观察花粉粒在柱头上萌发的实验

实验九花粉生活力测定一、实验目的1．学习和了解植物花粉生活力测定方法及原理。

2．初步掌握稻、麦的花粉生活力测定方法。

二、内容说明农业常规育种工作中，为了进行人工辅助授粉和杂交授粉，尤其是杂交育种工作，为解决亲本花期不一致和远距离杂交的问题，通常需要早期采集和储藏花粉。

不同类群植物花粉在自然条件下的寿命，花粉的储藏条件，以及花粉生活力的测定有所区别，这一是由花粉本身的特征决定的，二是由贮藏条件决定的。

一般来说，禾谷类作物花粉的寿命较短，自花授粉植物花粉的寿命尤其短，如小麦在花药开裂后30min，花粉即由鲜黄色变为深黄色，此时己有大量花粉丧失活力。

在许多特殊条件下，花粉生活力的差异对于研究花粉-柱头的相互作用，作物改良与育种操作，基因库的保持，不亲和性与受精关系，生理调节对花粉萌发的影响和基因流等，均有非常重要的实践意义。

因此，对于外地采集来的花粉的短暂贮藏、花粉的生物学研究、自交或远缘杂交分析结实率或不结实原因、鉴定雄性不育系时，花粉生活力的测定显得很重要。

花粉生活力有很多表述法，为了方便起见，现将各种表述方法列表如下(表9-1)，以供参考。

表9-1 花粉生活力的各种表述法花粉生活力的测定方法较多，通常可分为萌发测定和不萌发测定两大类，常用的有：（1）形态鉴定法是一种简便的鉴定新采集花粉的方法。

可通过直接观察花粉在形态上有明显差异来鉴定花粉有无生活力。

发育不正常的花粉，内含物不充实而空秕，形状也不规则，大小参差不齐。

而正常花粉内含物充实饱满，形状规则，大小整齐。

因内部含有较多淀粉粒而遇1%I-IK溶液呈深紫色反应，遇水易涨而破裂。

一般适用于不育系及远缘杂交后代花粉形态和育性的鉴定。

（2）染色鉴定法（FCR法）用不同的化学试剂如双乙酸荧光素(fluorescein diacetate)、联苯胺茶酚等快速鉴定花粉生活力。

双乙酸荧光素是一种荧光染料，其本身不产生荧光，无极性，可以自由地透过完整的原生质膜。

花粉生活力测定方法研究进展摘要：总结了花粉活力测定的染色法、离体萌发法以及田间授粉法等的原理和应用并分析了各种方法的优缺点。

关键词：花粉花粉活力测定方法花粉是高等植物的雄性配子体，在有性繁殖过程中起到传递雄性亲本的遗传信息。

花粉不仅是植物遗传、育种、进化、生殖的重要研究对象，也是孢粉分析、蜂群培育、药物制造、医疗及生理实验的重要材料。

花粉活力是花粉具有生长、萌发、或发育的能力。

在农业生产及农业常规杂交育种的中，研究花粉的生活力和育性是不可缺少的基础性工作。

农业生产和育种工作通常会遇到花期不一致带来的困难，为解决这一难题，保存花粉的活力成为重要手段，而在贮藏花粉之前必须先检测花粉的活力。

不同种类植物花粉的自然寿命、适宜的贮藏方式及花粉活力适宜的测定方法不同。

因此，掌握花粉活力的检测方法对提高育种效率有较高的作用和意义。

综合前人的研究结果，花粉生活力的检测方法可以分为四大类：①染色法；②萌发测定法；③田间授粉检测法；④形态测定法、无机酸检测法。

1染色法1.1TTC染色法TTC即2,3,5-氯代三苯基四氮唑，它是一种氧化还原染料，水溶液无色。

基本原理是[1]：当TTC渗入细胞后，遇到活细胞里的脱氢酶接受氢离子，由无色的氧化型变成红色还原型不溶于水的化合物，由此来判断花粉的生活力。

具体操作步骤：①配制PH为7.17的磷酸缓冲液。

称取0.832克磷酸氢二钠和0.273克的磷酸二氢钾溶于100ml的蒸馏水中，调整pH为7.17。

②TTC溶液配制。

依据不同植物称取0.02～1.0g的TTC溶于100ml的磷酸缓冲液中，于棕色瓶中黑暗处保存。

③染色。

取少量花粉置于载玻片上，加上一滴TTC溶液，用镊子搅拌均匀，盖上盖玻片，然后放置于35℃的恒温箱中染色15～20min。

④镜检。

于10×10倍镜下观察，凡具有活力的花粉被染成红色，部分丧失活力的呈现粉红色，无色的是的或不育的花粉粒。

凌春英,肖恩等的研究[2]得出常温、黑暗条件下用TTC染色12h可达到较好的观察效果，并认为TTC法是大花蕙兰和墨兰花粉活力测定便捷、有效的方法。

油茶花粉活力及柱头可授性研究王湘南;陈永忠;王瑞;朱朝阳;彭邵锋;陈隆升;马力【摘要】TTC method was utilized to determine the vigor change and life-span of the Camellia oleifera pollen after anther dehiscence; with agar medium germination method, the pollen germination rate was determined; and with benzidine-hydrogen peroxide method, the stigma receptivity was measured. The results show that Camellia oleifera pollen vigor showed a rising trend in 8 hours after anther dehiscence, within 1 ~ 2 days the pollen maintained at a high vigor level, then gradually declined, the life-span of Camellia oleifer pollen was around 4 ～ 10 days or so, and the best pollination period was 1 to 5 days after flowering; The rate of Camellia oleifer pollen germination is an indicator of pollen vigor, the determining value was slightly lower than the result of the TTC method, which is a kind of supplement and verification to TTC method in determining the pollen vigor; The stigma receptivity maintained for 3 ~ 6 days or so, but the best pollination period was about 5 days, among open in the bud and the un-blossomed the flowers already have a certain receptivity, flowering the first 1 ~ 5 days the stigma receptivity was rising, 5 ～10 days started to reduce until to basically disappeared; Compared with the period of stigma receptivity to pollen, life-span was relatively longer, the test results and the observation of a single flower opening life was consistent.%用TTC法测定油茶花粉散粉后的活力变化及寿命,用琼脂培养基萌发法测定了花粉萌发率,用联苯胺一过氧化氢法测定了柱头可授性.结果表明:油茶花粉活力在散粉8h呈上升趋势,即散粉第1～2天保持较高活力,随后活力开始下降,花粉寿命为4～10d,最佳传粉期为开花后第1～5天；油茶花粉萌发率是体现花粉活力的一个指标,结果略低于TTC 法测定的花粉活力值,它是对TTC法测定花粉活力的补充和验证；油茶柱头可授性持续3～6 d,花苞在将开而未开时已具备一定可授性,开花第1～5天柱头可授性呈上升趋势,第5～10天可授性减弱至基本消失；与柱头可授性相比,花粉寿命相对长些,试验结果与所观测的单花开放寿命较相一致.【期刊名称】《中南林业科技大学学报》【年(卷),期】2012(032)003【总页数】6页(P17-22)【关键词】油茶;散粉;花粉活力;萌发率;柱头可授性【作者】王湘南;陈永忠;王瑞;朱朝阳;彭邵锋;陈隆升;马力【作者单位】湖南省林业科学院,湖南长沙410004;湖南省林业科学院,湖南长沙410004;湖南省林业科学院,湖南长沙410004;中南林业科技大学,湖南长沙410004;湖南省林业科学院,湖南长沙410004;湖南省林业科学院,湖南长沙410004;湖南省林业科学院,湖南长沙410004【正文语种】中文【中图分类】S794.4油茶Camellia oleifera 属山茶科山茶属，灌木或乔木[1-2]，主产我国，广泛分布于我国长江流域以南的l8个省(自治区) [3-4]，是我国南方主要食用油料树种，也是世界四大木本食用油料树种之一[5]，其种子榨得的油色清味香，油酸、亚油酸等不饱和脂肪酸含量占90%左右，脂肪酸组成合理，营养丰富[3-4，6-9]，是一种优质保健的食用油。

