾巴针对它们来说是相当痛的。

如果不牢牢困住，就算有一点点的位置，它也会挣扎的，它一挣扎，你就打不到了。

为什么那么困难呢就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大，很小而已，只要稍微移动，很容易就打错地方了。

打静脉的针头我一般用30G，是比26G更加细的针头。

我把步骤简化如下：1)把针尖向下，即bevelup，这样比较容易刺进去，位置也能很精准2)从尾巴的最后面开始试，不要一开始就刺比较靠近身体的部位，因为如果弄错了，还可以一直往上继续试，但如果一刺就刺靠近身体的，就没办法再上了3)老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的，就对准红色的线条4)尾巴要抓紧，不要有丝毫动摇，有时候老鼠会挣扎，就要大力一点抓尾巴5)刺进去时，尽量把针摆得跟尾巴越平行越好，因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面，如果有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去)6)可以尽量刺深一点，只要是平行就好，刺得够深的话整支针可以挂在那里不会掉下来的7)往后拉一拉plunger，如果看到血，位置就对了！8)位置对的话，保持针的不动，然后注射，注射的时候会觉得很顺畅，而且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所注射的液体所flushed，所以红色就会慢慢变成白色9)最后把针拉出来，针口的位置会流一点血(代表真的是血管嘛)，然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了那错误又会怎样发生咧举例如下：1)明明是看到自己刺到红色的线条了，可是往后拉的时候没看到血，只是感觉真空压力，这时就可以肯定刺错位置了，刺到尾巴的其他组织上，要拉出来再找一个地方刺，一般不要再刺回同样一个位置2)开始注射后发现很难注射，plunger遇到很大的阻力似的，其实这也是打错了，不在血管里面就会这样，这时你就会看到你打针的部位周围开始泛白，但这个泛白跟血管里面泛白不同，这个泛白就围绕在你打针的部位，而且尾巴的那个部分会开始肿胀。

各位高手提供的方法希望对你有帮助我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。

尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。

注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。

我推药液时也挺顺的。

但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。

但推走后，看到的就是血管变白了。

是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。

我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。

请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。

经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈2－酒精涂搽或温水浸泡3－剃须刀备皮4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。

5－普通细针容易移位和穿破血管。

用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。

进针时角度要小一些，一般15°就行了。

进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。

注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。

左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。

在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。

之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。

（1）天之饺子:→首先将大鼠的尾巴拉直，绷紧。

（关键）进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针。

（用4号针头）针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了！如针头处出现皮丘则说明在皮下，推出重来。

进针处最好在尾巴的1/3-1/2处，甚至可以更下一点。

这样一次失败了还可以往上再来，不要马上在最高处打，因为你们要打这么多天。

要为以后作准备。

用热水、酒精、红外都可以扩张血管。

可以视情况而用。

总而言之，最重要的是“熟能生巧”。

你最好先练习一下或请高手相助。

不然到了最后几天，真的很难打的。

希望这些对你有用。

我觉得大鼠的尾巴比小鼠长且粗，有左，右两根。

我想打的好应该没问题的。

→你的是什么细胞？一定要尽量把细胞打散，不然很容易引起栓塞！（2）小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。

如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行（3）ycr一定要用热水或者热毛巾焐热，使静脉扩张；选用适当的针头，越细越好；在尾部较靠近上段的地方注射，这里血管比较大（4）winson建议你先用蓝墨水练手，因为新手往往看不出打入的是皮下还是静脉其实真的只能熟能生巧一般推荐在尾下1/3处进针，但是我觉得1/2处准确度较好，个人经验针头可以插深入些，防止意外摆动戳破静脉而注入皮下，很多时候你觉得进了血管打的却是皮下，就是因为这个原因（5）hjpkf本人练尾静脉注射已经有一段时间了，经常是失败的机会比成功的几率高得多，但也有一些感受：动物越小越好操作，小鼠比大鼠容易，幼年大鼠比成年大鼠容易；对于小鼠最好还是尾静脉注射，这样损伤最小；成年大鼠实在不行可以选股静脉注射，相对要容易一些；最重要的一点，必须多练，进针时的那种感觉必须自己好好体会，熟能生巧，这是常识。

