一、实验动物的捉拿、固定及给药方法
1.小白鼠：右手抓住鼠尾，放在台上或鼠笼盖铁丝网下，然后用左手拇指沿其背部向前抓住其颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住其尾固定在手上。另一抓法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾尖，后用手掌及小指夹住其尾巴，再以拇指及食指捉住其颈部皮肤。前一方法易学，另一方法稍难，但便于快速捉拿给药。
小鼠灌胃（PO）法：将小鼠固定后，右手持装有灌胃器的注射器，自口角外插入口腔，沿上颚插入食道。如遇阻力，可将注射器拔出再插，以免穿破食道或误入气管，造成动物死亡。灌胃容量一般为～10g，不超过只。
小鼠皮下注射法：两人合作，一人一手抓住小白鼠头部皮肤，另一手抓住鼠尾。另一人注射药物。注射部位在背部皮下组织。如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好药液的注射器针头插入背部皮下组织。如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好的药液的注射器针头插入背部皮下将药注入。注射量不超过只。
小鼠腹腔注射法：左手持鼠，右手持注射器从下腹左或右侧（避开膀胱）朝头部方向刺入，宜先刺入皮下，经2～3mm再刺入腹腔，此时针头与腹壁的角度约45度。针尖插入不宜太深或太近上腹部，避免刺破内脏，注射量一般为～只。
小鼠尾静脉注射法：将小鼠置于固定器内，使其尾巴露出，用70%酒精擦尾部，或将鼠尾浸入50℃热水中。待尾部静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。注射容量不超过只。
2.兔：用手抓起它脊背近后颈处皮肤，抓的面积越大其持重点越分散。如家兔肥大，应再以另一手托住它的臀部，将持重点承托于手上。
将兔作仰卧位，一手仍抓住颈部皮肤，另一手顺其腹部抚摸至膝关节，压住关节。另一人用绳带捆绑四肢，使兔腹部向上，固定在兔手术台上。头部则用兔头固定夹固定。
兔灌胃法：二人合作，一人固定家兔于两膝之间，一手固定兔头，使头部后仰，另一手将开口器插入兔口，并向后翻转数次，使兔舌伸直并压在开口器下面。另一人将胃管从开口器中央孔也插入口内缓慢插入食道和胃。插管时感觉顺利，动物不挣扎，也不屏气，表示
胃管在胃内，为慎重起见，将胃管外端放入水中，当兔呼气时，未见气泡出现，即证实胃管在胃内，然后将药液缓缓经胃管注入。灌胃容量一般为10ml/kg。
兔耳静脉注射法：两人合作，一人固定兔身及兔头，一人将兔耳后缘之毛拔去，显露耳缘静脉，用手指轻弹耳壳，使血管扩张。助手左手指压住耳缘静脉根部，待血管明显充血后，将抽好药液的注射器从静脉近耳尖处插入血管。针头刺入血管以后，以左手拇指和食指将针头与兔耳固定，不让针头滑动。放开耳根静脉手指压力，即可注放药液，若针头确实在血管内，则推药通畅无阻力，并见血液被药液冲走，如沆入皮下则耳壳肿胀、推注不顺，需拔出重新注射。注射守毕，用手指按在针眼上，然后将针尖抽出，并继续用手指或加棉球轻轻按压2—3分钟，以防出血，注射量～kg。
3.大白鼠：以左手或持夹子抓住鼠尾，左手戴防护手套或用厚布盖住鼠身作防护，握住其整个身体，并固定其头骨，防止被咬伤，注意不要握力过大，勿捏其颈部以免窒息致死，根据实验需要可指定于大鼠固定笼内或用绳绑其四肢，固定于大鼠手术台上。
大白鼠灌胃、腹腔注射、静脉注射均可一人操作，基本方法与小鼠相似。也可将大鼠腹股沟切开，从股静脉注射药物，也可从外颈静脉插管给药（麻醉后）。
4.豚鼠：以右手抓住豚鼠头颈部，将其两前肢挟在豚鼠头与右手拇指和食指之间，整个抓住颈胸部（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作。
豚鼠腹腔注射可二人操作，一人固定，将动物置于仰卧位，另一人注射。雄性豚鼠可作阳茎背静脉注射给药。
5.狗：绑狗嘴法：先将绳子绕过狗嘴，在嘴上部打一活节，再绕到嘴下部打结，最后绕到颈后打结固定，才能避免绳子脱掉。
固定法：急性实验时，将麻醉狗固定在手术台，四肢绑上绳。前肢的两条绳在狗背后交叉，然后将对侧前肢压在绳下面，再将绳拉紧，缚在手术台边缘楔子上。头部用背夹或绳扎其颌骨固定之。
狗静脉注射法：常用的注射部位是后肢小隐静脉，该血管从后肢外踝后侧走向外上侧，
也可用前肢静脉，在脚爪上方背侧正前位，静注时先局部剪毛，一人用手抓紧腿使血液回流受阻，此时可看出血管走向。另一人随即将药液注入静脉。
附：资料片
实验动物捉拿：1.小白鼠的捉拿 2.豚鼠的捉拿 3.家兔的捉拿 4.猫的捉拿 5.犬的捉拿
实验动物给药: 1.灌胃给药 2.皮下注射 3.肌肉注射 4.静脉注射 5.腹腔注射