花粉萌发试验方法1.花粉萌发率和花粉管长度的测定：花粉培养采用固体培养基。

培养基组分为：1%琼脂、10%蔗糖、0.01%硼酸、0.03%硝酸钙，pH为6．5。

将花粉播种到培养基上后，在25℃、100％空气湿度、避光条件下培养6 h后，在显微镜下观察花粉的萌发和生长情况。

100ml：1 g琼脂，10 g蔗糖，0.01g硼酸，0.03g硝酸钙。

2.培养基的制备：在烧杯中加入100 mL蒸馏水，再加入1％琼脂，在酒精灯上加热，使之完全熔解，然后加入15％蔗糖，制成15％的糖液。

本实验加入了100 mg／L硼酸，以促进花粉的萌发。

2.测定花粉萌发率的培养基按蔗糖15％、硼酸15mg/L、琼脂0.5％制备，经高压灭菌后置冰箱内保存，使用时加热熔化为液体培养基待用。

花粉培养与萌发率测定时，用无菌滴管吸两滴液体培养基于载玻片的两处，用毛笔蘸花粉撒播于培养基上，将载玻片放人垫有湿滤纸的培养皿中，于室温下培养和镜检。

花粉播种后4小时镜检萌发情况，在10×10倍视野下计取3—5个视野的花粉萌发数和花粉总数，计算花粉萌发百分率[3‘5】。

以花粉管长度大于花粉粒直径的1／2为花粉萌发的标准，花粉数以3—5个视野的花粉粒总数超过100个为宜[3。

7】。

3.参照程中平等的方法，采用含10％蔗糖和0．8％琼脂的培养基。

注意：在熬制时要用玻璃棒不断搅拌，使其融化均匀，还可加入微量柱头渗出液、维生素等以形成花粉粒发芽的最适环境条件。

然后集中放在一个大的瓷盘中，用纱布覆盖后加盖，放于25℃的温箱内培养。

实验表明：花粉在播8 h后，发芽数不再有明硅增加。

在播后12 h在低倍显微镜下检查发芽情况，直至花粉粒发芽数不再增加为止，记载花粉发芽数，以明确不同仡粉的发芽速度和发芽进程。

一、实验目的1. 了解花卉杂交授粉的基本原理和方法。

2. 掌握人工杂交授粉的操作步骤。

3. 通过实验，观察杂交后代的表现，验证杂交授粉的效果。

二、实验材料1. 植物材料：选取月季、菊花、桃花等花卉作为实验材料。

2. 工具：放大镜、剪刀、毛笔、透明纸袋、镊子、酒精、消毒液、记录本等。

三、实验方法1. 实验步骤（1）去雄和套袋：在杂交授粉之前，首先将雄蕊全部拔掉，以防自花授粉。

一般花卉的雄蕊比雌蕊成熟早，为了保险起见，最好在花蕾全部展开前就把花瓣剥开，将雄蕊拔掉，也可将花瓣一起拔掉，防止它们招蜂引蝶而造成天然杂交。

去雄后应立即套上透明纸袋，让柱头、花柱和子房在袋内慢慢发育。

（2）花粉的采集和贮存：将父本的花粉事先采集下来进行贮存，待母本开花后再进行授粉。

花粉的寿命因花卉种类的不同而不同。

一般花卉的花粉粒在低温干燥环境下能够保存很长时间，采粉时应当用新毛笔收集花粉，或者连同花丝一起拔下来，收集到干净的玻璃器皿中，然后放入避光的冷藏箱或冷箱的下层，保持5~10℃的低温和50%以下的相对湿度。

（3）人工授粉：当父本花药上的花粉粒颗颗显现，颜色变黄，母本的柱头显出亮晶晶的黏液时，说明它们都已成熟。

这时即可采集花粉进行授粉。

如果雄蕊的花丝粗壮，则说明花粉已经成熟。

2. 实验观察在杂交授粉后，定期观察杂交后代的表现，记录其生长发育情况、花色、花型、花期等性状。

四、实验结果与分析1. 结果通过人工杂交授粉，月季、菊花、桃花等花卉的后代在花色、花型、花期等方面表现出一定的杂种优势。

例如，杂交后的月季花色更加鲜艳，花型更加优美；杂交后的菊花花期更长，花型更加丰富；杂交后的桃花花瓣更加丰满，花期更加集中。

2. 分析（1）杂交授粉可以提高花卉的品质，培育出更加优秀的品种。

（2）杂交授粉可以丰富花卉的遗传多样性，为花卉育种提供更多的选择。

（3）杂交授粉需要掌握一定的操作技巧，如去雄、套袋、花粉采集和贮存等。

五、实验结论通过本次实验，我们掌握了花卉杂交授粉的基本原理和方法，验证了杂交授粉的效果。

实验三主要树种花粉形态、花粉贮藏及花粉生命力测定（一）实验目的通过本实验，掌握主要树种花粉的形态，花粉储藏及花粉生命力测定的方法及其原理。

（二）实验材料与药剂配制供测定树种的花粉、硫酸、氯化钙、蔗糖、葡萄糖、蒸馏水、凡士林、乳酸、苯胺兰、联苯胺、α一苯酚、酒精、碳酸钠、过氧化氢、琼脂等。

染色剂的配制：A 配制1%苯胺蓝水溶液。

将1克苯胺蓝溶于100ml的蒸馏水中。

B 配制0.5%苯胺蓝乳酸酚。

先以一份酚溶解在一份蒸馏水内，然后加入甘油、乳酸各一份做成苯胺蓝乳酸酚。

固体培养基：10g的10%蔗糖（或者葡萄糖）+2克的2%琼脂+100ml 水加热至琼脂完全融化为止。

用纱布过滤冷凝就得出固体培养基。

液体培养液：以千分之一的硼酸代替蒸馏水，加5％葡萄糖，加热溶解，最好煮沸几分钟达到消毒目的即可。

（三）实验工具载玻片，盖玻片，解剖针，毛笔，干燥器，小试管或指形管，脱脂棉，花粉筛，标签，玻璃铅笔、显微镜、冰箱、培养皿．悬滴载玻片。

（四）实验方法及步骤1 树木花粉一般形态（1）花粉壁：花粉有两层壁（内壁和外壁）。

外壁是角质化的，有几层组成，一般为三层，表面是光滑的或者呈波浪形（凸起或者凹下），有的还具有各种雕纹（纹饰）；内壁是果胶质的，花粉粒经过酸或碱处理后，内壁都被溶解掉，内壁是由透明的玻璃状物质组成的，最易吸水膨胀。

