缺血性脑卒中的动物模型完整版

SHRSP大鼠是脑卒中自发性高血压模型动物,是从SHR大鼠中通过选择交配,再经继代近亲繁殖培育而成的.SHRSP大鼠的脑卒中发病率达90%以上,表现为脑出血或脑梗塞,病灶周围脑血管管壁肥厚并有玻璃样变性.血浆高血压蛋白酶原活性升高,相对分子质量变大,血压升高是促使脑卒中发生和发展的前提.经HFC负荷试验,血液中总胆固醇升高5.9～9.7倍,肾病变加重,出现肾小球泡沫细胞.高血压症状持续的时间越长这种细胞出现的频率越高,高血压造成的肾毛细血管损伤加大了脂质的通透性,而高血脂是促进肾病变发展的重要因素.泡沫细胞好发于正在硬化的肾小球,这种选择性分布的特点人与大鼠是一致的,故有可能作为本病的模型使用.。

脑缺血动物模型的制作目录一、简介二、前言三、脑缺血动物模型的分类四、脑缺血动物模型的制作1. 仪器和设备2. 四血管结扎全脑缺血模型3. 大脑中动脉结扎模型4. 光化学脑梗塞动物模型5. 自发性高血压鼠的脑卒中模型6. 血管内栓线技术的局灶脑缺血模型五、脑缺血模型的测量指标六、影响脑缺血损害的相关因素1. 脑缺血的程度2. 体温和脑温3. 麻醉4. 血液因素和其它七、参考文献一、简介一个生理上可控的和可复制的脑缺血动物模型是研究其病理机制和试验新的疗法所必需的。

本节介绍脑缺血动物模型的制作方法。

首先介绍脑缺血动物模型的分类，然后分别介绍几种常用脑缺血模型的制作，包括四血管结扎全脑缺血模型、大脑中动脉结扎和光化学梗塞局部脑缺血模型等。

同时，结合模型的应用，介绍缺血模型的测量指标和相关影响因素。

二、前言脑血管疾病是导致我国中老年人死亡的第一号疾病，也是世界性卫生战略研究重点之一。

在脑血管疾病中以缺血性疾病的发病率占据首位。

通常在轻度缺血/缺氧的情况，脑的补偿机制保护着中枢神经系统免受损伤，但当缺血程度加重时，便会发生不可逆的神经损害，导致系列的临床症状，甚至死亡。

临床上，脑血管意外、心肌梗塞、休克、新生儿窒息和脑外伤都可引起神经元的缺血性损害。

因此积极探讨脑缺血的损害机制及防治措施，具有重要的科学意义[1]。

一个生理上可控的和可复制的动物模型对于系统地、全面地研究脑缺血的病理生理过程和试验新的治疗方法是非常必要的。

首先，尽管临床上脑缺血的发病率很高，可以提供较多的病例。

但是，人类脑缺血是非常多样性的，其表现形势、病因和缺血区的解剖学定位，有着很大的不同。

这种多样性防碍了进行统计学分析和设置对照的可能性。

其次，精确的组织病理学分析、生物化学和生理学研究、常常需要侵入性的外科程序和直接的脑组织取样分析。

第三，发生在缺血性脑损伤早期事件的观察（几分钟甚至几秒钟），只能在实验动物身上才能做到。

最后，由于缺血是一种供血异常，血管因素在其中发挥了重要作用，而血管因素的改变无法用组织细胞培养或脑片孵育的方法来模拟。

脑卒中动物模型实验原理
1.1 缺血性脑卒中
2.1.2 线栓法
实验动物：MCAO大鼠、MCAO小鼠
模型特点：利用线栓闭塞大脑动脉血管，无需开颅，缺血时间和部位易控制，并发症少，是目前使用最广泛的脑卒中模型。

获取方法：可直接购买商品化模型
2.1.2 光化学法
实验动物：大鼠、小鼠
模型特点：无需开颅，重复性较高，病灶部位可控，但缺乏缺血半暗带，无法模拟部分病例的生理变化，适用于慢性脑缺血研究。