眼眶后注射和尾静脉眼眶后注射是一种常见的眼科治疗方法，它通过将药物注射到眼眶后部，直接作用于眼部组织，以达到治疗眼部疾病的目的。

眼眶后注射的主要途径是通过针头穿刺眼眶后部，将药物注射到目标位置。

这种方法具有直接、快速、高效的特点，可以减少药物在体内的代谢和分解，提高治疗效果。

眼眶后注射主要应用于以下几种情况：一是治疗眼部炎症。

眼眶后注射可以将抗炎药物直接送达到炎症部位，减轻炎症反应，缓解眼部不适。

二是治疗眼部感染。

眼眶后注射可以将抗生素等药物直接送达到感染部位，杀死病原体，缓解感染症状。

三是治疗眼部肿瘤。

眼眶后注射可以将抗肿瘤药物直接送达到肿瘤部位，抑制肿瘤生长，减少恶性肿瘤的扩散。

眼眶后注射需要经过专业医生的指导和操作，因为眼眶部位靠近重要的神经和血管，操作不当可能会对患者的眼部和身体健康造成严重影响。

在进行眼眶后注射前，医生会对患者进行全面的眼部检查，评估患者的眼部病情和身体状况，确保手术的安全性和有效性。

而尾静脉是人体尾部的一个重要血管，它连接着下肢和心脏，起到血液循环的重要作用。

尾静脉注射是一种将药物经尾静脉注入体内的方法，以达到快速传递药物和治疗疾病的目的。

尾静脉注射通常在动物实验中使用，用于给小鼠、大鼠等实验动物注射药物。

尾静脉注射的优点是简单、方便，可以快速将药物输送到体内各个器官和组织。

尾静脉注射通常用于给实验动物注射镇静剂、麻醉剂、抗生素等药物，以便进行各种实验研究。

尾静脉注射需要注意的是药物的剂量和注射速度，过高的剂量或过快的注射速度可能会对实验动物造成伤害。

总结起来，眼眶后注射和尾静脉注射是两种不同的医疗技术，分别应用于眼科治疗和实验动物实验中。

它们都具有直接、快速、高效的特点，可以减少药物代谢和分解，提高治疗效果。

然而，由于涉及到眼部和血管等重要结构，操作时必须非常谨慎，遵循医生的指导和建议。

在科学研究和医疗实践中，我们可以根据具体需求选择适当的注射方式，以达到最佳的治疗效果。

：高手经验谈1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。

我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。

（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺.或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。

用干棉球擦干。

血管应选择两侧的血管，从下向上扎。

这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。

3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针）4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下部位，针斜面向上，在尾部的下处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。

如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。

若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。

可轻推液体验证。

（联系那么多次，发现开始不能很顺利的进针，原因大部分就是插进去然后有个挑起的过程）5.穿刺结束后,用纱布压住穿刺部位反折尾部进行止血.良好并彻底的止血对于血管可以起到很好的保护作用,这对于需要天天穿刺给药是非常有用的.（一般小鼠需要按压时间很长，否则易引起出血）使用无菌的1毫升的无菌小注射器足够了，药店里到处是卖的。

