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大动物下肢缺血造模方法(一)大动物下肢缺血造模介绍•大动物下肢缺血造模是一种常见的实验方法，用于研究下肢缺血引起的疾病和治疗方法。
本文将详细介绍几种常见的大动物下肢缺血造模方法。
方法一：动脉阻塞法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口暴露出动脉，并将其用细丝线进行阻塞。
3.监测下肢血流情况，确保成功造成缺血状况。
方法二：介入治疗法1.通过血管造影技术，确定缺血部位和程度。
2.在缺血区域内插入血管内支架或球囊进行扩张。
3.监测下肢血流恢复情况，评估治疗效果。
方法三：全肢缺血法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口，将所有供血动脉全部阻塞。
3.监测下肢血流情况，观察血流恢复过程。
方法四：动脉结扎法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口，暴露出需要结扎的动脉。
3.使用细线或血管夹将动脉结扎，造成缺血状况。
4.监测下肢血流情况，观察病理变化。
方法五：人工血管植入法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口，将人工血管植入到下肢供血动脉。
3.根据需要，可以选择部分或全部血管进行植入。
4.监测下肢血流恢复情况，评估植入效果。
结论•大动物下肢缺血造模是研究下肢缺血相关疾病和治疗方法的重要工具。
根据实验需求和具体情况，可以选择适合的造模方法进行研究。
但需要注意的是，在进行大动物实验时，应严格遵守伦理规定，保护动物福利。
以上就是几种常见的大动物下肢缺血造模方法，希望能对相关研究人员提供参考。
方法一：动脉阻塞法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口暴露出动脉，并将其用细丝线进行阻塞。
可选择结扎动脉或使用血管夹固定。
3.确保阻塞后动脉无血流通过，导致下肢缺血。
方法二：介入治疗法1.通过血管造影技术，确定缺血部位和程度。
2.在缺血区域内插入血管内支架或球囊进行扩张，重新建立血流通路。
3.监测下肢血流恢复情况，评估治疗效果。
方法三：全肢缺血法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口，将所有供血动脉全部阻塞，如结扎主要动脉。
心肌缺血动物模型制备方法心肌缺血动物模型是研究心血管疾病，如心肌梗死、心绞痛等的常用方法。
本文将介绍制备心肌缺血动物模型的具体步骤。
材料与仪器1. 大鼠或小鼠2. 氧气和二氧化碳混合气体3. 麻醉仪4. 灭菌扫描仪5. 心电图仪6. 鼠标心脏解剖仪7. 组织染色和电镜检查仪8. 淬灭钳和缝合针9. 氧气麻醉设备10. 细胞色素标记试剂盒方法1. 麻醉动物：选择体重在200-300g的大鼠或小鼠，放入麻醉仪中，将氧气和二氧化碳混合气体注入到呼吸气道，使动物处于深度麻醉状态。
2. 在鼠胸部上方剃毛并用消毒酒精擦拭，再使用灭菌扫描仪对鼠胸部进行消毒处理。
3. 开始进行手术：使用淬灭钳，穿刺胸骨左侧的第三根肋骨，插入心包中，直到感觉到心脏跳动。