获取方法：系统给与光敏剂后，利用高强度光源照射，以激活脑区的光敏剂，产生脑水肿和血小板微血栓，造成局部梗死。

2.1.3 开颅电凝法
实验动物：大鼠、小鼠
模型特点：缺血效果稳定，出血量少，是目前公认的标准大脑中动脉闭塞模型，但开颅存在一定风险。

获取方法：右侧颞下入路进行开颅，采用双极电凝将大脑中动脉闭塞后切断。

1.2 出血性脑卒中
2.2.1 自体注入法
实验动物：ICH大鼠
模型特点：采集自体股动脉血注射至大鼠右侧基底节制作ICH模型，操作简便，出血部位稳定，与人类脑出血病理过程相似。

2.2.2 自发脑出血
实验动物：大鼠
模型特点：将高血压与出血性脑卒中有机结合，适用于高血压引起的脑出血病理生理机制研究。

获取方法：对SHR（自发性高血压）大鼠进行大脑中动脉结扎处
理
2.2.3 胶原酶注入法
实验动物：大鼠、小鼠
模型特点：操作简便，重复性高，与临床脑出血病理生理相似性高，但实验影响因素较多，稳定性较差。

获取方法：将胶原酶通过微量注射器注射入动物尾壳核内。

大脑中动脉闭塞小鼠模型卒中是一种常见的神经系统致命疾病。

88%的缺血性卒中系因血管闭塞。

因为大多数缺血组中发生在大脑中动脉支配区，所以大脑中动脉为卒中小鼠模型重点。

堵塞大脑中动脉的管腔内单线模型用来模仿持久或短暂的闭塞。

这个技术不需要颅骨切除术，切除部分颅骨的外科手术会影响颅内压及体温。

这一技术已广泛应用于模拟持久和短暂局部缺血症状的小鼠。

方案：大脑中动脉闭塞模型1、将5.0单缝线剪成20mm一段，将一端加热烧圆，用显微尺测量直径。

我们最终选直径0.21—0.22mm的缝线，用于25-30g体重小鼠。

2、高压蒸汽灭菌法消毒所有手术用品。

70%乙醇消毒手术台和器械。

3、用5%异氟醚麻醉8-12周小鼠。

诱导麻醉后，将异氟醚调至1.5%小剂量维持。

4、将小鼠仰卧位至于加热板上。

插入一直肠探针，监测并维持小鼠体温在36.5-37.5℃之间。

5、颈部术区备皮。

用70%酒精清洁术区。

6、在立体显微镜下颈部正中1cm切口，拉钩暴露手术部位并找到右侧颈总动脉、颈外动脉、颈内动脉，并将其与周围神经及筋膜分离。

7、进一步分离ECA远端，用双极电凝器凝固ECA和STA，于凝固点切断ECA和STA8、在ECA根部松放两根8.0丝线，在颈总动脉分叉处放置一个血管夹。

9、在ECA残端做一小切口，测量并记录圆头5.0单缝线的长度，插入小口内并向前送入夹子处。

缩紧两丝线，确保单缝线刚好能顺利进入。

10、移除血管分叉处的血管夹，轻轻向前送入单缝线，从ECA到ICA，大概超过CCA分叉处9-10mm，堵住MCA。

整个手术大概花用30-45分钟。

11、缝合颈部切口，将小鼠放置35℃保温箱中苏醒，然后放回笼中。

小鼠苏醒大概需要5-10分钟。

若需短暂性大脑中动脉闭塞模型，可在0.5-2小时后将小鼠再麻醉然后将缝线退到ECA根部。

12、诱导MCAO24小时后，5%异氟醚麻醉小鼠，颈髓离断法取出大脑。

冠切成四个2mm片，室温下将每片放置2% 2，3，5-氯三苯四唑（TTC）磷酸缓冲液中，以测定缺血面积大小。

大鼠大脑中动脉缺血模型
大鼠大脑中动脉缺血模型是一种用于研究脑血管疾病的实验动物模型。

该模型通过阻塞大鼠大脑中动脉，使特定区域的脑组织缺氧，从而模拟脑卒中等脑血管疾病的病理过程。

该模型的建立常用的方法有两种：颅骨开窗法和线栓法。

颅骨开窗法是通过手术在大鼠头部挖取窗口，暴露出脑表面的动脉，然后用丝线或微疏松的阻塞物将动脉堵塞，造成脑缺血。

线栓法则是将一根细线或者硬化的凝血物插入大鼠颈动脉，将其推进至前大脑动脉分支处，从而阻塞动脉血流。

