脑缺血动物模型的研究..

脑缺血的观察及脑缺血模型的评价方法的具体步骤及方法缺血性脑血管疾病是一个复杂的病理生理过程，评价脑缺血的指标各种各样，研究中选取何种指标评价脑缺血的程度及药物的疗效尤为重要，现将主要的参考观察指标综述如下。

1.神经症状及体征的评价脑损伤后出现相应的症状与体征，症状与体征的检测又可以反映脑损伤与恢复的程度。

常见的分级方法有：Bederson三级法、改良的Bederson、Zealonga 5分制评分法、Tatlisumak 6分制评分法等。

常用的Bederson按受损程度分级，正常(0级)：①未见活动异常，大鼠被提尾悬空时两前肢向地面伸直。

②置动物于软塑料板上，轻握鼠尾，在鼠肩后施加侧向推力使鼠滑动约10cm，手感左右推动阻力相等；中度(1级)：①大鼠被提尾悬空时，脑缺血对侧前肢呈屈曲、抬高、肩内收、肘关节伸直等。

②基本同0级；重度(2级)：①同1级。

②检查方法同上，但缺血半球对侧的侧向推动阻力明显降低。

Zealonga的5分制评分标准为：0分，无神经损害的症状；1分，不能伸展对侧前爪；2分，向外侧转圈；3分，向对侧倾倒；4分，不能自发行走，意识丧失。

症状与体征的检测方法直接、简便，从整体上反映损伤程度，不需要特殊仪器，但人为心理因素比较多，只需随机测定，可靠程度低，可以用做初步筛选或辅助性指标。

2.定位记忆能力的评价记忆是复杂的生理过程，在多重记忆系统中不同记忆系统有着不同的功能定位、神经环路、递质系统和分子生物学机制。

鼠脑缺血后伴有不同程度记忆力与空间定位的障碍，检测的方法可采用：跳台实验、避暗实验、定向游泳实验、 Morris水迷宫实验等。

3.脑电图(EEC)EEC提供了一种非创伤性研究脑的电活动，可以反映阻断动脉的缺血区与非缺血区以及对侧相应部位的脑电变化，通过生物电的角度从整体上分析脑损害与脑电图的关系。

在大鼠冠状缝前相当于皮质感觉运动区(额顶区)部位和顶叶后部(顶枕区)的左右两侧对称地分别放置脑电极各一个，电极穿过颅骨接触硬脑膜，用牙科黏合剂固定，参考电极安置在鼻骨正中。