4. 使用鼠标心脏解剖仪，在心脏上滑动，找到左前降支冠状动脉并用缝合针把它们包扎。
包扎的宽度应约为1毫米。
5. 撤回钳子，使心脏恢复跳动，观察心电图，以确认心肌缺血已有效制备。
6. 等待适当的时间进行操作，最好在10-30分钟内制备完毕心肌缺血。
7. 消毒手术部位，关闭氧气和二氧化碳混合气体，将动物放回代表室，进行观察。
8. 24小时后，给予动物一次肟酸钾（16mg/kg）注射治疗。
分析心肌缺血动物模型制备完成后，需要进行心脏和组织染色检查，以及电镜检查。
在实验中，可以使用细胞色素标记试剂盒来检测细胞色素C的排放情况，以评估心肌细胞受损程度。
另外，观察动物濒临死亡时的行为变化，可以对模型的制备成立发挥较为重要的作用。
使用心肌缺血动物模型，以生成动物模型来模拟心肌缺血的病理过程，进行心血管系统方面的研究，对制定相应治疗措施有重要意义。
肝损伤动物模型构建技术原理肝损伤主要指肝实质细胞的功能损伤或坏死。
临床肝损伤主要由饮酒、食物中毒、药物毒性、病毒性肝炎、脂肪肝、肝硬化及胆汁淤积症等引起。
严重的急性肝损伤可发展为肝衰竭，危及生命；慢性肝损伤则可能向肝硬化、肝癌的终末期发展。
而肝损伤小鼠模型模型可以用于肝损伤-修复、肝再生机理性研究，也可用于保肝、治疗肝损伤药物的筛选、评价，因此肝损伤小鼠模型的研究意义重大。
1、常见研究方法：通过化学物质（如 CCl4、D-氨基半乳糖、黄曲霉毒素等）诱导或者肝血管、胆管结扎手术等理化方法可以引起动物肝脏损伤。
但化学物质诱导是比较剧烈和不可逆的，不能模拟临床更多见的非化学肝毒性因素的肝损伤的病理状态和机制。
通过遗传性的生物学方法造成肝损伤模型可以克服这个问题，并可获得大量特性均一的动物模型。
2、模型研究：研究发现，小鼠肝脏特异性过表达尿激酶型纤溶酶原激活蛋白（urokinase-type plasminogen activator，uPA）可引起肝细胞坏死，即 uPA 转基因小鼠可以作为肝损伤模型。
但是 uPA 转基因鼠的缺点是死亡率高，难于繁殖。
基于此，北京维通达利用基因工程方法开发了可调控的更接近生理性条件的肝损伤模型 Tet-uPA 转基因小鼠。
这种小鼠转入了两个基因片段，Alb-rtTA 和 TRE-uPA，构成在肝细胞内特异表达的 T et-On 系统调控的 uPA 转基因结构。
T et-uPA 小鼠在不诱导的情况下是完全健康状态，可以正常繁殖；当用四环素类药物 Dox 诱导时，uPA 在肝细胞内表达，引起肝损伤。
既可以用高剂量Dox 诱导产生急性肝损伤甚至肝衰竭的表型，也可以用较低剂量持续诱导成为慢性肝损伤模型。
因而Tet-uPA 小鼠是肝损伤机理研究和保肝药物药效评价的理想模型[1]。
同样是经基因操作敲除Fah 基因的小鼠也是一种肝损伤模型。
大鼠肝脏缺血再灌注损伤模型缺血再灌注损伤，即缺血器官、组织重新获得血液供应，不仅不能使组织、器官功能恢复，反而加重了功能代谢障碍及结构破坏。
对麻醉动物的肝中叶和肝左叶的门静脉和肝动脉进行阻断和再通，由于肝脏中叶和左叶血流的阻断和再通，引起肝脏中叶和左叶明显的再灌注损伤。
肝脏缺血过程中由于肝细胞内ATP迅速耗尽，导致乳酸酮体等的堆积，及线粒体氧化磷酸化功能低下，引发代谢性酸中毒，缺血过程中细胞缺氧使ATP含量下降，导致肝细胞内外Ca2 +重新分布，即Ca2 +内流，引起线粒体的损伤。