这种模型可以模拟脑血管疾病引起的脑缺血损伤，包括缺血区域的神经元死亡、神经胶质细胞激活、炎症反应等。

研究人员可以通过该模型观察脑缺血后的病理变化和分子机制，评估各种药物或治疗方法对脑缺血的治疗效果。

需要注意的是，动物实验必须符合伦理规范和相关法律法规，研究人员应尽量减少动物的痛苦和不适。

同时，在进行实验前需要仔细设计实验方案，选择适当的动物模型和操作方法，以确保实验结果的可靠性和准确性。

大鼠脑缺血模型制作大鼠脑缺血是一种神经病理学状态，常用于研究脑缺血和再灌注相关的疾病，如中风和心脑血管疾病。

制作大鼠脑缺血模型可以帮助研究者深入了解脑缺血的机制，并探索治疗方法。

下面将介绍一种常用的大鼠脑缺血模型制作方法。

材料准备：1.正常健康的大鼠（约250-300g）2.异氟醚（用于麻醉大鼠）3.氧化氮（用于麻醉大鼠）4.0.9%氯化钠溶液（生理盐水，用于预先裂解血栓）5.弹簧夹（用于阻断大脑供血）6.血管夹（用于再灌注）7.生理盐水或PBS（用于清洗伤口和冲洗大脑）操作步骤：1.麻醉大鼠-以适当的浓度向氧化氮罩中送气，让大鼠吸入异氟醚麻醉。

-确定大鼠是否处于麻醉状态，如失去帕金森反射。

-为了确保大鼠的安全性和麻醉质量，要定期监测大鼠的许多生理参数，如呼吸频率、血氧饱和度和体温。

2.颅窗手术-将大鼠固定在手术台上，用5%碘伏消毒实验区域的皮肤。

-在头部进行剃发和消毒。

- 用手术刀在头部切开皮肤，在颅骨上切开一个直径约 1 cm的圆洞。

-清除头骨上的组织，暴露出颅骨。

-用电动开骨钻在颅骨上进行微抖动，直到打开一个圆洞。

通过控制速度和钻头的压力来避免损伤脑组织。

-用细钳将头皮撕开，暴露出脑膜。

3.制作脑缺血-用生理盐水或PBS洗涤脑膜，以确保大脑的清洁。

-用弹簧夹仔细阻断大脑的供血。

通常选择大脑的前动脉（MCA）或双侧MCA，使大脑区域发生缺血。

-检查大鼠是否出现神经功能缺陷，如软瘫、不对称性和意识丧失等。

-记录缺血时间，通常在20-30分钟之间。

-选择再灌注时间，通常是60分钟。

4.再灌注-在再灌注前，用生理盐水或PBS冲洗大脑。

通过防止缺血时间和再灌注时间的太长，以减少实验操作引起的伤害。

-用血管夹将阻断的血管解除，实现再灌注。

-观察大鼠是否恢复神经功能，例如排尿、动作和体位等。

-保持大鼠体温适宜，定期监测大鼠身体参数。

5.实验后处理-在实验结束后，用生理盐水或PBS冲洗伤口。

-给大鼠提供足够的水和食物，让其恢复。

非人灵长类动物缺血性脑卒中病模型技术原理介绍
病症介绍：脑卒中是非常严重的健康和社会问题，具有发病率高、致残率高、复发率高、死亡率高以及医疗花费比例高等特点。

模型优势：非人灵长类食蟹猴作为人类的近亲，其形态结构，生理机能和生化代谢方面同人类非常相似，用灵长类进行试验研究的结果外推到人类误差最小。

我们将利用现有大批量食蟹猴的优势，使动物实验中的各处理因素和影响因素统一化，减少模型的差异对实验结果的影响，尽可能地提高与人类脑卒中发病过程的一致性，同时对新药的药理、药效进行更加客观、准确的评估，并及时淘汰疗效不佳、毒性大的候选药物，从而提高新药研发成功的几率、降低新药研发周期和成本。

急性缺血性脑梗死动物模型研究进展急性缺血性脑梗死是由于脑血管疾病引起的脑部血液供应不足引起的一种严重疾病，在临床上具有高发性和高致残率。

研究该病的动物模型对于疾病的发病机制和治疗方法的探究非常重要。

本文将综述近年来急性缺血性脑梗死动物模型的研究进展。

常用的急性缺血性脑梗死动物模型包括原发性或继发性大鼠中颈动脉结扎（MCAO）模型、大鼠近远端闭塞（intraluminal filament）模型、大鼠主动脉阻断（BCAO）模型以及小鼠中颈动脉结扎（MCAO）模型等。