全脑缺血再灌注动物模型建立方法引言全脑缺血再灌注是一种临床上常见的危重症，常见于心脏骤停、溺水等情况下，出现全脑缺血缺氧，随后通过复苏措施进行再灌注。

建立全脑缺血再灌注动物模型对于深入研究相关疾病的发病机制，评估治疗方法具有重要意义。

本文将介绍一种常用的全脑缺血再灌注动物模型的建立方法。

动物模型选择建立全脑缺血再灌注模型时，主要选择小鼠或大鼠作为实验动物。

一般情况下，小鼠更为常用，因其易于操作、成本较低，且其脑血管结构与人类相似，因此具有较高的可比性。

对于大鼠，其相对较大的体积能够更好地模拟人体情况，但操作相对较为复杂。

手术操作准备在进行全脑缺血再灌注动物模型的建立前，需要进行手术操作的准备工作。

首先需要进行动物的麻醉和固定，确保手术操作的安全性。

其次需要准备全脑缺血再灌注模型所需的仪器和设备，包括导管、监测仪器等。

在手术操作前，还需要对实验动物进行术前处理，包括禁食、定时给予抗生素等。

手术操作步骤1. 麻醉和固定：将实验动物置于麻醉箱内，使用合适的麻醉药物使其达到麻醉状态。

随后将其固定在手术台上，以确保手术操作的稳定性。

2. 手术部位暴露：在麻醉状态下，对实验动物进行皮肤消毒，随后进行手术部位的切开，暴露出颅骨表面。

3. 血管结扎：通过显微外科手术操作，对实验动物的颅骨表面的动脉和静脉进行结扎，以模拟全脑缺血的状态。

4. 缺血时间控制：根据实验设计的需要，控制全脑缺血的时间，一般为15至20分钟。

5. 再灌注：在全脑缺血一定时间后，通过解开血管结扎，使血液重新灌注至大脑。

6. 术后处理：对实验动物进行术后处理，包括给予液体、保暖、饲养等。

检测指标和评价方法建立全脑缺血再灌注模型后，需要对实验动物进行一系列的检测和评价，以评估其神经功能恢复情况。

常用的评价指标包括神经行为学评分、脑组织病理学检测、神经元凋亡检测、脑组织炎症因子检测等。

通过对这些指标的检测和评价，可以全面地评估全脑缺血再灌注模型的建立效果，为后续的实验研究提供可靠的依据。

缺血性脑卒中的动物模型HEN system office room 【HEN16H-HENS2AHENS8Q8-HENH1688】缺血性脑卒中研究中的动物模型想要进行一项基础研究，动物模型必不可少。

缺血性脑卒中研究如火如荼，动物模型也多种多样，有哪些常用的动物模型，以及它们各自的特点就成了研究人员在选择模型时十分关注的问题。

在缺血性卒中过程中，最终的梗死体积和神经功能预后受到多种因素的影响，例如缺血的持续时间、缺血的严重程度、侧枝循环、系统的血压以及梗死产生的原因和位置。

此外，年龄、性别和相对复杂的药物遗传背景也会对其产生影响。

因为卒中是如此复杂的一个疾病，因而动物模型也往往只能覆盖其中个别方面的特点。

虽然中风是一种复杂的疾病，但其存在一些共同的特点，这使得我们有机会用实验来模拟卒中的发生。

缺血性脑卒中的一个重要特点是进展，这也解释了缺血半暗带的存在。

当血流量降至基线值的15-20%以下时，只要几分钟就会产生不可逆的脑损伤核心，并且迅速相周围发展。

其周围的脑组织血流减少得相对较轻，所以此时神经功能缺失而组织结构却是完整的。

但如果脑血流不能恢复，那么这些所谓的半暗带组织就会被纳入梗死核心区。

最常用的一种模型是啮齿动物的线拴法大脑中动脉闭塞模型（MCA），方法是将普通的血管内缝线或特制的线拴放入大脑中动脉开口处，从而达到阻塞血管造成血流量减少的目的。

这种方法的优点是：不需要开颅的手术，并且通过拔出线拴的方法还可以达到在特定时间再通血管的目的，虽然瞬间的血管开通与人体一般的病理生理过程相去甚远，但与近来应用越来越广泛的机械取栓治疗的病理过程不谋而合。