尾静脉注射技巧
尾静脉注射是指将药物注射入小鼠、大鼠尾部的静脉，通常用于实验室动物的药理研究、毒理研究和生物学实验等研究领域。

以下是尾静脉注射的技巧：
1.准备好注射器、药物和针头。

注射器选择0.5毫升或1毫升的，针头可以选择30号或32号。

2.将小鼠或大鼠置于实验台上，用70%乙醇清洁尾部。

3.可以用温水浸泡尾巴5-10分钟，使尾巴血管扩张，易于找到尾静脉。

4.用手指轻轻压迫尾部，将血液推至尾的远端，找到尾的基部，可以在尾基部用光镜找到明显的血管。

5.用消毒的针头轻轻扎破皮肤，针头与血管成约45度角度插入尾静脉，向远端轻轻推进，直到看到血液。

6.吸取药液，将药物注入尾静脉内。

7.拔出针头，用棉球或压迫止血器压迫注射部位，避免流血。

8.观察研究动物的反应状态，如有异常情况及时处理。

注射完毕后，可以将小鼠或大鼠放回笼子内，并留意其情况，通常注射后应保持动物安静，24小时内不给予水和食物。

需要注意的是，尾静脉注射对动物可能存在一定的刺激和压迫，应根据具体实验需要和动物功能状态选择注射液量和注射频率，避免超量或过
度注射导致动物伤害和严重不良反应。

同时也要严格按照实验室动物合法管理要求进行操作，减少对动物的伤害。

小鼠静脉注射这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。

但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。

操作步骤：1. 首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。

这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。

还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。

圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。

另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。

网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。

圆筒的长度约10cm，直径约3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。

2. 固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。

3. 注射前首先要让小鼠的血管充盈。

可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。

若小鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。

温水浸泡2～3分钟后，取出小鼠尾巴，用干棉球擦拭。

等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。

若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。

4. 小鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。

一般要求进针部位靠近小鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。

但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以小鼠尾巴下三分之一的位置比较好。

5. 最关键的就是进针了。

大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得- -大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得关键步骤是:1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。

小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。

如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

或者用这个方法：1 小鼠要固定好，自制一个笼子，前面通气，中间最好有一个挡板，让小鼠不能后退，筒子后面开一个口，尾巴从这里出来，这样固定牢靠；2、注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟，有利于注射；3、先远后尽，不要一开始就从尾根部，那样失败了不好办；4、进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。

至于能否穿进，个人手感如何，全靠自己啦。

多练习，一定很快掌握的，不难，绝对不难！我练习10余只小鼠就比较熟练了2. 用酒精棉球擦拭尾巴,使血管扩张;或者用热水或者热毛巾焐热，使静脉扩张；选用适当的针头，越细越好；在尾部较靠近上段的地方注射，这里血管比较大。

用酒精或热水擦拭，擦拭的时候，可把尾巴用力扯在桌面上。

注射状态为尾巴发白，紧靠白色的尾骨两侧清晰可见两根红色静脉。

3.用左手的食指,中指,无名指及大拇指将小鼠尾巴固定,; 手法：握住1ml注射器前面0.1ml处。

右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处按此手形进针；看针尖前面那个斜面有3/4（关键），如果血管充盈则进1/2，进入，停，上挑针头，进针；左右轻摆动，如可动，可注射。

原则是：把你第一次打进的手形，完全固定下来，每次都重复。

4.注射:注射时左手扯尾，使尾巴紧贴桌面，尾巴与桌边紧贴转弯处为进针部位，一般选择距尾尖1/4或1/3处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易。

小鼠尾静脉注射的几点体会本文从网络收集而来，上传到平台为了帮到更多的人，如果您需要使用本文档，请点击下载按钮下载本文档（有偿下载），另外祝您生活愉快，工作顺利，万事如意！论文导读：小鼠尾静脉注射是药理，毒理实验中常用的注射方法，也是医学学生必备的技能之一，本文主要总结了医学本科生小鼠尾静脉注射实验中的几点体会。