这些模型具有操作简便、易于复制和可调控性强的优点，已经成为研究急性缺血性脑梗死的主要工具。

近年来，急性缺血性脑梗死动物模型的研究主要集中在以下几个方面：1.病理机制的研究：研究者通过动物模型可以模拟人类急性缺血性脑梗死过程，进而研究其发病机制。

例如，一些研究表明，缺血-再灌注损伤、氧化应激、炎症反应等因素在脑梗死中起到重要作用。

研究者通过模型动物的脑组织与血液、细胞等方面的分析，揭示了这些因素的作用机制，为疾病的早期诊断和治疗提供了理论基础。

2.治疗方法的研究：急性缺血性脑梗死目前主要通过溶栓治疗和血管重建治疗来改善患者的预后。

而动物模型在研究这些治疗方法的有效性、剂量、时间窗等方面起到了重要作用。

例如，一些研究使用动物模型验证了溶栓药物的疗效，探讨了最佳的给药时间和剂量，为临床实践提供了参考。

3.新治疗方法和药物的评价：研究者通过急性缺血性脑梗死动物模型，不断探索新的治疗方法和药物的疗效。

例如，一些研究发现神经保护因子、活性氧清除剂、炎症抑制剂等具有一定的治疗潜力，为临床应用提供了新的方向。

综上所述，急性缺血性脑梗死动物模型研究在揭示疾病发生机制、评价治疗方法和探索新的治疗方向等方面发挥着重要作用。

随着研究技术和方法的不断更新，相信动物模型研究将进一步推动急性缺血性脑梗死的基础研究和临床应用。

全脑缺血动物模型制作步骤及方法1两动脉阻断法(occlusion of bilaterial carotis communis artery) (1)复制方法 SD大鼠，雌雄不拘，体重为250～300g。

经腹腔注射水合氯醛(350～400mg/kg体重的剂量)或戊丨巴丨比丨妥丨钠(50～60mg/kg体重的剂量)麻醉后，仰卧位固定，剃除颈部毛发，手术区域皮肤常规消毒。

颈前正中切口，分离双侧颈总动脉(carotis communis artery, OCA)，夹闭双侧CCA，同时合并低血压以减少脑血流量，造成急性脑缺血。

由于啮齿动物(沙土鼠除外)脑血液循环有较人类丰富的侧支循环，仅结扎双侧CCA不足以明显降低脑血流量(CBF)，因此结合降压药三丨甲噻吩、酚妥拉明或静脉放血等方法使动脉血压降低至50mmHg(6.7kPa)，使CBF降低至正常的5％～15％。

放血方法：由颈静脉插管至右心房，供放血并连续记录EEG。

采用抽血的方法放血，失血达80mmHg(10.7kPa)时结扎双侧颈动脉，再继续抽血，使血压降至6.7kPa。

(2)模型特点此方法的优点是操作简便，用一次性手术即可完成，阻断可逆，可人为控制动物呼吸。

采用这种方法复制的模型，能进行缺血再灌流损伤的研究，模拟了临床上休克、心功能不全、脑血管严重狭窄或阻塞合并血液低灌流引起的脑循环障碍，造成不同程度的脑组织缺血损伤。

因而，对于探讨人类缺血性脑损伤的发病规律，评价抗脑缺血药物的疗效等有价值。

缺点是：①模型不能在清醒动物上复制，无法研究血管狭窄后行为学的变化。

②常因存在侧支循环而造成缺血不，部位不宜确定。

③脑缺血时限长，有时导致脑缺血后抽搐、癫癎等并发症的发生。

且由于低血压状态，可干扰其他器官、组织的供血和实验结果。

此方法除可用于大鼠外，也可用于兔、猫和猴的性脑缺血。

2四动脉阻断法(occlusion of four blood vessels)(1)复制方法 SD大鼠，雌雄不拘，体重为250～300g。

脑缺血动物模型具体步骤及详细方法原型物种人来源脑缺血再灌注（MCAO线栓法）模式动物品系Balb/c 小鼠，SPF级，雄性，健康，体重25g~30g实验分组随机分组：对照组，模型组，阳性药物组和药物组，每组15只实验周期24 hours, 3 days or 7 days建模方法1. 3%戊巴比妥钠麻醉小鼠，颈部备皮，消毒，插入肛温探头，保持体温在37±0.5℃。