因此，虽然在模型的制作上存在一些问题，但仍是目前最广受认可的一种脑卒中动物模型。

另一种常用的方法是用各种方式直接地闭塞血管，分为永久地闭塞血管（如凝断）和暂时闭塞血管（如结扎），但大多都需要开颅的手术操作。

使用内皮素－1（一种强血管收缩剂）可以诱导短暂的局灶性脑缺血，其产生的病灶可以分布于脑组织任何位置，常常被用于制作腔隙性梗死的模型制作。

全脑缺血再灌注动物模型建立方法一、引言脑缺血再灌注模型是研究脑缺血再灌注损伤的重要手段，对于深入理解缺血性脑损伤的病理生理机制，探索新的治疗方法具有重要意义。

本文将详细介绍全脑缺血再灌注动物模型的建立方法。

二、准备工作1. 实验动物：选择健康成年小鼠、大鼠或兔，确保其无疾病、无遗传性疾病。

2. 设备：准备好手术器械、显微镜、止血钳、无创血压计、冰冻浴盆、恒温湿毛巾等。

3. 药物：准备适量麻醉剂、抗生素、输液用品等。

三、全脑缺血模型的建立1. 麻醉：使用麻醉剂对实验动物进行全身麻醉。

2. 暴露手术部位：对实验动物进行全身消毒，打开腹腔，暴露手术部位。

3. 制作全脑缺血：使用特制的夹子将实验动物的脑血管夹闭，制造全脑缺血。

具体夹闭部位和时间需要根据实验需求进行调整。

四、再灌注过程的控制1. 解除血管夹闭：缺血时间结束后，缓慢解除血管夹闭，恢复血流。

2. 观察再灌注情况：在再灌注过程中，密切观察实验动物的神态、行为变化，以及脑部颜色、肿胀等情况。

五、模型评估与结果记录1. 评估再灌注效果：再灌注过程结束后，评估实验动物的全脑缺血再灌注效果，记录相关数据。

2. 观察病理变化：对实验动物的大脑组织进行病理学检查，观察缺血再灌注损伤后的病理变化。

3. 结果记录与分析：将观察到的结果进行记录，并对结果进行分析，为后续研究提供基础数据。

六、注意事项1. 麻醉剂的使用要适量，避免对实验动物造成过大的伤害。

2. 手术过程中要保持无菌操作，避免感染。

3. 制作缺血模型时，要确保夹闭的血管部位准确，时间适当，避免影响实验结果。

4. 再灌注过程要缓慢，确保血流的恢复不会对实验动物造成过大的刺激。

5. 病理学检查要取样准确，切片处理要规范，确保检查结果的准确性。

七、总结本文详细介绍了全脑缺血再灌注动物模型的建立方法，包括准备工作、缺血模型的建立、再灌注过程的控制和结果记录等。

该模型可用于研究脑缺血再灌注损伤的病理生理机制和探索新的治疗方法。

脑缺血模型的制作：1.动物模型制作原理制作脑缺血动物模型的方法很多，但常用方法主要有结扎法和栓塞法两种，结扎法是运用外科手段结扎脑的供血动脉，中止脑的血氧供应，它可以进一步分为颅内结扎和颅外结扎。

颅外结扎主要是用于制作全脑缺血模型，可进一步分为①4血管结扎，即结扎颈总动脉/颈内动脉和椎动脉；②2血管结扎，即结扎两侧颈总/颈内动脉，同时抽取动物一定量的血液，使血压降低到50mmHg以下，达到造成全脑缺血的目的。

这种方法因为需要监视和控制血压，实验条件要求严格，且因椎动脉未予结扎，往往造成的脑缺血是不完全的。

另一种两血管结扎法是用沙土鼠（Gerbil）进行，利用沙土鼠脑底Willis动脉环发育不全后交通动脉缺如的特点，结扎两侧的颈总或颈内动脉造成前脑缺血。

2. 实验动物实验动物的选择对脑缺血模型是非常重要的，理论上兔、猫、狗和灵长类都可被用来制作脑缺血模型，但更多的人倾向于选择使用鼠作实验。

这主要是基于如下认识：因为鼠是小动物，价格便宜，躯体小，消耗药品试剂较少；鼠的脑血管解剖和生理与高级动物无明显差异；一些在体的实验操作更容易进行，甚至在伦理学上更容易接受等等。

3. 仪器和设备制作脑缺血动物模型的仪器设备分为二类：一类是为动物手术服务，包括一套手术器械，手术显微镜，颅钻，脑立体定位仪，温度控制装置（控温仪、红外线灯和加热垫），呼吸机；另一类是用于监测和分析的仪器，包括脑电记录装置，血压记录装置，多谱勒血流记录仪，血气血糖分析仪。

4. 四血管结扎脑缺血模型的制作这是一个广泛应用的脑缺血模型。

最常用的为Pulsinelli的改良方法。

该模型选用Wistar大鼠，可以在清醒和自由运动状态下制作严重的脑缺血和恒定的病理学改变。

该模型分二个阶段制作，第一阶段：将动物麻醉，按置在脑立体定位仪上，调节耳杆和门齿高度使鼠头前倾约30度，同时用橡皮栓住鼠尾给以轻度的牵拉力，使颈椎伸直，翼孔呈水平位，便于观察。