关键词：小鼠尾静脉注射，体会在医学研究中，小鼠常常被选为实验对象，进行药理、毒理实验、肿瘤实验及各种急、慢性实验。

小鼠目前的给药方式有灌胃给药，腹腔注射，皮下注射，尾静脉注射等[1] 。

尾静脉注射是一项重要的给药方法，由于小鼠尾静脉较细，尾静脉难度大，在学生实验中的广泛应用受到了限制。

发表论文。

为此，笔者把实践过程中得出了一些经验介绍如下，以供大家交流。

发表论文。

1.器材与方法器材：1ml一次性注射器，棉球，纱布，毛巾或面纱手套方法简介：将小鼠固定在小鼠固定器中，使其尾巴露出。

用手指压迫尾根部的两侧片刻，一手食指从下面托起尾尖部,与拇指捏住并微微转动,使左或右侧的静脉向上，一手持4号或号针头注射器，在距尾尖1／2或1／3处进针。

发表论文。

一次注射量为~ ml/10 g体重。

注射完后拔出针尖，把尾部向注射侧弯曲或以棉球压迫止血[2]。

2.小鼠尾静脉注射的体会实验开始之时，应注意检查小鼠固定器是否完好，注射针头是否变钝，否则应注意更换，以免由于实验器材的问题造成不必要的困扰，影响实验的进度。

小鼠尾部的血运十分丰富，在其背、腹及左右两侧有数条动静脉伴行的血管丛。

其中背、腹各一根的动脉与左右各一根的静脉最为明显。

动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于±0 .5 mm，但当遇到热水,7 5 ％酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为±0 .7 mm[3]。