6.蟾蜍的淋巴囊注射
实验动物的性别辨认
实验动物的标号
有口服和灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、狗等动物。口服法可将药物混入饲料中或溶于饮水中任动物自由摄取，此法简单，也不会因操作失误而导致动物死亡。但由于动物的状态和嗜性的不同，饮水和饲料的摄取量不同，大部分很难准确掌握给药量。另外，室温下易分解物质的给药，小量被检物质的给药，都很难准确平均添加。为保证准确掌握给药量，则常用灌胃法。灌胃法由于能掌握给药时间，故能记录发现症状的时间经过。灌胃法与添加给药方式相比，每天除给药耗费时间以外，还对动物造成一定程度的机械的和心理的影响，要减少这些不良影响，有必要充分掌握灌胃技术。现在有各种不同型号的灌胃针头可把药物直接送到动物胃内，注意针头顶端小球的直径应大于所用动物的气管直径，这样药物便不会灌人肺内。
①小鼠：用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头部皮肤，以无名指或小指将尾巴紧压在掌上，使腹部朝上，头部向上有一个倾斜度，右手取注射器进行灌胃。先从小鼠口角插人口腔内，然后用灌胃管压其头部，使口腔与食道成一直线，再将灌胃管沿上腭壁轻轻进入食道，当灌胃管继续经口进入时，稍感有抵抗，此位置相当于食道通过膈肌的部位。把灌胃管伸到底，使其达胃，如此时动物安静，呼吸无异常，可将药物注人。如小鼠挣扎或遇有阻力应抽出灌胃管再试插之，若强行操作，会损伤食道或膈肌，造成小鼠死亡。在灌入药物之后，轻轻地将管子抽回。如插入气管注射后动物立即死亡。此种灌胃方法的要点是：动物要固定好，头部和颈部保持平行，进针方向正确，操作时不宜粗暴。
②大鼠：大鼠灌胃方法与小鼠相似，只是大鼠灌胃针头比小鼠的略粗一些。抓取大鼠时，除将左手拇指和食指抓住两耳和头部皮肤外，其它三指要抓住背部皮肤，将大鼠抓持在手掌内。在进行灌胃时，首先将灌胃管放在门齿与臼齿间的裂隙，
使灌胃管沿着口腔上都向后达到喉头。在将灌胃管送入食道之前，让大鼠吞烟，如果大鼠不吞咽，轻轻转动管子刺激吞咽动作。注意左手不要抓得太紧，以颈部皮肤向后拉，勒住食管，灌胃针不易插人并容易损伤食管。为防止插入气管，可将注射器的内栓轻轻回抽一下，证实没有空气逆流后注药。
③豚鼠：豚鼠灌胃时，助手以左手从动物的背部把后腿伸开，并把腰部和后腿一起固定，用右手的扬指和食指夹住两前腿固定之。术者右手所持的豚鼠用灌胃管沿动物上腭壁滑行插入食道，进而插入胃内灌药。也可用木制开口器，把导尿管通过开口器中央的孔插入胃内。上述两种方法皆需回抽证实注射器内无空气时才能慢慢注入药液。最后需注入生理盐水2ml，将管内残留的药液冲出，以保证投药剂量的准确。
若给固体药物时，把豚鼠放在金属网上，以左手掌从背部握住豚鼠的头颈部而固定之，以拇指和食指压迫其口角都使目张开。用摄子夹住固体药物，放进豚鼠舌根部的凹处，使动物迅速开口而咽下。当证实咽下后即放开手。
④兔：兔的固体药物口服法与豚鼠基本相似。液体药物灌胃法需二人协作进行。一人坐好，将兔的躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳，固定其头部，右手抓住前肢。另一人将开口器横放于兔口中，将舌头压在开口器下面，把开口器固定。将合适的胃管或导尿管经开口器中央小孔慢慢沿上颚壁插入食道约15～18cm。为避免误入气管，可将胃管的外口端放入清水杯中，若有气泡逸出，则证明在气管内，应拔出重新插入，若无气泡则用注射器将药物灌入，然后再注入少量清水，将胃管内药液冲入胃内。灌胃完毕后先拔出胃管，后拿出开口器，以免胃管被动物咬坏。
现将各种动物一次灌胃能耐受的最大容积列表如下，以供参考。
随着生命科学技术的发展，动物实验已成为医学实验研究的基本方法。根据实验研究目的、实验动物的种类及药物剂型、剂量的不同，要求对实验动物实施不同的给药方法。尤其对于药物的毒理、药效的研究和药物剂量的确定，经
口灌胃给药方法是一种重要的途径。在国内文献上却很少见到具体的描述。在此，作者将在实践中摸索出的一套实用于小鼠、大鼠、豚鼠、家兔经口灌胃给药的方法介绍如下。
一、灌胃器具制作
小鼠、大鼠、豚鼠灌胃器的制作
小鼠、大鼠灌胃器的来源有两个，一是从市面上购买特制的I2～l6号灌胃针。二是自制。自制方法为：取l2号普通注射针头，首先将针头尖部去掉，然后用细锉刀把去掉部分锉平、锉光，再用沙纸磨光滑，有条件时可在针尖处点焊成球型。加工成有20度弧度的灌胃针，连接1ml或5ml的注射器，即成为大小鼠的灌胃器。在打磨针头或加工弧度时用力一定要均匀，否则就会将针管弄扁，影响针管畅通。豚鼠灌胃器，可采用大鼠灌胃器。
家兔灌胃器的制作