（2）发芽沟：发芽沟是外壁上沟状的凹陷，上面蒙着一层薄膜。

花粉发芽时花粉管就从这些地方长出来。

发芽沟的数量对每种树木通常是一定的。

一般1~30个以上的范围内变化，被子植物、双子叶植物经常有3个发芽沟，裸子植物只有一个发芽沟。

（3）发芽孔：也是花粉管伸出的地方。

花粉发芽孔数量和形状对某些植物是一定的。

发芽孔往往分布在发芽沟里，并且排列顺序对每一种植物是一定的。

裸子植物中发芽孔很少见。

（4）气囊：裸子植物的某些树种的花粉带有气囊，实际上就是花粉外壁的外层的延长和伸展。

气囊一般有两个，有些树种或者还多于两个。

第４２卷第１期吉林师范大学学报(自然科学版)Ｖｏｌ.４２ꎬＮｏ.１㊀２０２１年２月ＪｏｕｒｎａｌｏｆＪｉｌｉｎＮｏｒｍａｌＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙ(ＮａｔｕｒａｌＳｃｉｅｎｃｅＥｄｉｔｉｏｎ)Ｆｅｂ.ꎬ２０２１收稿日期:２０２０￣１１￣１８基金项目:国家自然科学基金项目(３１７７０７２３ꎬ３１３７０６８３)第一作者简介:贺红利(１９８２ )ꎬ女ꎬ吉林省辽源市人ꎬ实验师ꎬ博士.研究方向:植物学.∗通讯作者:刘剑锋(１９７６ )ꎬ男ꎬ湖北省黄石市人ꎬ教授ꎬ博士ꎬ硕士生导师.研究方向:植物学.ｄｏｉ:１０.１６８６２/ｊ.ｃｎｋｉ.ｉｓｓｎ１６７４￣３８７３.２０２１.０１.０１８植物中花粉管在柱头的生长特征贺红利ꎬ任佳华ꎬ刘剑锋∗(吉林师范大学吉林省植物资源科学与绿色生产重点实验室ꎬ吉林四平１３６０００)摘㊀要:在多数高等植物中ꎬ花粉粒通过虫媒或(和)风媒到达植物雌花柱头ꎬ花粉粒在柱头吸水萌发后ꎬ穿过花柱组织ꎬ最终花粉管将两个精细胞传递给雌配子体ꎬ从而实现双受精作用.在受精过程中ꎬ花粉管必须穿透柱头并在花柱组织中生长ꎬ最后到达胚珠的珠囊ꎬ这一定向生长过程需要十分精确的调控.本文就花粉管的激活和引导研究进展进行了综述ꎬ并对今后的研究提出展望.关键词:花粉ꎻ花粉管ꎻ萌发ꎻ柱头中图分类号:Ｓ７２２.３㊀㊀文献标志码:Ａ㊀㊀文章编号:１６７４￣３８７３￣(２０２１)０１￣００９９￣０５㊀㊀正常的传粉与受精是开花植物保证其有性生殖顺利完成的关键ꎬ没有传粉与受精ꎬ果实无法形成.整个授粉和受精过程主要包括以下几个步骤:花粉在柱头附着㊁花粉的水合及萌发㊁花粉管生长.花粉管在柱头萌发以后ꎬ沿花柱进行生长ꎬ随后进入输导组织.花粉管的生长受胚珠信号的调控[１￣２]ꎬ会沿着珠柄生长ꎬ最后进入胚珠的胚囊.在花粉管生长过程中ꎬ精子在花粉管内移动ꎬ花粉管到达雌配子体后ꎬ两个精子将分别与卵细胞和极核融合ꎬ进行双受精.因此ꎬ花粉管是精子的载体ꎬ花粉管中的两个精细胞需要移动相当长的距离才能到达胚囊ꎬ花粉管的生长受到许多细胞￣细胞信号相互作用的调控.近年来ꎬ生命科学领域许多技术都取得迅猛的发展ꎬ对花粉管生长调控机制的研究也逐步全面深入.因此ꎬ本文将以上述植物授粉受精的几个重要步骤为基础综述花粉管的生长调控机制.１㊀花粉的附着与识别种瓜得瓜㊁种豆得豆 ꎬ这句俗话生动地说明了植物物种的遗传稳定性.只有亲缘关系近的物种的花粉ꎬ才能在特定物种的柱头萌发.花粉与柱头的识别反应ꎬ构建了物种间的生殖壁垒ꎬ维持了物种的稳定性.花粉与柱头的识别反应㊁花粉在柱头的萌发与花粉壁的构造有关.花粉壁结构有物种特异性ꎬ在结构上可分为三层ꎬ分别为:(１)花粉外壁.花粉外壁也有多层ꎬ含有孢粉素ꎬ有供花粉管萌发的萌发孔ꎬ不同物种萌发孔的数量位置有明显差异.一般来说ꎬ单子叶植物花粉粒有１个萌发孔ꎬ双子叶植物有３个萌发孔[３].(２)花粉内壁.该结构有时也有多层ꎬ其主要化学成分是纤维素.(３)花粉外被.该层由脂类㊁蛋白㊁芳香化合物等组成ꎬ在花粉和柱头的识别㊁花粉管萌发过程中起作用.不同的物种ꎬ花粉粒的大小㊁化学成分㊁色素㊁表面纹饰等均有差异ꎬ如风媒花的花粉粒较小ꎬ易随风进行传播.花粉粒的形态特征ꎬ也可作为不同物种㊁不同品种的鉴定依据[４].柱头为植物花粉提供了接触点ꎬ柱头根据含水量的多少分为两种类型ꎬ分别是:干柱头与湿柱头.湿柱头表面有蛋白㊁脂类等分泌物ꎬ因而显得湿润ꎬ在植物中ꎬ形成二核花粉的种多拥有湿柱头ꎬ如豆科(Ｌｅｇｕｍｉｎｏｓａｅ)㊁茄科(Ｓｏｌａｎｃｅａｅ)和兰科(Ｏｒｃｈｉｄａｃｅａｅ)植物等.干柱头上有蜡质㊁蛋白样薄膜ꎬ这样植物多属风媒授粉植物ꎬ如菊科(Ａｓｔｅｒａｃｅａｅ)ꎬ禾本科(Ｇｒａｍｉｅａｅ)和芸苔科(Ｂｒａｓｓｉｃａｅａｅ)[５].００１吉林师范大学学报(自然科学版)第４２卷自然界中ꎬ许多植物为防止近交ꎬ呈现出自交不亲和特性.所谓自交不亲和是指具有植物的花器可以形成正常雌㊁雄配子ꎬ但缺乏自花授粉结实能力.具有自交不亲和性的作物有甘蓝㊁黑麦㊁白菜型油菜㊁向日葵㊁甜菜㊁白菜和甘薯等[６].根据遗传学研究ꎬ自交不亲和可分为配子体型自交不亲和与孢子体型自交不亲和.配子体型自交不亲和是指花粉在柱头上萌发后可侵入柱头ꎬ并能在花柱组织中延伸一段ꎬ此后就受到抑制ꎬ这在豆科㊁茄科和禾本科的一些植物中较为常见.花粉管生长受抑制可发生在花柱组织内ꎬ也可以在花粉管与胚囊组织之间ꎻ极端情况下ꎬ花粉管释放的精子已达胚囊ꎬ但仍不能与卵细胞发生结合.孢子体型自交不亲和性指花粉落在柱头上不能正常萌发ꎬ或者萌发后在柱头乳突细胞上缠绕而无法侵入柱头ꎬ花粉的这种行为取决于二倍体亲本的基因型ꎬ因而称为孢子体型自交不亲和性ꎬ多见于十字花科和菊科植物.２㊀花粉的水合与萌发花粉粒从花药中释放时ꎬ代谢不活跃ꎬ含水量较低[７￣８].花粉粒在柱头附着萌发时ꎬ需要从柱头吸收水分ꎬ因此ꎬ花粉粒在柱头水合对于花粉管的萌发至关重要ꎬ这一过程受花粉和柱头之间的相互作用的调控.在干柱头表面ꎬ不能通过花柱识别反应的花粉粒不会发生水合ꎬ因而也不会萌发形成花粉管[９￣１０].