压迫尾根部使血管充盈，此外，使用40”C左右的热水浸泡鼠尾l 0~2 0 s或使用75％酒精棉球强檫，软化角质，还可以灯泡靠近鼠尾烤均可以使血管更加充盈、清晰。

小鼠股静脉注射与尾静脉注射效果比较付丽萍,丁 艳,马学芳,聂玉琴关键词:静脉注射;小鼠;注射效果中图分类号:R 471 文献标识码:A d o i :10.3969/j.i s s n .1009-6493.2015.27.053 文章编号:1009-6493(2015)09C -3451-01 在医学研究过程中,小鼠由于体型小㊁易于控制㊁饲养管理方便,常被用作动物实验㊂而小鼠尾静脉注射就是常用的方法之一,但由于小鼠尾静脉较细,同时尾部皮肤角质层较厚造成穿刺难度较大,在很大程度上影响了实验的进展,笔者在小鼠尾静脉注射造影剂的实验当中总结了一种新的静脉穿刺方法,其操作更简单㊁穿刺成功率更高,现介绍如下㊂1 材料与方法1.1 材料 选取雌性B A L B /c n u /n u 裸鼠40只,鼠龄4周~6周,体重14g ~18g ㊂饲养环境:S P F 级,分笼饲养,笼具㊁垫料㊁饮用水和食料均经灭菌处理,按标准方式给予,裸鼠自由进食及饮水㊂随机分为A 组和B 组各20只㊂材料包括1.5mˑ1.2m 操作台1张㊁10%水合氯醛㊁75%乙醇㊁生理盐水㊁412头皮针数个㊁医用胶布1卷㊁医用棉签及一次性5m L ㊁1m L 注射器㊂1.2 方法1.2.1 操作方法 A 组用1m L 一次性注射器抽取10%水合氯醛0.2m L 在裸鼠腹部皮下注射0.2m L ,待裸鼠镇静,将裸鼠平卧放置于1.5mˑ1.2m 操作台面上,协助者一人分开裸鼠后退与腹部,充分暴露左右腿内侧,选择清晰可见的股静脉1条,用75%乙醇棉签擦拭消毒预穿刺部位,操作者右手持412头皮针,拇指㊁食指前后固定针柄,左手握住裸鼠小腿并绷紧选皮肤,选择进针点,针尖与静脉角度5ʎ~10ʎ进针,针头刺入后若无阻力轻抽见回血,轻推注射器见液体沿静脉走向流动表明穿刺成功,沿血管方向缓慢置入针所剩全部针梗,用胶布固定针柄与小腿部防止针头脱出㊂连接抽有造影剂的1m L 注射器,匀速缓慢推注㊂B 组用1m L 一次性注射器抽取10%水合氯醛0.2m L 在裸鼠腹部皮下注射0.2m L ,待裸鼠镇静,然后将尾部浸泡于45ħ温水2m i n ,进针处最好在尾部下1/3处或1/2,左手食指或中指压住小鼠靠近身体的一端,拇指压住所选血管的尾尖端紧贴操作台边缘,进针时一定要掌握好进针角度,针头与操作台面平行,针尖稍稍朝下,右手拇指和食指前后固定针柄,刺入血管回抽见回血或进针无阻力轻推盐水无泛白的皮丘则穿刺成功,沿血管方向缓慢置入针所剩全部针梗,用胶布固定针柄与尾部㊂连接抽有造影剂的1m L 注射器,匀速缓慢推注㊂两组静脉穿刺操作由同一护士完成,操作过程中记基金项目 国家自然科学基金资助项目,编号:81360214㊂作者简介 付丽萍,主管护师,本科,单位:830028,新疆医科大学第二附属医院;丁艳㊁马学芳㊁聂玉琴(通讯作者)单位:830028,新疆医科大学第二附属医院㊂录每只小鼠从镇静到穿刺成功所需的穿刺次数及所耗的时间㊂1.2.2 统计学方法 采用S P S S13.0进行统计分析,计量资料采用均数ʃ标准差(x ʃs)表示,计数资料比较采用χ2检验,以P <0.05为差异有统计学意义㊂2 结果实验观察到,从小鼠镇静时算起到穿刺成功,A 组股静脉穿刺所消耗时间在13s ~87s (27.50s ʃ18.23s ),B 组尾静脉注射所消耗时间在12s ~207s (42.71s ʃ37.99s ),A 组小鼠股静脉穿刺所消耗时间明显小于B 组(P <0.05)㊂A 组股静脉穿刺次数为1次或2次,穿刺成功率95%,B 组尾静脉穿刺次数为1次~5次,穿刺成功率40%㊂3 讨论由于本研究选取的裸鼠需经过2次静脉注射造影剂,对裸鼠静脉注射造影剂的技术水平要求很高㊂小鼠尾静脉注射是目前动物实验最常用的操作方法,但由于小鼠尾静脉较细㊁局部角质较厚,造成穿刺难度较大,很大程度上制约了实验的成功与否[1],同时还存在小鼠尾静脉注射时操作繁琐㊁耗时较长㊁穿刺成功率较低㊂小鼠股静脉穿刺注射方法选择部位为小鼠大腿内侧,此处皮肤较薄㊁小鼠静脉清晰明显,操作范围视野较大便于掌握控制,此处静脉血管与婴幼儿的毛细血管有极其相似的特点,官腔细小但血管走向清晰,便于操作,对于有临床儿科护理操作经验的护理人员来讲易于掌握,同时此处静脉注射操作简单,不需要特制约束小鼠的工具,不需要扩张血管耗时较少,穿刺成功率较高㊂另外选取合适型号的头皮针及穿刺角度也非常重要,选择412号头皮针是因为头皮针越小,对血管的损伤也越小,适合连续多次给药[2],操作人员要有足够的信心,穿刺持针时稳定性要好,不能上下抖动,掌握好穿刺角度平稳进针㊂实验室温度应保持在28ħ左右,光线充足,特别是在冬季,因为适宜温度对小鼠静脉也有一定扩张作[3]㊂穿刺结束后应用棉签按压止血,良好彻底的止血对于血管有很好的保护作用,有助于下次的穿刺进行㊂综上所述,小鼠腿部股静脉注射是一种更简单㊁易掌握,且成功率高的小鼠静脉注射方法㊂参考文献:[1] 陈霆,李枫,邓巍,等.小鼠内呲静脉丛注射与尾静脉注射比较[J ].中国比较医学杂志,2014,24(1):7273.[2] 叶明霞,孔利佳,许迪,等,浅谈大小鼠尾静脉注射之经验体会[J ].中华临床医学杂志,2008,9(12):5859.[3] 温军业,问明,杨冬野,等.C 57B L /6小鼠尾静脉注射不同方法的比较[J ].中华实验外科杂志,2013,30(6):1317.(收稿日期:20150330;修回日期:20150825)(本文编辑苏琳)㊃1543㊃护理研究2015年9月第29卷第9期下旬版(总第515期)。

各位高手提供的方法希望对你有帮助我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。

尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。

注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。

我推药液时也挺顺的。

但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。

但推走后，看到的就是血管变白了。

是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。

我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。

请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。

经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈2－酒精涂搽或温水浸泡3－剃须刀备皮4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。