枕骨下第一颈椎水平正中切口，仔细分离两侧第一颈椎横突，暴露第一颈椎横突上的翼孔，翼孔下有两则椎动脉通过，用小的单极或双极电凝器插入翼孔烧灼闭塞双侧椎动脉。

脑缺血动物模型及进展【摘要】建立一种符合临床脑缺血发病规律的动物模型是研究局灶性脑缺血发生机制及防治措施的基本条件。

近年来随着实验动物科学的不断发展，该领域的研究已取得了长足的进步。

现就局灶性脑缺血模型的制备及其研究进展作一综述。

【关键词】脑缺血；动物模型；进展脑缺血是以脑循环血流量减少为特征的中枢神经系统疾病，具有发病率高、致残率高和死亡率高的特点，严重地影响人类的生存质量。

据统计，我国脑血管疾病的自然人口发病率为每年 114-187人/10万，患病率为 253-620人/10万，病死率为每年 79-89人/10万。

60岁以上老年人脑血管疾病的平均发病率和病死率更高，分别为 1325.7人/10万和 886.1人/10万。

脑卒中 93%发生在 50岁及以上人群，75%以上为老年人。

目前我国脑血管疾病占人群死亡病因的第二位。

因此，模拟人类缺血性脑血管病的发病过程，建立重复性好、观测指标易于控制的脑缺血动物模型一直是人们普遍关注的课题。

经过研究者的不断努力，实验模型制备技术日臻完善，这为进一步系统研究脑缺血的病理生理、发病机制和防治措施等提供了坚实的基础。

现就局灶性脑缺血模型的制备及其研究进展综述如下。

1 动物模型在脑缺血研究中的价值和意义动物模型是医学研究中的一个重要手段，尤其对于缺血性脑血管病，能即刻制造或模拟血流下降或阻断，只有利用动物模型才能进行，具有方便、快捷、条件可控、脑缺血程度一致等优点。

但一般情况下，活体动物模型的制作多采用健康动物，缺乏人脑缺血前就存在的各种复杂的危险因素和病理生理学过程。

尽管如此，脑缺血动物模型在以下几个方面还是为研究提供了无法替代的价值：(1)不同脑缺血状态下的病理学改变；(2)缺血半暗带的研究；(3)再灌注损伤；(4)缺血本身导致的病理生理学变化；(5)干预治疗对缺血性损害的保护作用；(6)缺血性损害的部分机制。

2 脑缺血动物模型动物的选择2.1 脑缺血模型的动物选择的原则制备脑缺血动物模型一般需遵循一下原则：（1）选用与人体结构、功能、代谢及疾病特征相似的动物；（2）动物的解剖生理特点符合实验目的；（3）注意人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物；（4）选用患有类似人类疾病的近亲系或突变系动物；结构功能简单又能反映研究指标；（5）选用与实验设计、技术条件、实验方法等条件相适应的标准化动物；（6）在不影响实验质量的前提下选用易获得、最经济、最易饲养管理的动物。

脑缺血动物模型具体步骤及详细方法原型物种人来源脑缺血再灌注（MCAO线栓法）模式动物品系Balb/c 小鼠，SPF级，雄性，健康，体重25g~30g实验分组随机分组：对照组，模型组，阳性药物组和药物组，每组15只实验周期24 hours, 3 days or 7 days建模方法1. 3%戊巴比妥钠麻醉小鼠，颈部备皮，消毒，插入肛温探头，保持体温在37±0.5℃。

2. 颈部正中切口，暴露右侧颈总动脉，颈内动脉和颈外动脉。

使用7-0丝线在距离颈总动脉分叉2mm处结扎颈外动脉远心端，在颈外动脉穿入另一根7-0丝线，在靠近颈总动脉分叉处打一个活结。

3. 使用动脉夹夹闭颈总动脉。

在距离颈总动脉分叉处1.5mm处的颈外动脉上剪一个小口，将一根头端处理过的0.18mm直径的尼龙线从小口中插入，进入颈内动脉，并向内插入大脑中动脉，尼龙线的插入深度距离颈总动脉分叉处约9±1mm。