在拟南芥中ꎬ花粉外壁和柱头的脂类和蛋白质在花粉水合作用中起着关键作用[１１].花粉在柱头附着以后ꎬ甘蓝的柱头乳突细胞[１２]和拟南芥的花粉粒[１３]中水通道蛋白大量表达ꎬ进而启动了花粉的水合过程ꎬ这表明水通道蛋白参加花粒水合过程的调控.在拟南芥花粉外壁中找到了６种脂酶和６种富含甘氨酸蛋白ＧＲＰｓ[１４]ꎬ其中ＧＲＰ１７突变后ꎬ突变株花粉的水合过程被延迟ꎬ与野生型花粉相比ꎬ突变株花粉水合竞争能力变弱[１５].长链脂类生物合成路径中的基因ｅｃｅｒｉｆｅｒｕｍ(ｃｅｒ)突变后ꎬ突变株的花粉不能在柱头上发生水合作用[１６].以上研究结果表明ꎬ花粉壁与柱头表面的脂类调控花柱向花粉的水分运输ꎬ不同的蛋白参与花粉与柱头的识别.除外部组分外ꎬ一些内源信号路径也参与花粉的水合.在拟南芥中ꎬＳｎｆ１相关蛋白激酶１(ＳｎＲＫ１)的βγ亚基突变株的花粉不能正常在花柱发生水合ꎬ在离体萌发过程中则能正常萌发ꎬ推测ＫＩＮβγ亚基通过调节活性氧水平在花粉的水合过程中起重要作用[１７].一种花粉特异的机械敏感通道蛋白ＭＳＬ８对花粉水合和花粉萌发至关重要[１８].在水合后的数分钟内ꎬ花粉粒由非极性转为高度极性ꎬ细胞质和细胞骨架进行了组织并形成管状结构ꎬ同时ꎬ花粉质膜选择靶向分泌小泡和胼胝质沉积出现在新形成的花粉管中[１９].在许多物种中ꎬ花粉管从萌发孔萌发ꎬ花粉外壁厚度则明显减少[２０].果胶的修饰是花粉萌发的关键ꎬ而在拟南芥中敲除果胶甲基酯酶ＰＭＥ４８将显著延缓花粉萌发[２１].花粉细胞壁蛋白在花粉萌发过程中也起着重要作用ꎬ富含亮氨酸重复序列延伸蛋白基因ＬＲＸｓ的突变导致花粉萌发受阻[２２].钙离子(Ｃａ２＋)在调控花粉管生长过程中也起到了重要的作用[２３]ꎬ当花粉管中的Ｃａ２＋吸收受阻ꎬ花粉管中的Ｃａ２＋浓度梯度将消失并引起花粉管生长的停滞[２４].有研究认为胞质中自由钙离子与花粉管中特异性的钙离子浓度梯度在花粉管伸长生长过程中都有重要的调节作用[２５].花粉管具有逆钙离子浓度生长特性ꎬ而花粉管尖端钙离子浓度同时受胞外钙离子内流与胞内钙离子外流的影响[２６]ꎬ而花粉管中钙离子浓度梯度的形成与质膜上的钙泵㊁钙离子通道等相关[２６].３㊀花粉管在花柱中的生长花粉萌发以后ꎬ花粉管必须穿透柱头与花柱ꎬ直到最终到达胚珠.在拟南芥中ꎬ岩藻糖转移酶基因ＡｔＯＦＴ１参加花粉管在花柱中的生长调控.ＡｔＯＦＴ１定位于高尔基体ꎬ这意味着在花粉与柱头的互作过程中ꎬ糖基化可能发生作用[２７].ＡｔＶＰＳ４１编码一个膜蛋白ꎬ该蛋白位于花粉管的内膜系统ꎬ该基因突变后ꎬ花粉在离体条件下萌发正常ꎬ但在柱头附着以后ꎬ花粉管在柱头中不能正常的延伸与生长.进一步的研究表明ꎬＡｔＶＰＳ４１参与调控花粉管中的囊泡运输[２８].拟南芥基因组中共找到２０个离子型谷氨酸受体样(ＧＬＲ)基因ꎬ其中６个ＧＬＲ在花粉中表达.ＧＬＲｓ通过花粉管顶端的Ｃａ２＋内流控制胞质钙浓度ꎬ参与花粉管内钙离子信号的传导ꎬ从而影响花粉管的生长.ＧＬＲ１.２或ＧＬＲ３.７的单次敲除会导致花粉管生长１０１第１期贺红利ꎬ等:植物中花粉管在柱头的生长特征减慢ꎬ并降低结实率ꎬ这些实验结果表明ＧＬＲ１.２和ＧＬＲ３.７在花粉管生长中的确有一些特殊的作用.氨基酸γ￣氨基丁酸(ＧＡＢＡ)与钙离子通道结合ꎬ通过调节花粉管中钙离子深度梯度来调节花粉管的生长[２９].没有信号物质的引导ꎬ花粉管向胚珠的远距离定向精确生长似乎不太可能.必须的信号物质产生后ꎬ信号传递给花粉胞质ꎬ引起细胞骨架变化和花粉管尖端的生长.这些信号是如何被花粉管感知和传递呢ꎬ受体样激酶(ＲＬＫｓ)可能在执行信号感知与传递功能.在番茄花粉中的ＲＬＫｓꎬＬｅＰＲＫ１和ＬｅＰＲＫ２可能与授粉与花粉管生长有关[３０].ＲＬＫｓꎬＬｅＰＲＫ１和ＬｅＰＲＫ２定位于质膜ꎬ聚集在一起形成高分子量复合物ꎬ共同参与花粉管生长的调控.花粉特异性富含半胱氨酸的胞外蛋白ＬＡＴ５２参与花粉离体萌发.在花粉萌发前ꎬＬＡＴ５２与ＬｅＰＲＫ２的胞外结构域相互作用.花粉萌发后ꎬ来自柱头的ＬｅＳＴＩＧ１与ＬｅＰＲＫ１和ＬｅＰＲＫ２的胞外结构域相互作用ꎬ形成ＳＴＩＧ１￣ＬｅＰＲＫ１或ＳＴＩＧ１￣ＬｅＰＲＫ２信号级联ꎬ促进花粉管的生长[３１].花粉管在花柱中生长ꎬ必需穿透花柱组织ꎬ膨压应当为花粉管的生长提供前进的动力.ＴＯＤ１编码一种碱性神经酰胺酶ꎬ能催化神经酰胺合成鞘氨醇和脂肪酸.ＴＯＤ１突变体花粉管比野生型花粉管产生更高的膨压ꎬ这可能影响花粉管壁强度的建立.另外ꎬＴＯＤ１突变花粉管生长迟缓的表型可通过半乳糖基转移酶１３(ＧＡＵＴ１３)突变来恢复ꎬ而ＧＡＵＴ１３参与花粉管中果胶的生物合成[３２]ꎬ这些研究结果表明雌蕊中花粉管生长过程中的膨压调节对于植物的成功受精至关重要.４㊀胚珠对花粉管生长的引导开花植物的雌配子体位于胚珠的胚囊中ꎬ而胚珠位于子房内.花粉管如何自输导被精确引导进入胚珠和胚囊ꎬ这是一个很有意思的问题.花粉管的定向生长分为两个阶段:珠柄引导阶段与珠孔引导阶段.在珠柄引导阶段ꎬ花粉管从胎座表面被引导进入珠柄.在珠孔引导阶段ꎬ花粉管从珠孔被引导进入胚囊中的雌配子体.目前ꎬ已经鉴定到了一批与胚珠花粉管导向性生长相头的重要蛋白ꎬ包括:ＡＭＯＲꎬＺｍＥＡ１ꎬＬＵＲＥｓꎬＭＹＢ９８ꎬＣＣＧꎬＣＢＰ１[３３].新近的研究表明ꎬ在拟南芥中ꎬＣｒＲＬＫ１Ｌ亚家族的一种受体样激酶ＥＲＵＬＵＳ(ＥＲＵ)ꎬ只在花粉管与根毛的尖端特异表达ꎬ与花粉管的导向性生长密切相关.ＥＲＵ参与调节花粉管尖端胞质钙离子振荡ꎬ有利于花粉管向胚珠的导向性生长.此外ꎬ在拟南芥根毛尖生长过程中ꎬＥＲＵ还通过果胶甲基酯酶活性和ＦＥＲ和质子泵的磷酸化来调节细胞壁组成[３４]ꎬ推测在花粉管生长过程中ＥＲＵ也能通过类似机制调节花粉管生长.