药理学动物实验基本方法

动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。

常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。

由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。

（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。

（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。

2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。

易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。

3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。

⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。

此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。

⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。

4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。

对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。

对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。

此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。

药理学实验指导（供自学助考班用）实验一药理学实验基础知识与常用动物捉拿、给药【目的】1、学习药理学实验基础知识；2、掌握药理学实验常用动物捉拿、给药方法。

【器材】1ml、5ml、20ml注射器，大、小鼠灌胃针头，4号、6号注射针头，250ml烧杯、鼠笼(或铁丝笼)，天平秤、砝码。

【药品】0.9%生理盐水。

【动物】小白鼠、大鼠、家兔。

【内容】一、实验动物的捉拿方法1、蛙和蟾蜍左手握持蛙或蟾蜍，食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢；右手将双下肢拉直，左手无名指及小指将其压住而固定。

此法用于淋巴囊注射。

毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，拇指和无名指小指握持双下肢，右手持刺针进行操作。

2、小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。

双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。

此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。

单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。

3、大白鼠大白鼠容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠，先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住背部和腹部。

不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。

4、家兔用左手抓住颈背部皮肤(抓的面积越大，其吃重点越分散)。

将兔提起，以左手托住其臀部，使兔呈坐位。

二、实验动物的给药途径与方法1、小白鼠给药途径与方法灌胃(ig)：左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入食道。

如遇阻力，将灌胃针头抽回重插，以防损伤。

常用灌胃量为0.1～0.2ml/10g。

皮下注射(ih)：可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。

注药量一般为0.1～0.2ml/10g。

肌肉注射(im)：一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴，另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。

药理学实验一药理学实验基础及基本技能训练【实验目的】熟悉注射器、灌胃针头的构造、规格和主要用途。

学会正确使用注射器及灌胃针头；学常用实验动物的捉持和给药方法；学会实验动物给药量的计算。

【实验对象】小白鼠【实验器材】注射器、灌胃针头、鼠笼、棉签。

【实验药品】生理盐水、碘伏。

【实验步骤】1．多媒体示教实验动物的捉持及给药方法：（实验原理1）（1）捉持法用右手提起鼠尾，将其放于粗糙面（如鼠笼）上。

右手向后拉鼠尾，使其固定在粗糙面上。

此时应趁其不备迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及头颈部皮肤。

然后，翻转小鼠使其腹部向上平卧于掌心中，用无名指和小指压住鼠尾并固定于手中（2）给药法①灌胃法（ig）：左手捉持小鼠，头部向上，颈部拉直。

右手持配有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，与食管成一直线，然后沿上颚轻轻插入食管，如插入无阻力、小鼠无挣扎、呼吸无异常、口唇无发绀等现象，即可注入药液。