4. 缺血后60min拔掉线栓，用7-0丝线结扎外动脉近心端，用5-0丝线缝合颈部伤口，活力碘消毒伤口，将小鼠放在加热垫上，待清醒后放入恒温抚养箱饲养。

5. 术后24h，对小鼠进行神经功能评分，然后麻醉小鼠，取大脑进行TTC染色和病理染色。

应用疾病模型1.神经功能缺失体征评分参考Longa及Bederson的5分制法在动物麻醉清醒后24h进行评分，分值越高,说明动物行为障碍越严重。

0分:无神经损伤症状1分:不能完全伸展对侧前爪2分:向对侧转圈3分:向对侧倾倒4分:不能自发行走,意识丧失2.TTC染色麻醉小鼠后，取小鼠脑组织，放入-20℃冰箱冷冻30min。

用PBS配置1% TTC（W/V），37℃水浴至TTC溶解，将冻好的脑组织切片，置于10ml TTC 溶液中，37℃恒温孵育10min。

不时翻动脑片，使组织均匀染色。

正常脑组织染色后呈鲜红色，而梗死区呈苍白色。

取脑后用4%多聚甲醛溶液固定，蔗糖溶液脱水后，经OCT包埋做冰冻切片，切片10um，做尼氏染色，可做梗死面积的评价。

脑血管病动物模型的具体方法及步骤1自发性脑梗死模型高血压动物可形成自发性脑梗死。

常用的有原发性高血压和继发性高血压两大类。

前者以日本种的自发性高血压大鼠(SHR)及其易卒中亚型(SHRsp)为常用，后者为各种肾性高血压动物。

这种脑梗死与人类的脑梗死发病情况为接近，是目前较为理想的动物模型之一，国内主要的实验动物研究机构都有供应。

2沙鼠大脑中动脉缺血模型【操作步骤】成年沙鼠，10％水合氯醛(4ml/kg)腹腔麻醉，沿腹部中线于颈部切开。

剥离出一侧颈动脉，用银制钳夹夹闭。

考虑实验需要可实行长期夹闭或可再灌注。

【结果分析】由于沙鼠后交通动脉缺失，Willis环前后不连续，故经颈部夹闭一侧总动脉可以方便地造成同侧半球缺血，可依据沙鼠表现的体征，结合眼底观察镜观察眼底缺血情况判别。

3急性大鼠大脑中动脉阻塞全脑缺血模型【操作步骤】成年SD或Wistar大鼠，10％水合氯醛(4ml/kg 体重)麻醉。

右侧卧位，在左眼外缘到左外耳道连线的中点，垂直于连线切开皮肤约2cm，沿颧弓和下颌骨，用文氏钳将手术面撑大，暴露鳞状骨的大部分，用牙科钻在颧骨前联合前内2cm处钻孔开颅。

在手术显微镜下切开硬脑膜，暴露出大脑中动脉，分离出中动脉周围的软脑膜和蛛网膜，使中动脉游离。

用双电极(电压12V)电灼损毁Willis环起始部至嗅沟段的大脑中动脉，使之阻塞。

为防止电极的电流对脑组织造成电损伤，在操作过程中不断向中动脉周围滴加生理盐水，并尽量缩短操作时间。

创面覆盖一小块明胶后，缝合肌肉和皮肤。

【结果分析】大脑中动脉从Willis环发出后向外跨过嗅束蜿蜒走行于大脑的外侧面，供应大部分的大脑半球，大脑中动脉在Willis环起始到嗅沟区发出许多的分支，供应豆壳复合体，所以电灼此段大脑中动脉的主干血流，复制中风模型的成功率较高。

用本实验手术方法复制的大鼠中风模型的成功率较高，死亡率低，较为理想，有面积不等的梗死区出现，行为障碍约占90％。