５㊀花粉管的接收与精核释放花粉管进入珠孔后ꎬ会与助细胞相遇.在拟南芥中ꎬＣｒＲＬＫ１Ｌ亚基因家族成员ＦＥＲ位于助细胞的丝状器中ꎬ在花粉管接收中起着关键作用.早期结节蛋白样蛋白(ＥＮＯＤＬｓꎬ或ＥＮｓ)参与花粉管的接收ꎬ该基因突变体ｅｎ中ꎬ花粉管能穿过胚囊ꎬ但不能将精核释放到胚囊并完成受精作用.ＥＮ１４特异地与ＦＥＲ的胞外结构域相互作用ꎬ它与糖基磷脂酰肌醇锚定蛋白ＧＰＩＡＰｓ㊁ＬＲＥ和ＬＬＧ１密切相关[３５].这些蛋白质相互结合ꎬ共同形成一个大的复合物来调节胚珠对花粉管的接收.花粉管被接收后ꎬ花粉管需要爆裂以释放两个精子.那么ꎬ花粉管在到达雌配子体后如何触发花粉管破裂ꎬＲＡＬＦ３４是一种广泛分布于珠孔/助细胞区的多肽ꎬ当花粉管到达胚囊时ꎬＲＡＬＦ３４与ＲＡＬＦ４/１９竞争ꎬ促进花粉管破裂和精子释放.在玉米中ꎬ另一种防御素样蛋白ＺｍＥＳ４(Ｚｅａｍａｙｓ胚囊４)积累在助细胞的分泌区ꎬ通过打开钾通道导致花粉管破裂.在水稻中ꎬ花粉管破裂由一种ＣｒＲＬＫ１Ｌ亚家族蛋白介导ꎬ它与钾转运蛋白相互作用来调节花粉管的完整性[３６].６㊀展望授粉与受精是植物果实产生的基础ꎬ而花粉与雌蕊的相互作用是开花植物成功受精的关键.在拟南芥等模式植物中ꎬ通过基因突变等手段ꎬ已经鉴定到一批与花粉管导向性生长密切相关的基因与蛋白ꎬ这些工作为深入理解花粉与雌蕊的相互作用提供了重要线索.近年来ꎬ生物学的测序技术已经十分成２０１吉林师范大学学报(自然科学版)第４２卷熟ꎬ花费也越来越低ꎬ通过转录组㊁蛋白组㊁代谢组联合分析ꎬ为寻找花粉￣雌蕊相互作用过程中重要信号物质㊁基因与蛋白提供新的研究技术手段.ＣＲＩＳＰＲ/Ｃａｓ９是近年来分子生物学中的热点技术ꎬ可便利的进行特定基因编辑ꎬ也可为深入理解特定基因在花粉￣雌蕊相互作用提供重要分子证据.参㊀考㊀文㊀献[１]ＨＩＧＡＳＨＩＹＡＭＡＴꎬＹＡＮＧＷＣ.Ｇａｍｅｔｏｐｈｙｔｉｃｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｇｕｉｄａｎｃｅ:Ａｔｔｒａｃｔａｎｔｐｅｐｔｉｄｅｓꎬｇａｍｅｔｉｃｃｏｎｔｒｏｌｓꎬａｎｄｒｅｃｅｐｔｏｒｓ[Ｊ].ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌꎬ２０１７ꎬ１７３:１１２￣１２１.[２]陈艳红ꎬ杜菊萍ꎬ刘建胜ꎬ等.ＤＵＦ７８４基因在花粉管导向中的功能分析[Ｊ].中国生物化学与分子生物学报ꎬ２０１０ꎬ２６(１０):９０３￣９１０. [３]ＥＤＬＵＮＤＡＦꎬＳＷＡＮＳＯＮＲꎬＰＲＥＵＳＳＤ.Ｐｏｌｌｅｎａｎｄｓｔｉｇｍａｓｔｒｕｃｔｕｒｅａｎｄｆｕｎｃｔｉｏｎ:Ｔｈｅｒｏｌｅｏｆｄｉｖｅｒｓｉｔｙｉｎｐｏｌｌｉｎａｔｉｏｎ[Ｊ].ＰｌａｎｔＣｅｌｌꎬ２００４ꎬ１６:Ｓ８４￣Ｓ９７.[４]刘剑锋ꎬ柳福柱ꎬ程云清ꎬ等.５种秋子梨品种的花粉形态观察.西北农林科技大学学报(自然科学版)ꎬ２００６ꎬ３４(５):１５３￣１５６. [５]ＳＷＡＮＳＯＮＲꎬＥＤＬＵＮＤＡＦꎬＰＲＥＵＳＳＤ.Ｓｐｅｃｉｅｓｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙｉｎｐｏｌｌｅｎ￣ｐｉｓｔｉｌｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ[Ｊ].ＡｎｎｕＲｅｖＧｅｎｅｔꎬ２００４ꎬ３８:７９３￣８１８. [６]吴巨友ꎬ李启明ꎬ王鹏ꎬ等.梨自交不亲和性反应Ｓ￣ＲＮａｓｅ新靶点￣微丝骨架[Ｊ].南京农业大学学报ꎬ２０１８ꎬ４１(５):７７５￣７７７. [７]ＨＥＳＬＯＰ￣ＨＡＲＲＩＳＯＮＪ.Ａｎｉｎｔｅｒｐｒｅｔａｔｉｏｎｏｆｔｈｅｈｙｄｒｏｄｙｎａｍｉｃｓｏｆｐｏｌｌｅｎ[Ｊ].ＡｍＪＢｏｔꎬ１９７９ꎬ６６:７３７￣７４３.[８]ＢＵＩＴＩＮＫＪꎬＬＥＰＲＩＮＣＥＯꎬＨＥＭＭＩＮＧＡＭＡꎬｅｔａｌ.Ｔｈｅｅｆｆｅｃｔｓｏｆｍｏｉｓｔｕｒｅａｎｄｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｏｎｔｈｅａｇｅｉｎｇｋｉｎｅｔｉｃｓｏｆｐｏｌｌｅｎ:Ｉｎｔｅｒｐｒｅｔａｔｉｏｎｂａｓｅｄｏｎｃｙｔｏｐｌａｓｍｉｃｍｏｂｉｌｉｔｙ[Ｊ].ＰｌａｎｔＣｅｌｌＥｎｖｉｒｏｎꎬ２０１０ꎬ２３:９６７￣９７４.[９]ＨＩＳＣＯＣＫＳＪꎬＡＬＬＥＮＡＭ.Ｄｉｖｅｒｓｅｃｅｌｌｓｉｇｎａｌｌｉｎｇｐａｔｈｗａｙｓｒｅｇｕｌａｔｅｐｏｌｌｅｎ￣ｓｔｉｇｍａｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ:Ｔｈｅｓｅａｒｃｈｆｏｒｃｏｎｓｅｎｓｕｓ[Ｊ].ＮｅｗＰｈｙｔｏｌꎬ２００８ꎬ１７９:２８６￣３１７.[１０]ＤＲＥＳＳＥＬＨＡＵＳＴꎬＦＲＡＮＫＬＩＮ￣ＴＯＮＧＮ.Ｍａｌｅ￣ｆｅｍａｌｅｃｒｏｓｓｔａｌｋｄｕｒｉｎｇｐｏｌｌｅｎｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎꎬｔｕｂｅｇｒｏｗｔｈａｎｄｇｕｉｄａｎｃｅꎬａｎｄｄｏｕｂｌｅＦｅｒｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ[Ｊ].ＭｏｌＰｌａｎｔꎬ２０１３ꎬ６:１０１８￣１０３６.[１１]ＭＵＲＰＨＹＤＪ.ＴｈｅｅｘｔｒａｃｅｌｌｕｌａｒｐｏｌｌｅｎｃｏａｔｉｎｍｅｍｂｅｒｓｏｆｔｈｅＢｒａｓｓｉｃａｃｅａｅ:Ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎꎬｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓꎬａｎｄｆｕｎｃｔｉｏｎｓｉｎｐｏｌｌｉｎａｔｉｏｎ[Ｊ].