取12号腰椎穿刺针。加工方法同小鼠、大鼠灌胃器的制作，针体长约9cm，并连接10ml或20ml注射器，即家兔灌胃器。
二、灌胃操作方法
小鼠经口灌胃给药方法
先保定动物,即用右手将小鼠尾巴提起，置于鼠笼或粗糙的平面上，当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指捏住小鼠两耳后颈背皮肤，翻转小鼠置于掌心，拉直后肢，以小指压住小鼠尾巴即可。在保定小鼠过程中，不要用力过大，勿握其颈部，以免窒息死亡。以灌胃器轻轻压其头部，使口腔与食道成一条直线，再将灌胃针沿上腭壁轻轻进入食道，当灌胃针进入约3cm左右时即达胃内。如果灌胃针的位置插入正确，小鼠可自行吞服药，灌胃针插入位置不正确，小鼠会强烈挣扎，必须拔出重插，否则可能将药物灌入气管，造成小鼠死亡。注完药液后轻轻抽出灌胃针。小鼠一次最大灌胃量为：10g.w。
大鼠经口灌胃给药方法
大鼠的捕捉方法与小鼠基本相同。根据长期的实践经验，我们发现如用一块湿的纱布盖在大鼠身上，既可以防滑，又可以给初学者一种安全感。为了防止大鼠咬伤，应戴上帆布手套。大鼠体型较大，所以不能象保定小鼠那样可以把尾巴压住。同样在保定大鼠时不能用力过大和握其颈部，尤其在采取抓握保定大鼠时，要特别注意。大鼠灌胃的关键是左手把大鼠头部固定好，使其头不能随意摆动。其他操作方法与小鼠基本相同。灌胃针进入深度为5cm左右。大鼠一次灌胃最大容量2ml/100g.w。
豚鼠经口灌胃给药方法
把豚鼠放在实验台上，用一块干纱布罩住其头，将豚鼠固定在左手掌下，用拇指和食指挤压其口角部让口张开。然后，右手持抽好药物的灌胃器，沿豚鼠上腭壁插入食道。如果灌胃器插入顺畅，位置正确，豚鼠会自动吞咽。否则，豚鼠会乱动，此时应立即拔出灌胃器，重新插入灌胃器，灌胃器进入深度为5cm左右。豚鼠一次灌胃最大容量100g.w。
家兔经口灌胃给药方法
把实验兔放在实验台上，用左手掌从头部握住兔头颈部，将其固定，用拇指和食指使劲压迫其口角部使口张开。然后，右手持抽好药液的灌胃器，用有弧度灌面从右口角处慢慢插入。如插入位置正确就会看见兔自动吞咽，如插入不对，动物就会乱动，此时应立即拔出灌胃器，重新插入灌胃器，灌胃针进入深度为15～18cm。药物注完后，慢慢拔出灌胃器。用此方法给兔灌胃给药，基本上不会把药物误注入气管。家兔一次的最大灌胃量为：80～150ml/只。
三、注意事项
小鼠、大鼠
保定动物时，一定要固定好动物，使动物头不要随意摆动，但不能挤捏颈部。灌胃器针头弧度面向前从动物右角处插入，灌胃动作要轻柔。不能虐待动物，尤其是大鼠，否则，容易被其咬伤。插入灌胃针时，如果遇到阻力，不能用力继续进针，应停止进针，等待其自动吞咽时，迅速进针。否则，容易损伤动物食道。
豚鼠
豚鼠虽然性情比较温顺，但是胆小，容易被惊吓。所以，捕捉豚鼠时，动作要敏捷而轻柔。保定动物时，要在其头部盖上一块纱布。固定动物，要使其头不能随意摆动。灌胃时，插入灌胃器动作不能过大，不要损伤动物食道。
家兔
保定家兔，一定要使其头部不能随意摆动，要做到这一点，左手要用力卡住兔左右嘴角。插入灌胃器的位置要正确，不要误入气管。
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法 在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。 一、实验动物的捉拿与固定方法 在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。 1. 小鼠 捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。 图5-1 图5-2 2. 大鼠 方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。 3. 豚鼠 豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
二十种常见实验动物模型 一、缺铁性贫血动物模型 缺铁性贫血（iron deficiency anemia，IDA）是体内用来合成血红蛋白（HGB）的贮存铁缺乏，HGB合成减少而导致的小细胞低色素性贫血，主要发生于以下情况：（1）铁需求增加而摄入不足，见于饮食中缺铁的婴幼儿、青少年、孕妇和哺乳期妇女。（2）铁吸收不良，见于胃酸缺乏、小肠粘膜病变、肠道功能紊乱、胃空肠吻合术后以及服用抗酸和H2受体及抗剂等药物等情况。（3）铁丢失过多，见于反复多次小量失血，如钩虫病、月经量过多等。 IDA是一种多发性疾病，据报道，在多数发展中国家，约2/3的儿童和育龄妇女缺铁，其中1/3患IDA，因此，研究IDA的预防和治疗具有重要的意义。在这些研究中，缺铁性贫血的动物模型（Animal model of IDA），又是实施研究的基础工具。常见的IDA动物模型的构建技术如下： 实验动物：一般选用SD大鼠，4周龄，雌雄不拘，体重65g左右，HGB≥130g/L。 建模方法：低铁饲料加多次少量放血法。低铁饲料一般参照AOAC 配方配制，采用EDTA浸泡处理以去除饲料中的铁，饲料中的含铁量是诱导SD大鼠形成缺铁性贫血模型的关键，现有研究表明，饲喂含铁量<15.63mg/Kg的饲料35天，SD大鼠出现典型IDA表现，而饲喂