若遇阻力，应退回重插，以免插入气管引起小鼠死亡。

药液量一般为0.1～0.3ml/10g体重，每只不超过0.5ml （图1）。

②腹腔注射法（ip）：左手捉持小鼠，右手持注射器（选用5或6号注射针头），与腹壁呈45°角，自下腹部一侧向头端刺入腹腔。

进针时角度不宜太小，部位不能太高，刺入不能太深，否则会损伤内脏。

药液量一般为0.1～0.2ml/10g体重，每只不超过0.5ml（图2）。

③皮下注射法（sc）：可两人合作，一人用左手捏住小鼠头部皮肤、右手拉住鼠尾固定小鼠；另一人左手捏起小鼠背部皮肤，右手持注射器，将针头刺入背部皮下注入药液。

也可单人操作，按前法捉持小鼠，右手持注射器，针头沿右侧肋缘上穿入皮下，向前推至右前肢腋下部位，推入药液即可。

药液量一般为0.05～0.2ml/10g体重，每只不超过0.3ml。

④肌内注射法（im）：两人合作，一人固定小鼠，另一人将注射器针头刺入小鼠后肢外侧肌肉内注入药液。

药液量每腿不超过0.1ml。

药理学常见实验操作方法药理学是研究药物在生物体内的活性、代谢、毒性和药物与生物体之间的相互作用等问题的学科。

药理学实验是药理学研究的重要手段，通过实验可以研究药物的药效、药代动力学、药物的药理作用和机制等方面的问题。

下面将介绍一些药理学常见的实验操作方法。

1. 细胞培养实验：细胞培养实验是研究药物对细胞的作用的一种常见的药理学实验方法。

首先需要选择合适的细胞系进行培养，如癌细胞、原代细胞等。

接下来，将药物加入到细胞培养基中，观察药物对细胞的影响，如细胞的增殖、凋亡、分化等。

可以使用细胞形态学方法、免疫组化、蛋白质分析等技术手段来评估药物对细胞的影响。

2. 动物实验：动物实验是研究药物在整个生物体内的药效和毒性的重要手段。

常见的动物实验包括药物的急性毒性实验、慢性毒性实验、药物代谢动力学实验、药效学实验等。

首先需要选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、猴子等。

然后，将药物给予动物进行观察和检测，如观察动物的行为、记录动物的生理指标、取动物组织样本进行药物浓度测定等。

3. 体外药物解剖学实验：体外解剖学实验是研究药物在体内分布、转化和代谢的重要手段。

常见的体外实验包括药物的分配实验、药物代谢实验、药物排泄实验等。

该实验通过收集和分析体内样本（如血液、尿液、组织）中的药物浓度以及代谢产物的浓度来评估药物在体内的代谢和排泄情况。

使用的方法包括液相色谱质谱联用技术、高效液相色谱技术、放射性同位素标记技术等。

4. 离体器官实验：离体器官实验是研究药物在特定器官上的药理作用的一种常见实验方法。

常见的离体器官实验包括离体心脏实验、离体肠段实验、离体骨骼肌实验等。

该实验将动物的某个器官取出，放置在体外培养液中，然后加入药物进行实验。

通过记录器官的生理活动的变化来评估药物对该器官的作用。

以上是药理学常见的一些实验操作方法，这些实验方法可以帮助研究人员深入了解药物的药理学特性和作用机制。

当然，在进行这些实验时，也需要遵守实验操作规范，保护实验动物的权益，确保实验结果的准确性和可靠性。

药理学实验基本操作方法药理学实验基本操作方法是指在药理学研究中进行药物活性、毒性、代谢及药效评价等方面的实验操作方法。

下面将详细介绍药理学实验的基本操作方法。

1. 药物制备：首先需要准备所需的药物溶液。

根据实验需要，药物可以是天然的、合成的或者已经商业化的。

药物溶液的配制方法包括溶于溶剂中、配制不同浓度的药物溶液等。

药物在实验前需要进行精确称量，确保药物剂量的准确性。

2. 动物实验模型：选择合适的动物模型是进行药理学实验的关键。

常用的动物模型包括小鼠、大鼠、猪、猴等。

通过选用适合的动物模型可以更好地模拟人体的生理和病理状态，从而评价药物的疗效和安全性。

在动物实验前，需要进行动物的饲养和培养。

3. 药物给药方式：药物给药方式的选择取决于药物的性质和实验的目的。

常用的给药方式包括经口给药、静脉注射、皮下注射、直肠给药等。

给药时需要注意用药剂量、次数和给药时间的准确控制。

4. 临床观察和测量指标：在药理学实验中，需要对动物进行临床观察和测量，以评价药物的药效和毒性。

常见的观察指标包括体温、心率、呼吸频率、血压等。

另外，还可以通过采集血液、尿液等样本，进行对药物代谢、药物浓度的测定。

5. 数据处理和统计分析：药理学实验结束后，需要对实验数据进行处理和统计分析。

数据处理通常包括数据整理、计算药物的半数抑制浓度（IC50）、最大效应等指标，绘制药效曲线等。

统计分析可以通过方差分析、t检验、相关性分析等方法进行。

6. 实验设备消毒和废弃物处理：在药理学实验过程中，需要定期对实验设备进行消毒，以防止交叉感染。

实验结束后，需要按照相关规定安全处理药物残余和废弃物，确保实验环境的安全和卫生。

总结起来，药理学实验的基本操作包括药物制备、动物实验模型选择、药物给药方式、临床观察和测量指标、数据处理和统计分析以及实验设备消毒和废弃物处理。

这些基本操作方法是进行药理学实验的基础，通过合理的操作方法可以提高实验的准确性和可靠性，为药物的研发和临床应用提供科学依据。

实验一动物实验基本知识一、实验目的通过药理学实验的基础知识的学习和练习,掌握药理学实验的基本技能和方法。

二、实验内容（一）教学电影：动物基本知识与实验技术；（二）实验：三、实验仪器、设备实验动物：家兔、小鼠、实验器材：小鼠固定器家兔固定器、注射器兔台，手术器械，注射器，丝线，纱布等四、实验方法与步骤1、教师示教过程小鼠、大鼠的捉拿灌胃，腹腔注射，皮下注射，标记.家兔捉拿、固定、灌胃、静脉注射，肌肉注射等。