Ｐｒｏｔｏｐｌａｓｍａꎬ２００６ꎬ２２８:３１￣３９.[１２]ＤＩＸＩＴＲꎬＲＩＺＺＯＣꎬＮＡＳＲＡＬＬＡＨＭꎬｅｔａｌ.ＴｈｅＢｒａｓｓｉｃａＭＩＰ￣ＭＯＤｇｅｎｅｅｎｃｏｄｅｓａｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｗａｔｅｒｃｈａｎｎｅｌｔｈａｔｉｓｅｘｐｒｅｓｓｅｄｉｎｔｈｅｓｔｉｇｍａｅｐｉｄｅｒｍｉｓ[Ｊ].ＰｌａｎｔＭｏｌＢｉｏｌꎬ２００１ꎬ４５:５１￣６２.[１３]ＤＩＧＩＯＲＧＩＯＪＡＰꎬＢＩＥＮＥＲＴＧＰꎬＡＹＵＢꎬｅｔａｌ.Ｐｏｌｌｅｎ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃａｑｕａｐｏｒｉｎｓＮＩＰ４ꎻ１ａｎｄＮＩＰ４ꎻ２ａｒｅｒｅｑｕｉｒｅｄｆｏｒｐｏｌｌｅｎｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｎｄｐｏｌｌｉｎａｔｉｏｎｉｎＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓｔｈａｌｉａｎａ[Ｊ].ＰｌａｎｔＣｅｌｌꎬ２０１６ꎬ２８:１０５３￣１０７７.[１４]ＦＩＥＢＩＧＡꎬＫＩＭＰＯＲＴＲꎬＰＲＥＵＳＳＤꎬｅｔａｌ.ＣｏｍｐａｒｉｓｏｎｓｏｆｐｏｌｌｅｎｃｏａｔｇｅｎｅｓａｃｒｏｓｓＢｒａｓｓｉｃａｃｅａｅｓｐｅｃｉｅｓｒｅｖｅａｌｒａｐｉｄｅｖｏｌｕｔｉｏｎｂｙｒｅｐｅａｔｅｘｐａｎｓｉｏｎａｎｄｄｉｖｅｒｓｉｆｉｃａｔｉｏｎ[Ｊ].ＰｒｏｃＮａｔｌＡｃａｄＳｃｉＵＳＡꎬ２００４ꎬ１０１:３２８６￣３２９１.[１５]ＭＡＹＦＩＥＬＤＪＡꎬＰＲＥＵＳＳＤ.ＲａｐｉｄｉｎｉｔｉａｔｉｏｎｏｆＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓｐｏｌｌｉｎａｔｉｏｎｒｅｑｕｉｒｅｓｔｈｅｏｌｅｏｓｉｎ￣ｄｏｍａｉｎｐｒｏｔｅｉｎＧＲＰ１７[Ｊ].ＮａｔＣｅｌｌＢｉｏｌꎬ２０００(２):１２８￣１３０.[１６]ＰＲＥＵＳＳＤꎬＬＥＭＩＥＵＸＢꎬＹＥＮＧꎬｅｔａｌ.ＡｃｏｎｄｉｔｉｏｎａｌｓｔｅｒｉｌｅｍｕｔａｔｉｏｎｅｌｉｍｉｎａｔｅｓｓｕｒｆａｃｅｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓｆｒｏｍＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓｐｏｌｌｅｎａｎｄｄｉｓｒｕｐｔｓｃｅｌｌｓｉｇｎａｌｉｎｇｄｕｒｉｎｇｆｅｒｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ[Ｊ].ＧｅｎｅｓＤｅｖꎬ１９９３(７):９７４￣９８５.[１７]ＧＡＯＸＱꎬＬＩＵＣＺꎬＬＩＤＤꎬｅｔａｌ.ＴｈｅＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓＫＩＮβγｓｕｂｕｎｉｔｏｆｔｈｅＳｎＲＫ１ｃｏｍｐｌｅｘｒｅｇｕｌａｔｅｓｐｏｌｌｅｎｈｙｄｒａｔｉｏｎｏｎｔｈｅｓｔｉｇｍａｂｙｍｅｄｉａｔｉｎｇｔｈｅｌｅｖｅｌｏｆｒｅａｃｔｉｖｅｏｘｙｇｅｎｓｐｅｃｉｅｓｉｎｐｏｌｌｅｎ[Ｊ].ＰＬｏＳＧｅｎｅｔꎬ２０１６(１２):ｅ１００６２２８.[１８]ＨＡＭＩＬＴＯＮＥＳꎬＨＡＳＷＥＬＬＥＳ.Ｔｈｅｔｅｎｓｉｏｎ￣ｓｅｎｓｉｔｉｖｅｉｏｎｔｒａｎｓｐｏｒｔａｃｔｉｖｉｔｙｏｆＭＳＬ８ｉｓｃｒｉｔｉｃａｌｆｏｒｉｔｓｆｕｎｃｔｉｏｎｉｎｐｏｌｌｅｎｈｙｄｒａｔｉｏｎａｎｄｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ[Ｊ].ＰｌａｎｔＣｅｌｌＰｈｙｓｉｏｌꎬ２０１７ꎬ５８:１２２２￣１２３７.[１９]ＪＯＨＮＳＯＮＳＡꎬＭＣＣＯＲＭＩＣＫＳ.Ｐｏｌｌｅｎｇｅｒｍｉｎａｔｅｓｐｒｅｃｏｃｉｏｕｓｌｙｉｎｔｈｅａｎｔｈｅｒｓｏｆｒａｒｉｎｇ￣ｔｏ￣ｇｏꎬａｎＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓｇａｍｅｔｏｐｈｙｔｉｃｍｕｔａｎｔ[Ｊ].ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌꎬ２００１ꎬ１２６:６８５￣６９５.[２０]ＬＩＰꎬＳＣＨＵＬＥＲＳＢꎬＲＥＥＤＥＲＳＨꎬｅｔａｌ.ＩＮＰ１ｉｎｖｏｌｖｅｍｅｎｔｉｎｐｏｌｌｅｎａｐｅｒｔｕｒｅｆｏｒｍａｔｉｏｎｉｓｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｉｌｙｃｏｎｓｅｒｖｅｄａｎｄｍａｙｒｅｑｕｉｒｅｓｐｅｃｉｅｓ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃｐａｒｔｎｅｒｓ[Ｊ].ＪＥｘｐＢｏｔꎬ２０１８ꎬ６９:９８３￣９９６.[２１]ＬＥＲＯＵＸＣꎬＢＯＵＴＯＮＳꎬＫＩＥＦＥＲ￣ＭＥＹＥＲꎬｅｔａｌ.ＰＥＣＴＩＮＭＥＴＨＹＬＥＳＴＥＲＡＳＥ４８ｉｓｉｎｖｏｌｖｅｄｉｎＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓｐｏｌｌｅｎｇｒａｉｎｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ[Ｊ].ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌꎬ２０１５:１６７ꎬ３６７￣３８０.