含铁40.30mg/Kg的饲料SD大鼠出现缺铁，但并不表现贫血症状。建模时一般采用去离子水作为动物饮水，以排除饮水中铁离子的影响。少量多次放血主要用于模拟反复多次小量失血导致的铁丢失，还可以加速贫血的形成。放血一般在低铁饲料饲喂2周后进行，常用尾静脉放血法，1～1.5ml/次，2次/周。 模型指标：（1）HGB≤100g/L；（2）血象：红细胞体积较正常红细胞偏小，大小不一，中心淡染区扩大，MCV减小、MCHC降低；（3）血清铁（SI）降低，常小于10μmol/L，血清总铁结合力（TIBC）增高，常大于60μmol/L。 需要指出的是，以上模型不能用于铁吸收不良相关IDA的防治研究。根据具体的研究需要，也可以适当调整建模方法。 二、白血病动物模型 用免疫耐受性强的人类胎儿骨片植入重症联合免疫缺陷病(SCID)小鼠皮下，出于人类造血细胞与造血微环境均植入小鼠，建立具有人类造血功能的SCID小鼠模型称为SCID－hu小鼠。再将髓系白血病患者的骨髓细胞植入SCID－hu小鼠皮下的人类胎儿骨片内，植入的髓系白血病细胞选择性生长在SCID－hu小鼠体内的人类造血微环境中，即为人类髓系白血病的小鼠模型。SCID小鼠是由于其scid所致。T、B淋巴细胞功能联合缺陷，这种小鼠能接受人类器官移植物。 造模方法：
动物实验的基本操作技术 实验动物 实验动物(experimental animals)是指经过人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚，应用于科研、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。 一、常用实验动物的种类和特点 （一）狗(dog)属于哺乳纲、食肉目、犬科动物。其嗅觉、视和听觉均很灵敏，对外界环境的适应能力强。消化、循环和神经系统均发达，且与人类很相似。适用于各类实验外科手术学的教学和临床科研工作，是复制休克、DIC、动脉粥样硬化等动物模型首选的动物之一，由于其价格较昂贵，教学实验中不如某些中小动物常用。 （二）家兔(rabbit) 属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食类动物。品种有：青紫蓝兔（livor blue rabbit）、中国白兔（china white rabbit）、新西兰白兔和大耳白兔（maximus ear white rabbit）等。具有性情温顺，对温度适应敏锐和便于静脉注射等特点，是教学实验中最常用的动物之一。可用于血压、呼吸、泌尿等多种实验，还可用于体温实验和热原的研究与鉴定。 （三）大白鼠(rat) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。其性情凶猛、喜欢啃咬、繁殖周期短、抗病能力较强、心血管反应敏锐。用于水肿、休克、炎症、心功能不全、肾功能不全和应激反应等实验。大鼠不能呕吐，故不能做催吐实验。 （四）小白鼠(mouse) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。具有繁殖周期短、产仔多、生长快、体型小、温顺易捉、易于饲养等特点。广泛应用于各种药物的毒理实验、药物筛选实验、生物药效学实验，以及癌症研究、营养学、遗传学、免疫性疾病研究等项实验。 （五）豚鼠(cavy) 属哺乳纲、啮齿目、豚鼠科类动物。又名天丝鼠、荷兰猪。其性情温顺，嗅觉和听觉较发达。对某些病毒反应敏锐，易引起变态反应。适用于药理学、营养学、各种传染病的实验研究。细菌、病毒诊断学研究、过敏、变态反应性实验研究和内耳及听神经疾病研究。也常用于离体心脏实验研究。 （六）蛙和蟾蜍(frog and toad ) 均属两栖纲、无尾目类动物。常用于教学实验。其心脏在离体后仍可有节律地跳动。常用于心脏生理、药理和病生实验。蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。此外，蛙类还可用于水肿和肾功能不全的实验研究。 二、常用实验动物的品系
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿
4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。三、性别判定 小鼠、大鼠性别判定 （1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。四、动物的标记 小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】 1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。 3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】 1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？
常用实验动物的实验基本操作技术 第一节常用实验动物的生物学特征 1．蛙（或蟾蜍）的生物学特点是什么？主要用于哪些实验？ 属于两栖变温动物，皮肤光滑湿润，有腺体无外鳞。蛙的心脏有两个心房，一个心室，心房与心室区分不明显，动静脉血液混合，有冬眠习性。生存环境比哺乳动物简单，在机能学实验中有多种实验选择该动物。如：①离体蛙心实验，常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能，以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。③缝匠肌可用于记录终板电位。脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。在临床检验中，可用雄蛙作妊娠反应实验。 2．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。 3．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。 4．豚鼠生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 豚鼠性情温和，胆小，饲养管理方便，可群养。豚鼠耳蜗管发达，听觉灵敏，存在可见的普赖厄反射（听觉耳动反射），乳突部骨质薄弱。豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。能耐受腹腔手术，使用于肾上腺机能的研究。其自身不能制造维生素C，是研究实验性坏血症的唯一动物。 5．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行
实验三实验动物基本操作技术 学习目标 ●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳 缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。 ●了解其他动物实验技术。 大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。 一、实验动物的编号 为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。常用的编号方法如下： 1．染料标记法 （1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。 （2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。 A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。 B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的。如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的左、中、
右部九个区域，从右到左标记。 2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。 3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。将牌固定于动物的颈圈或耳上。 4．人工针刺法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出，再用酒精墨汁涂染即可。 二、实验动物的捉拿与固定方法 1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。 2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。 3．大白鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部（因抓尾尖动物会扭动易使其尾部的皮肤脱落，影响实验的进行）将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。 4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。