5－普通细针容易移位和穿破血管。

用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。

进针时角度要小一些，一般15°就行了。

进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。

注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。

左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。

在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。

之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。

尾静脉注射的基本操作过程及注意事项尾静脉注射，听起来是不是有点儿“高大上”？其实就是我们常说的打针，只不过是针头探进静脉的深处。

想象一下，你给自己找个超级能干的护士，眼睛精准地找到血管，然后用一根细细的针管轻轻地注射药物。

简单吧？但要做到完美，就得像高手一样，细心操作，留心每一个小细节。

下面，我们就来聊聊这个看似简单却讲究很多的操作过程。

1. 操作步骤1.1 准备工作首先，干净利索地把所有东西准备好。

你得洗手，这是最基本的，不然细菌满天飞可就不妙了。

拿出你的针管和针头，检查一下是不是好用的，别弄个有问题的。

这可是“开车不看路”，你开车的时候可不希望自己车子跑了才发现没油，对吧？然后，准备好药液，看看是不是正确的剂量。

这一步很关键，别一不小心把药液弄成了别的东西，那就糗大了。

1.2 选择静脉找到静脉就像找到宝藏一样。

一般来说，我们选择手臂上的静脉，最好找那些外表清晰的。

摸一摸，找找感觉，不要太急躁。

你可以轻轻按一按，看看静脉是不是会凸出来。

找到目标后，千万别像猎人一样激动得手抖，把针管给扎错了。

稳住，别慌！1.3 注射操作针头要小心地插入静脉，不要用力过猛。

轻轻地，慢慢地，就像给你的花花草草浇水一样，别让它们感到痛苦。

注射过程中，要注意观察，确保药液顺利进入静脉。

看到药液流入了，你就可以松口气了。

这时候，你可以试试放松心情，也许这就像喝水一样简单了。

2. 注意事项2.1 预防感染打针之前，记得要用酒精棉球消毒，这可是保护自己和患者的基本步骤。

消毒的过程要认真，像擦窗户一样把细菌都清理干净。

别省略这一步，否则感染可就像那难缠的小怪兽一样，跑出来搞事情了。

2.2 操作手法在操作过程中，手一定要稳。

想象你是在写字，每一笔都得小心翼翼。

如果你手抖了，针头偏了，那可就不是小问题了。

针管的角度也得控制好，最好在15到30度之间。

操作的时候，保持你的手和针头的稳定，就像你在用一支精致的笔写字一样，不要让它走偏。

尾静脉注射技巧
尾静脉注射是一种常用的注射方式，应注意以下几点：
1. 准备工作：洗手、戴手套、准备静脉穿刺器材和药品。

2. 选择合适的注射部位：尾部静脉位于动物的尾部靠近体表的位置，可以先用手摸清楚。

3. 用消毒酒精涂抹注射部位，并等待酒精挥发。

4. 用静脉穿刺器材剪断尾前动脉，然后将尾部推向后，使尾静脉外露。

5. 将穿刺器的针头插入尾静脉，若无血液注入需要调整角度，待血液进入针头后注意放缓注射速度。

6. 确认注射完成后，缓慢拔出穿刺器材，应用纱布包扎并压迫约5分钟，以促进止血。

7. 丢弃使用过的器材，遵守医疗废物处置规定。

鱼的全血采集方法原理鱼的全血采集方法是为了获得鱼体内的血液样本，以便进行疾病诊断、药物研究和生理学实验等。

全血采集方法有多种，常见的包括尾鳍切割法、腹腔穿刺法和尾静脉注射法。

下面将对这些方法的原理进行详细解释。

1. 尾鳍切割法：尾鳍切割法是最常用的鱼的全血采集方法之一。

它的原理是通过切割鱼尾鳍，使血液自然流出。

实施时，首先选择一条具有充分血液供应的鱼尾鳍，使用无菌工具切割尾鳍底部的细节鳍膜，然后留意鱼尾鳍血液自然流动的速度，收集所需的血液量后进行分析。

切割后应该及时将伤口覆盖起来，减少感染的风险。

2. 腹腔穿刺法：腹腔穿刺法通过直接穿透鱼的腹部，使用无菌注射器或针头采集腹腔内的血液。

实施时，首先使用麻醉剂或定位剂麻醉鱼体，使其放松并减少疼痛感。

然后，将无菌针头插入鱼腹腔中，抽取所需的血液量。

这种方法可以提供较为纯净和稳定的血液样本，适用于鱼体较大的情况。

但穿刺腹腔有一定的难度，需要专业的技术和经验。

3. 尾静脉注射法：尾静脉注射法是将需要采集血液的鱼体尾部静脉注射一定量的抗凝剂或生理盐水，使鱼体更容易出血。

实施时，首先选择一条静脉明显的尾部血管，使用无菌注射器或针头在静脉位置注射药物。

药物进入血液后，会导致鱼体快速出血，同时抗凝剂的作用可以保持血液的流动性。

实验完成后，可以通过采用其他采血方法停止血液流动。

这些全血采集方法的选择取决于实验研究的需求、鱼体大小和研究人员的技术能力。

在进行血液采集时，需要特别注意以下几点：1. 无菌操作：全血采集过程中需要保持无菌操作，以避免细菌感染对实验结果的干扰。

使用无菌工具和试剂，并在操作前对仪器和工作区域进行消毒处理。

2. 麻醉剂使用：在实施腹腔穿刺法和尾静脉注射法时，需要使用适当的麻醉剂或定位剂。

这些药物可以减轻鱼体的疼痛感，并提高操作的成功率。

3. 减少出血时间：在采集血液样本后，应当及时停止鱼体的出血。

可以使用无菌棉签或其他合适的材料压迫伤口，防止血液继续流出，并加快凝血。

小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球（酒精棉球和干棉球）、试管夹、橡胶手套、固定器(自制，将50mL 螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔，离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔)，电热恒温水槽。

二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。

2.尾静脉的准备对于小鼠，其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。

动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0 .5 mm，但当遇到热水，75 %酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9±0 .7 mm。

可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉法适用于室温较低的情况。

如果是炎炎夏天，可直接省去热水浸泡，改为喷酒精即可。

3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。

背部1天，两侧各1条。

由于背部静脉较深，较细，一般选择侧面的2条。

4.注射器的选择选择1-2ml注射器，针头采用4号或4.5号（外径为0.4mm，0.45mm）。

注射器吸入药液后，应将空气推出，防止因空气栓塞。

5.注射用75%酒精消毒鼠尾后，一般在尾部远端的1/3到1/2处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易，而且一旦注射不成功，可以有更多近端注射的余地。

将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上，右手进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，一旦进入，将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。