[２２]ＷＡＮＧＸＸꎬＷＡＮＧＫＹꎬＹＩＮＧＭꎬｅｔａｌ.Ｐｏｌｌｅｎ￣ｅｘｐｒｅｓｓｅｄｌｅｕｃｉｎｅ￣ｒｉｃｈｒｅｐｅａｔｅｘｔｅｎｓｉｎｓａｒｅｅｓｓｅｎｔｉａｌｆｏｒｐｏｌｌｅｎｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎａｎｄｇｒｏｗｔｈ[Ｊ].ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌꎬ２０１８ꎬ１７６:１９９３￣２００６.[２３]ＬＡＭＰＯＲＴＤＴＡꎬＴＡＮＬꎬＨＥＬＤＭＡꎬｅｔａｌ.Ｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｇｒｏｗｔｈａｎｄｇｕｉｄａｎｃｅ:Ｏｃｃａｍ ｓｒａｚｏｒｓｈａｒｐｅｎｅｄｏｎａｍｏｌｅｃｕｌａｒａｒａｂｉｎｏｇａｌａｃｔａｎｇｌｙｃｏｐｒｏｔｅｉｎＲｏｓｅｔｔａＳｔｏｎｅ[Ｊ].ＮｅｗＰｈｙｔｏｌꎬ２０１８ꎬ２１７(２):４９１￣５００.[２４]ＩＷＡＮＯＭꎬＥＮＴＡＮＩＴꎬＳＨＩＢＡＨꎬｅｔａｌ.Ｆｉｎｅ￣ｔｕｎｉｎｇｏｆｔｈｅｃｙｔｏｐｌａｓｍｉｃＣａ２＋ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｉｓｅｓｓｅｎｔｉａｌｆｏｒｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｇｒｏｗｔｈ[Ｊ].ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌꎬ２００９ꎬ１５０(３):１３２２￣１３３４.[２５]ＧＵＡＮＹꎬＧＵＯＪꎬＬＩＨꎬｅｔａｌ.Ｓｉｇｎａｌｉｎｇｉｎｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｇｒｏｗｔｈ:ｃｒｏｓｓｔａｌｋꎬｆｅｅｄｂａｃｋꎬａｎｄｍｉｓｓｉｎｇｌｉｎｋｓ[Ｊ].ＭｏｌＰｌａｎｔꎬ２０１３ꎬ６(４):１０５３￣１０６４. [２６]ＦＲＡＮＫＬＩＮ￣ＴＯＮＧＶＥ.Ｓｉｇｎａｌｉｎｇａｎｄｔｈｅｍｏｄｕｌａｔｉｏｎｏｆｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｇｒｏｗｔｈ[Ｊ].ＰｌａｎｔＣｅｌｌꎬ１９９９ꎬ１１:７２７￣７３８.[２７]ＳＭＩＴＨＤＫꎬＪＯＮＥＳＤＭꎬＬＡＵＪꎬｅｔａｌ.ＡｐｕｔａｔｉｖｅｐｒｏｔｅｉｎＯ￣ｆｕｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｆａｃｉｌｉｔａｔｅｓｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｐｅｎｅｔｒａｔｉｏｎｔｈｒｏｕｇｈｔｈｅｓｔｉｇｍａ￣ｓｔｙｌｅ３０１第１期贺红利ꎬ等:植物中花粉管在柱头的生长特征ｉｎｔｅｒｆａｃｅ[Ｊ].ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌꎬ２０１８ꎬ１７６:２８０４￣２８１８.[２８]ＨＡＯＬꎬＬＩＵＪꎬＺＨＯＮＧＳꎬｅｔａｌ.ＡｔＶＰＳ４１￣ｍｅｄｉａｔｅｄｅｎｄｏｃｙｔｉｃｐａｔｈｗａｙｉｓｅｓｓｅｎｔｉａｌｆｏｒｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅ￣ｓｔｉｇｍａｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｉｎＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ[Ｊ].ＰｒｏｃＮａｔｌＡｃａｄＳｃｉＵＳＡꎬ２０１６ꎬ１１３(２２):２０１６０２７５７.[２９]ＭＩＣＨＡＲＤＥꎬＬＩＭＡＰＴꎬＢＯＲＧＥＳＦꎬｅｔａｌ.Ｇｌｕｔａｍａｔｅｒｅｃｅｐｔｏｒ￣ｌｉｋｅｇｅｎｅｓｆｏｒｍＣａ２＋ｃｈａｎｎｅｌｓｉｎｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｓａｎｄａｒｅｒｅｇｕｌａｔｅｄｂｙｐｉｓｔｉｌＤ￣ｓｅｒｉｎｅ[Ｊ].Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ２０１１ꎬ３３２:４３４￣４３７.[３０]ＫＩＭＨＵꎬＣＯＴＴＥＲＲꎬＪＯＨＮＳＯＮＳꎬｅｔａｌ.Ｎｅｗｐｏｌｌｅｎ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅｓｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄｉｎｔｏｍａｔｏꎬｍａｉｚｅａｎｄＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ:Ｔｈｅｔｏｍａｔｏｋｉｎａｓｅｓｓｈｏｗｏｖｅｒｌａｐｐｉｎｇｂｕｔｄｉｓｔｉｎｃｔｌｏｃａｌｉｚａｔｉｏｎｐａｔｔｅｒｎｓｏｎｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｓ[Ｊ].ＰｌａｎｔＭｏｌＢｉｏｌꎬ２００２ꎬ５０:１￣１６.[３１]ＴＡＮＧＷꎬＫＥＬＬＥＹＤꎬＥＺＣＵＲＲＡＩꎬｅｔａｌ.ＬｅＳＴＩＧ１ꎬａｎｅｘｔｒａｃｅｌｌｕｌａｒｂｉｎｄｉｎｇｐａｒｔｎｅｒｆｏｒｔｈｅｐｏｌｌｅｎｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅｓＬｅＰＲＫ１ａｎｄＬｅＰＲＫ２ꎬｐｒｏｍｏｔｅｓｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｇｒｏｗｔｈｉｎｖｉｔｒｏ[Ｊ].