2015-动物实验基本操作动物实验 基本操作一（固定、性别判定、标 识）【实验目的】在做动物试验 时，为确保给药、实验顺利进 行，防止被动物咬伤、准确辨别动 物性别、准确标识动物，要学会 用正确方法捉拿实验动物、掌握 辨别动物性别的方法以及掌握标识 动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体 重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%?90酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢
紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿 4-5 周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，^V: 1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。 三、性别判定小鼠、大鼠性别判定 (1)幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是早，夕卜生殖器与肛门间隔长的是￡。 (2)成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
动物实验方案设计 动物实验指在实验室内，为了获得有关生物学、医学等方面的新知识或解决具体问题而使用动物进行的科学研究。以下小编为你整理了动物实验方案设计，希望对你有所参考帮助。 实验设计就是拟定实验方案，在进行科学研究时，对研究方案作合理的安排，以减少随机误差的影响。采用适当的研究实验次数，减少实验的成本并能对数据进行有效的分析，提高实验研究的可靠性，从而实现研究的目的。 研究设计包括专业设计与统计设计两个部分。统计设计主要是依据研究目的，从研究的现况条件出发，规定研究因素、选择效应指标、确定研究对象的引入方式方法和规模，拟实施的方法、方案，及数据收集、整理分析的模式，直至结果的解释，进行系统的安排，使其消耗最少的人力物力和时间，而获得可靠的信息与结论。 实验设计的基本要素为：实验单位、处理因素和实验效应。 (1) 大多数情况下，实验单位等同于实验对象、受试对象，在动物实验中的动物即为实验单位。 (2) 处理要素：是研究者根据研究目的施加于实验单位，在实验中需要观察并阐明其效应的因素，是实验单位分组的标志。而非处理因素则是指实验中非人为施加的、与处理因素同时存在，同样可以使受试对象产生实验效应的因素，如实验动物的雌雄、体重等因素。突出研究因素的主导作用，排除混杂因素的干扰作用，可以通过相应的实验设计方法，尽量使非处理因素在各处理组中的分布
达到一致或均衡，以便分离出处理因素的效应。另外，处理因素的施加方法、强度、频率和持续时间等，在整个实验中应始终保持不变，以保证实验结果评价的可靠性和稳定性；处理因素作用于受试对象的反应，是研究结果的最终体现，其基本要求客观性、特异性、灵敏性和精确性。 (3) 实验效应：处理因素作用于实验动物后，出现实验效应，一般是用各种指标来反映的。指标按其性质可分为计数( 含等级) 指标和计量指标，计数指标如“是” “否” “有” “无”，“阳性” “阴性”，“痊愈” “显效” “好转” “无效”，“存活”“死亡”等。计量指标指可测量( 含间接测 量 ) 的指标，如很多检查和检验指标。 在对指标进行观察时应注意： ①实验效应的观察应避免偏性。研究者的心理往往偏于 阳性结果，为了消除或减少测量偏差，设计时常采用盲法。 ②应注意处理和效应的关系：处理与效应之间存在一定 的关系，如剂量反应曲线。做实验应选择一个合适的实验剂 量。 实验设计的三大原则即为重复 (replication) 、随机化(randomization) 和对照 (control) ，这是药理实验设计的基本要求。其目的是排除非处理因素的作用，控制随机误差，避免系统误差，提高实验效率。 (1) 重复原则 (重复稳定性 ) ：能够充分重现的实验，才能称