重点示教小鼠、大鼠的捉拿灌胃.2、学生自己做实验操作练习。

小鼠、大鼠的捉拿灌胃，腹腔注射，皮下注射，标记.家兔捉拿、固定、灌胃、静脉注射，肌肉注射等。

1、捉持法以右手提鼠尾，将小鼠放于粗糙面上，将鼠尾轻轻向后拉，以左手的拇指及其食指捏双耳及头部皮肤，无名指、小指及掌心夹其背部皮肤及其尾部，便可将小鼠固定。

2、灌胃左手持小鼠，使腹部朝上，颈部拉直，右手拿灌胃器子口交插入口腔，从舌面紧沿上颚进入食道。

若遇阻力，应退出后再插。

3、皮下注射一人抓小白鼠头部皮肤，右手拉鼠尾，另一人左手捏背部皮肤，右手持注射器刺入背部皮肤。

4、腹腔注射左手抓小白鼠，右手持注射器。

取30º将针头从下腹部刺入腹腔。

5、尾静脉注射将小白鼠置于固定筒内或倒置的大漏斗下，使鼠尾露出在外。

用酒精棉球擦鼠尾，使血管扩张。

左手拉住尾尖，选一条扩张最明显的尾静脉将针头刺入血管，推药。

若有阻力，且局部变白，则需从新刺入血管。

小结: 实验的认真及参与情况,实验室守则和实验的基本要求。

同学在实验过程中出现的问题。

五、实验报告要求实验中认真观察实验现象，将实验记录在原始数据表格中，实验结束后，指导教师检查并签字。

撰写实验报告要求内容完整、结论正确、书写规范、条理清楚、有分析、有讨论，并在规定时间内完成，及时交予实验指导教师。

六、实验注意事项注意实验动物编号；动物捉拿、固定、给药、取血方法七、思考题动物捉拿、固定、给药方法有哪些？实验二不同剂量对药物作用影响[目的和原理]观察药物不同剂量对药物作用的影响。

实验一常用实验动物的实验基本操作实验目的：掌握动物实验的基本操作一、实验动物的选择及捉拿固定（一）实验动物的选择1．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。

它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。

在机能学实验中常选用该动物。

故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期 20 天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。

2．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。

大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。

大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。

大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。

药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。

3．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行性和嗜睡性。

它主要利用呼吸散热维持体温平衡，耐冷不耐热，厌湿喜干。

家兔广泛应用于医学研究中。

由于兔耳血管丰富，耳静脉表浅，易暴露，是静脉给药及采血的最佳部位。

兔的减压神经在颈部与迷走交感神经分开走行而自成一束，常用于研究减压神经与心血管活动的关系。

家兔的体温调节较稳定，反应灵敏，常用于发热研究和热源试验，是药品质控中热源检查的指定动物。

家兔对组织胺不敏感，不发生呕吐，因此不适用于组织胺过敏性休克、催吐和镇吐药物的研究。

（二）实验动物的捉拿固定正确的捉拿固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。

1、如何正确捉拿及固定小白鼠？小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。

抓取时先用右手提起鼠尾，放在鼠笼盖上或易攀抓的粗糟面上，将鼠尾向后轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糟面，迅速用左手拇指及食指沿其背向前捏住两耳和头颈部皮肤，将小鼠尾巴夹在无名指、小指和手掌之间。

药理学实验方法药理学实验方法第－讲实验动物的选择在药理学实验中，要根据实验目的，选择不同动物，常用动物有：１、青蛙和蟾蜍心脏（离体、在体）实验, 制备坐骨Ｎ－腓肠标本等。