如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。

若针头不在血管中，手感针行有阻力。

进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了。

如果推液阻力较大，甚至注射处出现渗液，则说明不在静脉内，需要重新调整注射。

小鼠尾静脉打针的心得领会IV比IP艰苦很多,我演习了异常久了之后,才抓到窍门.因为当时没有一小我能指点我,所以我的IV技巧可说是完整本身探索出来的.当我碰到艰苦时,找了很多教材.收集,可是读了却做不出来,果真theory跟practical之间照样有差距的.一般书本所形容的IV 很简练,但现实情形要庞杂很多,是以不先练习,是必定打不好静脉针的.按例,打针之前,先量体重.预备要打的液体.做好稀释.load好进针筒里面.预备好完这些后,就开端要抓老鼠了.但打IV不克不及靠通俗的restraint办法,因为打静脉要很固定的,不克不及有涓滴摇动.是以须要一个restrainer,就是一个小小的塑胶东东,来困住老鼠,但它的尾巴可以失落出来.你就抓住它的尾巴,然后往尾巴上的静脉打针.这个restrainer必定要把老鼠紧紧地关在里面,一点都不克不及动才可以.这时就要尽量把老鼠压在里面,压成一团也没问题,只要不要弄到它骨折,或者呼吸艰苦就可以了.一般老鼠固然爱好关在一个圆圆的筒子里,但因为IV须要的是绝对的动弹不得,所以它会被关压到蛮不舒畅的.并且老鼠不爱好他人去碰它的尾巴的,所以打尾巴针对它们来说是相当痛的.假如不紧紧困住,就算有一点点的地位,它也会挣扎的,它一挣扎,你就打不到了.为什么那么艰苦呢？就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大,很小罢了,只要稍微移动,很轻易就打错地方了.打静脉的针头我一般用30G,是比26G加倍细的针头.我把步调简化如下：1) 把针尖向下,即bevel up,如许比较轻易刺进去,地位也能很精准2) 从尾巴的最后面开端试,不要一开端就刺比较接近身材的部位,因为假如弄错了,还可以一向往上持续试,但假如一刺就刺接近身材的,就没办法再上了3) 老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的,就瞄准红色的线条4) 尾巴要抓紧,不要有涓滴摇动,有时刻老鼠会挣扎,就要大力一点抓尾巴5) 刺进去时,尽量把针摆得跟尾巴越平行越好,因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面,假如有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去)6)可以尽量刺深一点,只如果平行就好,刺得够深的话整支针可以挂在那边不会失落下来的7)往后拉一拉plunger,假如看到血,地位就对了！8)地位对的话,保持针的不动,然后打针,打针的时刻会认为很顺畅,并且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所打针的液体所flushed,所以红色就会慢慢变成白色9)最后把针拉出来,针口的地位会流一点血(代表真的是血管嘛),然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了那错误又会如何产生咧？举例如下：1) 明明是看到本身刺到红色的线条了,可是往后拉的时刻没看到血,只是感到真空压力,这时就可以确定刺错地位了,刺到尾巴的其他组织上,要拉出来再找一个地方刺,一般不要再刺回同样一个地位2) 开端打针后发明很难打针,plunger碰到很大的阻力似的,其实这也是打错了,不在血管里面就会如许,这时你就会看到你打针的部位四周开端泛白,但这个泛白跟血管里面泛白不合,这个泛白就环绕在你打针的部位,并且尾巴的谁人部分会开端肿胀.假如你强制打针完进去,就觉察尾巴那边变大了,因为你所打针的液体都分散在这个部分的组织里,没有进去血管3) 有时刻一开端时打针时没问题,似乎打针进了血管,可是打针到一半忽然感到阻力来了,感到不在血管里面了,这可能是因为你的针移位了,或者老鼠的尾巴动了4) 假如打针错误,泛白了的尾巴部位就再也看不到血管了,是以才要从越下面开端测验测验越好,因为你刺错后还可以往上在找找看此外地位刺,假如一开端就刺在很上面的地位并且刺错了,要从下面再打针是很艰苦的,因为上面已经充斥着肿胀的组织,要成功加倍艰苦了5)别的有一些时刻,刺的时刻觉察有血流出来,认为在对地位了,可是开端打针时就打针不进去,这可能跟针的角度有关系,角度不合错误就不轻易进去,反而会打针到外面去如何可以帮忙打针呢？除了要一个很好的restrainer之外,还有一个主要的步调,就是要给尾巴加温.因为加温之后静脉会放大,放大了之后就比较轻易打针.一般我的做法是打针之前拿一盏很热的灯,照老鼠的尾巴精确5分钟阁下,才开端打针.这个办法很有效的,假如没有加温,后果不同很大.还有一个TIPS,就是不要擦酒精.酒精有点凉,擦在已经加温后的尾巴上面会立时给尾巴降温.我每次擦了酒精之后都打得很艰苦的,所以照样不擦酒精比较现实.假如万事顺遂,打静脉针也可以很快的.最好是做好功德前预备,假如可以第一次打针就成功就是最好了.第一次假如不成功,之后就要加倍当心细心了,不然最后可能落得老鼠的整条尾巴都被刺得白白了,已经没有新的地位可以测验测验了---然后你的试验做不成功罗！假如你熬煎了老鼠良久才成功的话,老鼠放出来之后会很agitated,情感会受到一点影响.但是假如做得清洁利落,老鼠不会认为如何的.好啦,就是如许啦,说是轻易,做啊,可真的要很多演习咧！。