再灌注过程中由于氧自由基的爆发性增多，中性粒细胞的聚集，kupffer细胞的激活，细胞凋亡及其他多种细胞因子的作用，使得肝细胞膜损伤，内皮细胞损伤及肝脏微循环障碍等导致肝脏功能代谢障碍及结构破坏。
1.实验动物SPF级Wistar大鼠，健康，雄性，体重为250g-300g。
2.实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组，每组15只动物。
3.实验周期0h、3h、6h、12h、24h、72h4.建模方法1.选取体重250g-300g大鼠，行术前12 h禁食，自由饮水。
2. 15%水合氯醛350mg/kg腹腔注射麻醉，麻醉成功后将大鼠平躺在手术台上胶带固定四肢，将大鼠腹部至剑突术区剃毛，用10％碘酒和75％乙醇术区消毒。
3.取腹正中切口1cm，打开腹腔，小心分离出肝脏左、中叶之肝蒂（左、中叶肝脏供血的门静脉和肝动脉）。
4. 用无创血管夹夹闭中叶和左叶的门静脉和肝动脉,使约70%的肝脏缺血,以防止发生严重肠系膜静脉淤血。
0.5min后,与非阻断的右叶相比，肉眼可见阻断叶明显变白，说明阻断成功，用止血钳夹闭皮肤切口临时关闭腹腔，同时将大鼠放在37℃恒温加热垫上保温。
5. 完成持续缺血60min后，重新打开腹腔，迅速取出血管夹，恢复缺血肝血流，0.5min左右可见缺血区肝脏由白色逐渐恢复为鲜红色表明再灌注成功，逐层缝合腹腔肌肉和皮肤关闭腹腔，完成手术。
小鼠肝缺血再灌注损伤是一种常见的实验模型，用于研究肝脏在缺血和再灌注条件下的损伤和修复机制。
下面是制备小鼠肝缺血再灌注损伤模型的一般步骤：
1. 术前准备:将小鼠禁食12小时，但保持饮水。
确保手术操作室的温度适宜，并准备好所需的手术器械和药物。
2. 麻醉与固定:使用适当的麻醉剂对小鼠进行麻醉，并将其固定在手术台上。
3. 手术操作:
- 进行腹部切口，暴露肝脏。
- 通过夹闭肝门(包括肝动脉、门静脉和肝管)来实现肝脏的缺血。
- 在预定的时间内(例如30分钟)对肝脏进行缺血处理。
- 随后，移除夹子以实现再灌注。
再灌注期间，可以持续监测小鼠的生命体征。
4. 术后护理:再灌注后，观察小鼠的恢复情况，并确保其稳定。
检查肝脏的外观和功能，以评估损伤程度。
5. 组织取样:在预定的时间点(如再灌注后的1小时、24小时等)取样肝脏组织，用于进一步的组织学分析或生化指标检测。
6. 数据分析:分析收集到的数据，评估缺血再灌注对肝脏的影响，包括组织学改变、炎症反应、氧化应激等。
注意，在进行此项实验时，必须遵循动物伦理原则，尽量减少对小鼠的痛苦和压力，并确保实验过程的科学性和可靠性。
大鼠肝缺血再灌注损伤模型评价方法综述摘要：基于肝缺血再灌注损伤相关研究，综述了成功制作大鼠肝缺血再灌注损伤模型后大鼠肝脏微循环、病理形态学等方面的变化。
探讨大鼠肝缺血再灌注损伤模型制作成功与否的评价方法，简要归纳分析了血清学评价、病理形态学观察等模型评价方法，提出了评价大鼠肝缺血再灌注损伤模型的适宜方法，为肝缺血再灌注损伤相关研究提供参考。
关键词：肝脏；缺血再灌注损伤；模型；评价肝脏缺血再灌注损伤（hepatic ischemia reperfusion injury,HIRI）是指肝脏缺血一段时间，重新灌注血液后，肝组织功能和结构损伤反而加重的一种临床综合征，是引起肝切除、肝移植、休克后相关并发症的主要原因之一。