ＰｌａｎｔＪꎬ２０１０ꎬ３９:３４３￣３５３.[３２]ＷＡＮＧＬꎬＷＡＮＧＷꎬＷＡＮＧＹＱꎬｅｔａｌ.Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓｇａｌａｃｔｕｒｏｎｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ(ＧＡＵＴ)１３ａｎｄＧＡＵＴ１４ｈａｖｅｒｅｄｕｎｄａｎｔｆｕｎｃｔｉｏｎｓｉｎｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｇｒｏｗｔｈ[Ｊ].ＭｏｌＰｌａｎｔꎬ２０１３ꎬ６:１１３１￣１１４８.[３３]ＺＨＥＮＧＹꎬＬＩＮＸꎬＬＩＡＮＧＨꎬｅｔａｌ.Ｔｈｅｌｏｎｇｊｏｕｒｎｅｙｏｆｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｉｎｔｈｅｐｉｓｔｉｌ[Ｊ].ＩｎｔＪＭｏｌＳｃｉꎬ２０１８ꎬ１９:３５２９.[３４]ＳＣＨＯＥＮＡＥＲＳＳꎬＢＡＬＣＥＲＯＷＩＣＺＤꎬＢＲＥＥＮＧꎬｅｔａｌ.Ｔｈｅａｕｘｉｎ￣ｒｅｇｕｌａｔｅｄＣｒＲＬＫ１ＬｋｉｎａｓｅＥＲＵＬＵＳｃｏｎｔｒｏｌｓｃｅｌｌｗａｌｌｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎｄｕｒｉｎｇｒｏｏｔｈａｉｒｔｉｐｇｒｏｗｔｈ[Ｊ].ＣｕｒｒＢｉｏｌꎬ２０１８ꎬ２８:７２２￣７３２.[３５]ＬＩＣꎬＹＥＨＦＬꎬＣＨＥＵＮＧＡＹꎬｅｔａｌ.Ｇｌｙｃｏｓｙｌｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｉｎｏｓｉｔｏｌ￣ａｎｃｈｏｒｅｄｐｒｏｔｅｉｎｓａｓｃｈａｐｅｒｏｎｅｓａｎｄｃｏ￣ｒｅｃｅｐｔｏｒｓｆｏｒＦＥＲＯＮＩＡｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅｓｉｇｎａｌｉｎｇｉｎＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ[Ｊ].Ｅｌｉｆｅꎬ２０１５ꎬ４:ｅ０６５８７.[３６]ＬＩＵＬꎬＺＨＥＮＧＣꎬＫＵＡＮＧＢꎬｅｔａｌ.Ｒｅｃｅｐｔｏｒ￣ｌｉｋｅｋｉｎａｓｅＲＵＰＯｉｎｔｅｒａｃｔｓｗｉｔｈｐｏｔａｓｓｉｕｍｔｒａｎｓｐｏｒｔｅｒｓｔｏｒｅｇｕｌａｔｅｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｇｒｏｗｔｈａｎｄｉｎｔｅｇｒｉｔｙｉｎｒｉｃｅ[Ｊ].ＰＬｏＳＧｅｎｅｔꎬ２０１６ꎬ１２:ｅ１００６０８５.ＧｒｏｗｔｈｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓｏｆｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｏｎｓｔｉｇｍａｉｎｐｌａｎｔｓＨＥＨｏｎｇ￣ｌｉꎬＲＥＮＪｉａ￣ｈｕａꎬＬＩＵＪｉａｎ￣ｆｅｎｇ(ＫｅｙＬａｂｏｒａｔｏｒｙｏｆＰｌａｎｔＲｅｓｏｕｒｃｅｓＳｃｉｅｎｃｅａｎｄＧｒｅｅｎＰｒｏｄｕｃｔｉｏｎꎬＪｉｌｉｎＮｏｒｍａｌＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬＳｉｐｉｎｇ１３６０００ꎬＣｈｉｎａ)Ａｂｓｔｒａｃｔ:Ｉｎｈｉｇｈｅｒｐｌａｎｔｓꎬｐｏｌｌｅｎｇｒａｉｎｓｒｅａｃｈｔｈｅｓｔｉｇｍａｏｆｆｅｍａｌｅｆｌｏｗｅｒｓｔｈｒｏｕｇｈｉｎｓｅｃｔｏｒ(ａｎｄ)ｗｉｎｄｖｅｃｔｏｒｓ.Ａｆｔｅｒｔｈｅｐｏｌｌｅｎｇｒａｉｎｓｇｅｒｍｉｎａｔｅｏｎｓｔｉｇｍａꎬｔｈｅｙｐａｓｓｔｈｒｏｕｇｈｔｈｅｓｔｙｌｅｔｉｓｓｕｅꎬａｎｄｆｉｎａｌｌｙｔｈｅｔｗｏｓｐｅｒｍｃｅｌｌｓａｒｅｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄｔｏｔｈｅｆｅｍａｌｅｇａｍｅｔｏｐｈｙｔｅｔｈｒｏｕｇｈｔｈｅｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅꎬａｎｄｔｈｉｓｉｓｄｏｕｂｌｅｆｅｒｔｉｌｉｚａｔｉｏｎｉｎｐｌａｎｔ.Ｉｎｔｈｅｐｒｏｃｅｓｓｏｆｆｅｒｔｉｌｉｚａｔｉｏｎꎬｔｈｅｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅｍｕｓｔｐｅｎｅｔｒａｔｅｔｈｅｓｔｉｇｍａａｎｄｇｒｏｗｉｎｔｈｅｓｔｙｌｅｔｉｓｓｕｅꎬａｎｄｆｉｎａｌｌｙｒｅａｃｈｔｈｅｏｖｕｌｅｓａｃꎬｗｈｉｃｈｒｅｑｕｉｒｅｓｖｅｒｙｐｒｅｃｉｓｅｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｔｈｅｇｒｏｗｔｈｐｒｏｃｅｓｓ.Ｉｎｔｈｉｓｐａｐｅｒꎬｔｈｅｒｅｓｅａｒｃｈｐｒｏｇｒｅｓｓｏｆｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅａｃｔｉｖａｔｉｏｎａｎｄｇｕｉｄａｎｃｅｗａｓｒｅｖｉｅｗｅｄꎬａｎｄｔｈｅｆｕｔｕｒｅｒｅｓｅａｒｃｈｗａｓｐｒｏｓｐｅｃｔｅｄ.Ｋｅｙｗｏｒｄｓ:ｐｏｌｌｅｎꎻｐｏｌｌｅｎｔｕｂｅꎻｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎꎻｓｔｉｇｍａ(责任编辑:林险峰)。