第二章动物实验的基本知识和操作技术 第一节实验动物 药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相
适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、蛙和蟾蜍 离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。 2、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 3、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，
常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代及形态的变化，常需将药物注入动物体。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃。罐入速度要慢。
动物实验的基本知识和操作技术
第二章动物实验的基本知识和操作技术 第一节实验动物 药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、蛙和蟾蜍
离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。 2、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 3、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。 4、豚鼠 是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。 5、家兔 温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。 6、猫
【求助/交流】药物研究的动物实验方法 一、受试物的剂型配制在药物研究的动物试验中，需要用溶剂、助溶剂或赋形剂将受试物配制成一定剂型后给动物使用。溶剂、助溶剂的要求：无毒性、与受试物无反应、制成的溶液稳定。常用的溶剂：水、生理盐水、植物油等。常用的助溶剂：吐温-80 二、给药途径与剂量各种药物试验都应采用两种给药途径为宜。一种与临床给药途径相同，另一种以注射给药。（一）、动物用药量的确定 1、先用小鼠粗略地探索中毒或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取1/10-1/5。 2、植物药粗制剂的剂量多按生药折算。 3、化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的药物的剂量。 4、确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律，则更应慎重分析。 5、用大动物进行实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的十五分之一~二分之一，以后可根据动物的反应调整剂量。 6、确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼小动物，剂量应减少。如以狗为例：6个月以上的狗给药量为1份时，3-6个月的给予1/2份，45-89日的1/4份，20-44日的给1/8份，10-19日的给1/16份。 7、确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同，以口服量为100时，灌肠量应为100-200，皮下注射30-50，肌肉注射25-30，静脉注射为25。 qian159lin(站内联系TA) (二)、实验动物用药量的计算方法 动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量（ml数），以便给药。 例：计算给体重1.8kg的家兔，静脉注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按每kg体重1g的剂量注射，应注射多少ml？ (三)、人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法 1、人与动物用药量换算