由于肝缺血再灌注损伤发生机制复杂，至今尚未完全阐明[1]。
目前研究集中在大鼠实验，因此制作一种稳定可靠的HIRI动物模型以研究其发生发展、预防及治疗具有重要意义[2]。
实验模型的成功制作是实验研究的基础和关键，对动物模型制作的评价显得尤为重要。
本文就大鼠HIRI模型制作的评价方法做一综述。
1.血清学评价1.大鼠血清中丙氨酸转氨酶（ALT）、天冬氨酸转氨酶（AST）肝细胞中的酶在肝细胞损伤时可释放入血，测定其血清活性或含量可反映肝细胞损伤程度。
其中，ALT、AST为国外内学者采用最多的血清学指标[3-20]，分别存在于肝细胞质和线粒体中，肝细胞膜受损时ALT、AST释放入血，血清水平升高，以反映肝组织损伤。
班跃松等[5]在进行HIRI造模时于大鼠肝缺血30min再灌注6h后，右颈总动脉抽血测定ALT活性。
结果显示与假手术组相比，H/I组大鼠血清ALT活性显著升高，提示造模成功。
尚有学者[6]经腹主动脉取血，测定血清ALT、AST活性并评价模型制作成功。
同样以ALT、AST作为判断指标，也有学者经静脉取血[9、10]提示造模成功。
ALT、AST的活性间接反映肝脏病理状态，说明HIRI造模是否成功。
小鼠肝缺血
摘要：
一、小鼠肝缺血的定义及意义
二、小鼠肝缺血的实验方法
三、小鼠肝缺血模型的应用领域
四、小鼠肝缺血的研究进展
五、未来研究方向和挑战
正文：
一、小鼠肝缺血的定义及意义
小鼠肝缺血是指在实验过程中，通过手术或其他方法暂时切断小鼠肝脏的血流供应，从而导致肝脏组织缺氧和代谢紊乱。
这一模型在研究肝脏生理、病理生理以及药物筛选等方面具有重要意义。
二、小鼠肝缺血的实验方法
1.手术法：将小鼠麻醉后，暴露肝脏，采用无损伤血管夹或缝合线暂时阻塞肝动脉和门静脉，从而实现肝缺血。
2.非手术法：通过导管技术或血管夹闭技术，在无需开腹手术的情况下实现肝缺血。
三、小鼠肝缺血模型的应用领域
1.肝脏缺血再灌注损伤研究
2.肝脏疾病药物筛选和评价
3.肝脏移植研究
4.肝脏生理学研究
四、小鼠肝缺血的研究进展
1.发现了一系列保护肝脏的治疗策略，如药物、基因治疗等。
2.深入探讨了肝缺血再灌注损伤的分子机制。
3.建立了多种小鼠肝缺血模型，提高了实验的可重复性和可靠性。
五、未来研究方向和挑战
1.进一步揭示肝缺血再灌注损伤的病理生理机制。
2.开发更有效的治疗策略，以减轻肝缺血导致的损伤。
3.优化实验模型，提高实验效率和准确性。
4.探讨肝缺血在不同疾病背景下的作用及治疗策略。
综上所述，小鼠肝缺血模型在科学研究中具有重要地位，有望为肝脏疾病的治疗提供新思路。
子宫胎盘缺血模型制作步骤及方法(1)复制方法目前各种动物模型研究主要使用孕犬、孕兔及妊娠猕猴、狒狒等实验动物。
将孕兔(犬)等实验动物经静脉按30mg/kg体重的剂量注射戊丨巴丨比丨妥丨钠麻醉，麻醉后将动物仰卧固定于手术台上，常规消毒腹部手术区域并去毛，沿腹正中线作下腹部切口，进腹腔后分离腹主动脉，然后用动脉夹钳夹腹主动脉，当子宫胎盘灌注压下降时，外周血压迅速升高并维持至腹主动脉阻断结束。
在孕兔模型中发现夹闭腹主动脉后，血压可于次日升高，并一直能维持至妊娠终止；同时孕兔出现蛋白尿、肾小球内皮炎和毛细血管内纤维素沉积，并可见胎仔发育障碍。