2. 颈部正中切口，暴露右侧颈总动脉，颈内动脉和颈外动脉。

使用7-0丝线在距离颈总动脉分叉2mm处结扎颈外动脉远心端，在颈外动脉穿入另一根7-0丝线，在靠近颈总动脉分叉处打一个活结。

3. 使用动脉夹夹闭颈总动脉。

在距离颈总动脉分叉处1.5mm处的颈外动脉上剪一个小口，将一根头端处理过的0.18mm直径的尼龙线从小口中插入，进入颈内动脉，并向内插入大脑中动脉，尼龙线的插入深度距离颈总动脉分叉处约9±1mm。

4. 缺血后60min拔掉线栓，用7-0丝线结扎外动脉近心端，用5-0丝线缝合颈部伤口，活力碘消毒伤口，将小鼠放在加热垫上，待清醒后放入恒温抚养箱饲养。

5. 术后24h，对小鼠进行神经功能评分，然后麻醉小鼠，取大脑进行TTC染色和病理染色。

应用疾病模型1.神经功能缺失体征评分参考Longa及Bederson的5分制法在动物麻醉清醒后24h进行评分，分值越高,说明动物行为障碍越严重。

0分:无神经损伤症状1分:不能完全伸展对侧前爪2分:向对侧转圈3分:向对侧倾倒4分:不能自发行走,意识丧失2.TTC染色麻醉小鼠后，取小鼠脑组织，放入-20℃冰箱冷冻30min。

用PBS配置1% TTC（W/V），37℃水浴至TTC溶解，将冻好的脑组织切片，置于10ml TTC 溶液中，37℃恒温孵育10min。

不时翻动脑片，使组织均匀染色。

正常脑组织染色后呈鲜红色，而梗死区呈苍白色。

取脑后用4%多聚甲醛溶液固定，蔗糖溶液脱水后，经OCT包埋做冰冻切片，切片10um，做尼氏染色，可做梗死面积的评价。

小鼠MCAO总结小鼠MCAO（大脑中动脉结扎）是一种常用的动脉结扎模型，用于研究缺血性脑卒中。

在该模型中，通过结扎小鼠颈部的大脑中动脉，导致大脑供血不足，从而引发脑组织缺血和神经细胞死亡。

本文将对小鼠MCAO的实验步骤、方法以及该模型的应用进行总结和分析。

首先，进行小鼠MCAO实验的前提是具备动物实验的合理伦理和实验条件。

对于伦理问题，需要获得相关实验动物伦理委员会的批准，并遵守国家和地区的法律法规以及世界卫生组织的相关指导原则。

对于实验条件，需要具备适当的动物设施，例如温度和湿度适宜的动物房、合适的饲养和免疫条件等。

接下来是小鼠MCAO的实验步骤。

首先，需要选择适合的小鼠品系和年龄。

常用的小鼠品系包括C57BL/6和Wistar。

选择小鼠的年龄一般在8-12周之间，因为在这个年龄段，小鼠的大脑动脉易于结扎。

然后，对小鼠进行术前准备，例如麻醉、剃毛和消毒等。

麻醉可以选择使用异氟醚、氯胺酮等。

在实施术中，首先需要进行颈部的切开，然后定位大脑中动脉。

一般通过显微镜或放大镜来观察和定位。

之后，使用一根丝线或者闭夹器进行结扎，以阻断大脑中动脉的血流。

结扎的位置一般选择在颈动脉与大脑中动脉的分叉处。

结扎时间一般为30分钟至1小时，可以根据实验需求来决定。

至于恢复期，可以选择24小时、72小时或更长的时间。

MCAO模型的评价标准主要有神经行为学、组织学和分子生物学等方面。

神经行为学评价包括笼中循环、运动协调、行动能力评估等。

组织学评价主要是通过HE染色或免疫组化等方法，观察和统计脑组织的损伤程度、核染色和胶质增生等指标。

分子生物学评价主要是通过检测相关蛋白或基因的表达水平来评价大脑组织的病理改变。

小鼠MCAO模型是研究缺血性脑卒中的重要模型，具有较好的再现性和可操作性。

其主要应用包括：研究病理生理机制，例如缺血再灌注损伤、神经炎症反应、胶质增生等；评估潜在的治疗方法，例如药物和干细胞治疗等；评估神经保护剂或治疗方式的效果，例如针刺、脉冲电磁场等；研究缺血性脑卒中的早期诊断和预防方法，例如影像学、生物标志物等。