小鼠灌胃方法比较简单，上面的帖子里面也有提到，需要关注的只有两点： 一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入，二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。做的多了自然就熟练了。 具体操作过程如下： 1. 准备灌胃针头。一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。 2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。 3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。 4. 灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。 小鼠腹腔注射 腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。 2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。 4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg 小鼠静脉注射 关于小鼠的静脉注射，在本版的求助最多。这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。 操作步骤： 1. 首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。 还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约10cm，直径约3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。 2. 固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。 3. 注射前首先要让小鼠的血管充盈。可以采用75％的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。若小鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。温水浸泡2～3分钟后，取出小鼠尾巴，用干棉球擦拭。等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。若血管还不充盈，可以反
大鼠血紅素再生法 1实验鼠要求：雄性，约四周大，体重小于70克，温度25±2℃，湿度 50%，光照周期各12小时，供给水为去离子水。 2饲料配方 基础饲料：采用AIN-76配方，碳水化合物全用玉米淀粉，矿物 质不加铁，铁小于3PPm。 标准组饲料：基础饲料添加FeSO4·7H2O，铁含量分別有6、12、 18 及24 ppm，四种不同浓度饲料 试验饲料：样品提供铁质，加上基础饲料，铁含量分別为6、12、 18 及35 ppm，，四种不同浓度饲料。每一种样品需 要一套含四种浓度度之「试验饲料」， 3实验设计 （1）基础饲料组：6-7只鼠，全程基础饲料 （2）标准对照组：四组，每组6-7只鼠，再生期饲喂标准饲料，每组一个浓度。 （3）实验组：一个样品四组，每组6-7只鼠，再生期饲喂试验饲料，每组一个浓度。 4实验步骤 耗铁期：全部喂饲基础饲料，每周记录体重，尾巴采血追踪血红素变化，直到降至6 g/dL 以下，大約需14 至21 天。 再生期：依体重分组，每组6-7只，一组饲喂基础饲料，四组饲喂标准饲料，每组一种铁浓度。一种样品需要四组鼠，饲喂试验饲料，每
组一种铁浓度。定时记录饲料摄取量，10-14天采血测血红素 5分析项目及方法 铁量分析：测试样品灰化，灰分用浓盐酸溶解，适当稀释后，以原子吸收光谱法配合铁标准溶液与铁标准检量线而定量 血紅素分析：取5mlHiCN到一试管，加入20ul老鼠静脉血，静置3-5分钟，测其血红素。 6计算统计分析 再生期铁摄取量以各组饲料铁浓度乘以饲料摄取重量而得。大鼠的血液体积以每克体重有0.067 mL 估計，血紅素的含铁量以0.335% 計算。代表铁利用之生物指标可采用再生后血紅素浓度、再生期血红素浓度增加量或再生期血红素铁增加量，其計算原則列於表三。 表三血红素再生法可用的铁利用率指标，铁可用率相关項目计算原則 血红素增加量（mmol/L）：再生期之血红素浓度－耗铁期结束之血红素浓 度 血红素总铁量（μmol Hb/ rat）：大鼠体重×0.067 ×血红素浓度× 0.335% 血红素铁增加量（μmol Fe/ rat）：再生期之血红素总铁量－耗铁期结 束之血红素总铁量 7结果评定 若「试验饲料」各组之铁利用指标均显著高于铁浓度相当之「铁标准饲料」组，而且试验样品之相对生物价大于100时，表示其铁可用率优于FeSO4，可利用为促进铁吸收之健康食品。 若「试验饲料」各组之铁利用指标与铁浓度相当之「铁标准饲料」组无显