对狒狒夹闭腹主动脉的研究发现，在狒狒妊娠晚期降低其腹主动脉血流后，其血压可升高近30％；而其外周血管阻力增加，妊娠期血容量增多则出现较晚；部分妊娠狒狒夹闭腹主动脉后也可出现蛋白尿，其血浆肾素活性降低并出现高尿酸血症，引起胎儿发育迟缓，胎儿死亡率高。
(2)模型特点在妊娠状态下阻断动物的腹主动脉能诱发孕犬、孕兔、妊娠猕猴及狒狒产生高血压，但同样的干预因素却在这些实验动物的非孕动物身上则不出现高血压，因此这种高血压效应可能与妊娠动物的腹主动脉关闭后导致子宫胎盘缺血，使子宫胎盘灌注压降低有关。
应用本方法建立的模型，大多数模型动物均可出现蛋白尿、高尿酸血症、胎儿发育迟缓等妊娠高血压综合征表现，但在研究中发现部分模型动物在阻断其下腹部主动脉后，并不都能引起高血压的发生。
(3)比较医学本方法建立模型依据是，临床上妊娠高血压综合征患者子宫胎盘缺血缺氧，在孕妇正常妊娠早期绒毛滋养细胞侵蚀子宫蜕膜和螺旋小动脉，可使子宫胎盘血管扩张；但在妊娠高血压综合征患者怀孕早期滋养细胞侵蚀螺旋动脉不足，螺旋动脉表现为管腔狭窄，部分可发生动脉硬化和坏死。
但是妊娠高血压综合征的产生原因可能不仅是这一因素，还同母体全身血管系统功能同时受累有关。
因此，采用阻断主动脉诱发高血压，是否或部分归功于子宫胎盘灌注不足目前尚不明确，所以本方法复制的妊娠高血压综合征模型重复性不高，这个特点限制了本模型的实际应用范围。
肝缺血再灌注大鼠模型构建方法
1、材料
SD大鼠
一次性注射器
水合氯醛
2、造模方法
2.1大鼠麻醉，固定于鼠板上，腹部剃毛后，从腹中线开口，暴露腹腔。
2.2分离支配左叶和中叶的肝蒂，用小号血管夹阻断后，左叶和中叶肝脏（50%肝缺血）应该变的苍白，术中用恒温毯保温，保持肛温在35度左右（每批次都要注意，肛温恒定很重要，影响实验结果）。
2.3缺血60分钟，术中腹腔总共注射500 μl的10 U/ml 无菌肝素盐水（不能用多了，不然术后渗血容易死亡），无菌纱布覆盖，保持腹腔湿润。
60分钟后，取掉血管夹，缺血的肝脏应该马上变得红润。
如果变色不好则模型不成功，应剔除，不得用于下一步实验。
关闭腹腔前，注射500ul无菌生理盐水，补充水份。
血液系统疾病常见动物模型造血系统疾病（Disease of hematopoietic system），除了地中海贫血等少数疾病具有明确的病因以外，再盛赞该性贫血等大多数疾病都还没有明确的病因，造血系统疾病的动物模型，就成为研究造血系统疾病的发病机理、探索新型治疗技术和新药研究的基本工具。
一、缺铁性贫血动物模型缺铁性贫血（iron deficiency anemia，IDA）是体内用来合成血红蛋白（HGB）的贮存铁缺乏，HGB合成减少而导致的小细胞低色素性贫血，主要发生于以下情况：（1）铁需求增加而摄入不足，见于饮食中缺铁的婴幼儿、青少年、孕妇和哺乳期妇女。
（2）铁吸收不良，见于胃酸缺乏、小肠粘膜病变、肠道功能紊乱、胃空肠吻合术后以及服用抗酸和H2受体及抗剂等药物等情况。
（3）铁丢失过多，见于反复多次小量失血，如钩虫病、月经量过多等。
IDA是一种多发性疾病，据报道，在多数发展中国家，约2/3的儿童和育龄妇女缺铁，其中1/3患IDA，因此，研究IDA的预防和治疗具有重要的意义。
在这些研究中，缺铁性贫血的动物模型（Animal model of IDA），又是实施研究的基础工具。
常见的IDA动物模型的构建技术如下：实验动物：一般选用SD大鼠，4周龄，雌雄不拘，体重65g左右，HGB≥130g/L。
建模方法：低铁饲料加多次少量放血法。
低铁饲料一般参照AOAC配方配制，采用EDTA 浸泡处理以去除饲料中的铁，饲料中的含铁量是诱导SD大鼠形成缺铁性贫血模型的关键，现有研究表明，饲喂含铁量<15.63mg/Kg的饲料35天，SD大鼠出现典型IDA表现，而饲喂含铁40.30mg/Kg的饲料SD大鼠出现缺铁，但并不表现贫血症状。
建模时一般采用去离子水作为动物饮水，以排除饮水中铁离子的影响。
少量多次放血主要用于模拟反复多次小量失血导致的铁丢失，还可以加速贫血的形成。
放血一般在低铁饲料饲喂2周后进行，常用尾静脉放血法，1～1.5ml/次，2次/周。
小鼠肝缺血
摘要：
1.小鼠肝缺血的实验背景和意义
2.实验方法与步骤
3.实验结果与分析
4.结果的生物学意义及对临床治疗的启示
正文：
小鼠肝缺血实验是一项重要的研究课题，旨在探讨肝缺血状态下肝脏的生理变化，为临床治疗肝缺血性疾病提供理论依据。
本文详细介绍了小鼠肝缺血实验的背景、方法、结果及生物学意义。
首先，实验背景部分阐述了肝缺血现象在临床上的普遍性，表现为肝血流受限或中断，可能导致肝细胞损伤、肝功能减退等。
因此，研究肝缺血的病理生理机制具有重要的临床意义。
其次，实验方法与步骤部分详细介绍了实验动物的选择、手术操作、缺血处理及实验观察等。
实验过程中，采用了光学显微镜、实时定量PCR、Western Blot 等方法，对肝脏的形态学、功能及分子生物学变化进行检测。
实验结果与分析部分报道了肝缺血状态下小鼠肝脏的病理变化，如肝细胞肿胀、气球样变、坏死等。
同时，通过检测肝功能指标、基因表达及蛋白质水平等，发现肝缺血状态下肝脏抗氧化能力降低、炎症反应加重、细胞周期紊乱等现象。
最后，结果的生物学意义及对临床治疗的启示部分总结了实验结果对理解
肝缺血病理生理机制的重要意义，提出抗氧化、抗炎及调控细胞周期等可能是治疗肝缺血性疾病的新策略。
一、实验目的1. 了解肝淤血的发生机制和病理变化。
2. 观察肝淤血的病理特征，包括肝细胞肿胀、淤血和肝窦扩张等。
3. 掌握肝淤血实验的操作方法。
二、实验原理肝淤血是指肝脏静脉回流受阻，血液在肝窦内滞留，导致肝细胞受损的一种病理状态。
肝淤血可由多种原因引起，如门静脉高压、下腔静脉阻塞等。
本实验通过观察肝淤血模型的制作过程，了解肝淤血的发生机制和病理变化。
三、实验材料1. 实验动物：家兔或大鼠，体重200-250g。
2. 实验器材：手术器械、解剖显微镜、解剖剪、手术刀、缝针、缝线、注射器、生理盐水、肝素钠等。
3. 实验药品：肝素钠（抗凝剂）、生理盐水。
四、实验步骤1. 实验动物准备a. 将实验动物麻醉，采用腹腔注射的方式。
b. 剪毛，消毒腹部皮肤。
c. 在腹部正中线上做一长约5cm的切口，暴露腹腔。
2. 制作肝淤血模型a. 用解剖剪剪开肝脏表面的腹膜，暴露肝脏。
b. 在肝脏表面找到肝静脉，用手术刀在肝静脉上做一个“T”形切口。
c. 用肝素钠生理盐水溶液冲洗肝静脉切口，使肝静脉扩张。
d. 将肝静脉“T”形切口的两端用缝线结扎，形成肝淤血模型。
3. 观察肝淤血模型a. 在结扎肝静脉后，观察肝静脉扩张情况，记录扩张程度。
b. 将肝静脉结扎处用缝线缝合，防止出血。
c. 观察肝脏表面，记录肝细胞肿胀、淤血和肝窦扩张等情况。
4. 实验结果记录a. 记录肝静脉扩张程度、肝细胞肿胀、淤血和肝窦扩张等病理特征。
b. 观察并记录肝淤血模型动物的生存状况。
5. 实验结束a. 观察实验动物的生命体征，如呼吸、心率等。
b. 清理实验现场，回收实验器材。
五、实验注意事项1. 实验过程中应保持无菌操作，防止感染。
2. 实验动物麻醉深度适宜，避免过度麻醉。
3. 手术过程中动作要轻柔，避免损伤肝静脉。
4. 观察肝淤血模型时，注意观察肝细胞肿胀、淤血和肝窦扩张等病理特征。
5. 实验结束后，妥善处理实验动物尸体。
六、实验总结通过本次实验，我们了解了肝淤血的发生机制和病理变化。
肝缺血动物模型具体步骤及说明
原型物种人
来源缺血再灌注
模式动物品系SD大鼠，SPF级，健康，雄性，体重：200g~220g
实验分组对照组，模型组，阳性药物组，受试药物组，15只每组
实验周期24hrs, 72hrs
建模方法1.选取体重250g-300g大鼠，行术前12 h禁食，自由饮水。
2.15%水合氯醛350mg/kg腹腔注射麻醉，麻醉成功后将大鼠平躺在手术台上胶带固定四肢，将大鼠腹部至剑突术区剃毛，用10％碘酒和75％乙醇术区消毒。
3.取腹正中切口1cm，打开腹腔，小心分离出肝脏左、中叶之肝蒂（左、中叶肝脏供血的门静脉和肝动脉）。
4. 用无创血管夹夹闭中叶和左叶的门静脉和肝动脉，使约70%的肝脏缺血，以防止发生严重肠系膜静脉淤血。
0.5min后，与非阻断的右叶相比，肉眼可见阻断叶明显变白，说明阻断成功，用止血钳夹闭皮肤切口临时关闭腹腔，同时将大鼠放在37℃恒温加热垫上保温。
5. 完成持续缺血60min后，重新打开腹腔，迅速取出血管夹，恢复缺血肝血流，0.5min左右可见缺血区肝脏由白色逐渐恢复为鲜红色表明再灌注成功，逐层缝合腹腔肌肉和皮肤关闭腹腔，完成手术。
待大鼠清醒后放回饲养室饲养，密切关注大鼠的状态及生存状况并做好记录。
6. 术后分别于再灌注0h、3h、6h、12h、24h及72h处死大鼠，下腔静脉取血1ml，室温静置2h后于4℃3000r离心10分钟提取血清，放入-80冰箱冻
存。
采用全自动生化分析仪检测血清中ALT（谷丙转氨酶）、AST（天门冬氨酸氨基转移酶）的水平。
同时统一取肝左叶组织1．5cm×1cm×0．2cm留作病理标本或分生标本。
注意事项
1.分离肝门时用棉签分离，可避免对肝脏的损伤
2.术前禁食有利于手术进行
3.阻断血流要一次成功，否则会造成缺血预处理，减轻损伤程度
4.再灌后用棉签轻轻按压肝脏，有利于血流恢复
5.取材时镊子不要损伤肝脏
应用疾病模型
肝脏缺血损伤评分：0分：无肝细胞损伤
1分：轻度损伤，特点为细胞质空泡化，病灶核固缩
2分：中度损伤，血窦膨胀，细胞溶质空泡化，细胞边界模糊
3分：中度到重度损伤，凝固性坏死，大量血窦膨胀，红细胞渗出到肝锁，嗜伊红细胞增多，中性白细胞着边（附着于血管壁）
4分：严重坏死，失去肝脏结构，肝索崩解，出血，嗜中性粒细胞渗入
取肝左叶组织1.5cm×1cm×0.2cm于4%多聚甲醛溶液中固定24h 后脱水，包埋，进行石蜡切片后行HE染色，tunel染色。
作坏死评分。
肝小叶结构严重破坏，网状纤维支架塌陷，肝细胞坏死，空泡变样，肝细胞索、肝窦充血肿胀，边界不清，周围有炎性细胞浸润。