２、小白鼠：药物初筛：镇痛、耐缺氧、抗肿瘤药物、LD５０测定、避孕药实验等。

３、大白鼠：抗炎作用，大白鼠踝关节肿胀实验，血压测量，胆管插管等。

长期性毒性试验。

４、豚鼠：对组胺敏感，并易于致敏，常用抗过敏药（平喘药、抗组胺药）实验。

离体心房、心脏、肠管实验等。

豚鼠对结核菌也敏感，也用于抗结核病药物实验。

5、兔：家兔易得，驯服，便于静脉注射和灌胃，常用于观察药物对心脏的作用和对CNS 的作用。

又由于其体温变化较敏感，也常用于体温实验及热原检查。

家兔也常用于避孕药实验。

6、猫：猫的血压比较稳定，具有咳咳嗽反射和呕吐动作。

因而常用于心血管药物实验和镇咳药、镇吐药实验。

7、狗：狗的血压比较稳定，常用于降压药、升压药和抗休克药实验。

狗比较容易驯服，最适用于慢性实验。

手术造瘘（胃、肠）以便观察药物对胃肠蠕动和分泌的影响。

此外，长期毒性实验也常用狗来进行。

* 附:给药途径及剂量限制1. 小白鼠（1）灌畏法:0.1～0.25ml／10g体重。

（2）皮下注射：0.1～0.3ml／10g体重。

（3）肌肉注射：0.2ml／每侧。

（4）腔注射：0.1～0.25ml／10g体重。

（5）静脉注射：0.05～0.1ml／10g体重。

1.大白鼠（1）灌畏法:2.0ml／10og体重。

<3.0ml/只。

（2）腔注射：0.1～0.25ml／10g体重。

第二讲实验动物的麻醉和处死一、各种实验动物的麻醉药物和麻醉方法1药理学实验方法1、乙醚乙醚为挥发性麻醉药。

常用于小动物（小鼠）的麻醉。

使用方法有：开放发和封闭法。

2、戊巴比妥钠戊巴比妥钠的作用稳定、麻醉持续时间中等(一次给药可维持作用2～4 hr)，一般实验均可使用。

常用其3% 溶液。

各种动物所用剂量如下：狗：30mg/kg，iv猫、兔：30～40mg/kg，iv或ip大鼠、小鼠：40～50mg/kg，ip3、乌拉坦乌拉坦的作用较弱，对呼吸的抑制作用小是其优点。

一、实验目的1. 了解药理学实验的基本操作流程。

2. 掌握小鼠给药和采血的方法。

3. 观察药物在小鼠体内的药效和代谢过程。

4. 分析药物的毒副作用。

二、实验材料1. 实验动物：昆明种小鼠，体重18-22g，雌雄各半。

2. 实验药物：某新型抗炎药物（以下简称药物A）。

3. 实验仪器：电子天平、小鼠给药器、离心机、显微镜、恒温水浴锅、注射器、剪刀、镊子等。

4. 实验试剂：生理盐水、肝素钠、抗凝剂等。

三、实验方法1. 实验分组：将实验动物随机分为实验组（给予药物A）和对照组（给予生理盐水）。

2. 给药方法：采用灌胃给药法，实验组小鼠按体重给予药物A，对照组小鼠给予等体积生理盐水。

3. 观察指标：观察小鼠的生理指标（如体温、呼吸、心率等）、行为学指标（如活动、睡眠、摄食等）以及肝肾功能指标。

4. 采血与检测：分别在给药前、给药后1小时、2小时、4小时、8小时、12小时和24小时对小鼠进行尾静脉采血，检测血液中的药物浓度。

5. 组织学观察：对实验组小鼠和对照组小鼠的肝脏、肾脏进行病理学观察。

四、实验结果1. 生理指标：给药后，实验组小鼠体温、呼吸、心率等生理指标与给药前相比无显著差异，与对照组相比无显著差异。

2. 行为学指标：给药后，实验组小鼠活动、睡眠、摄食等行为学指标与给药前相比无显著差异，与对照组相比无显著差异。

3. 肝肾功能指标：给药后，实验组小鼠的肝肾功能指标与对照组相比无显著差异。

4. 药物浓度：给药后，实验组小鼠血液中的药物浓度随时间逐渐降低，给药后8小时基本降至给药前水平。

5. 组织学观察：实验组小鼠的肝脏、肾脏组织学观察与对照组相比无显著差异。

五、讨论1. 本实验结果表明，药物A在小鼠体内具有良好的耐受性，对小鼠的生理指标、行为学指标以及肝肾功能无明显影响。

2. 药物A在体内的代谢过程较快，给药后8小时基本降至给药前水平。

3. 本实验为药物A的临床应用提供了初步依据，为进一步研究药物A的药效和毒副作用奠定了基础。

兽医药理学实验实验报告书写题目目的原理材料：实验动物、器材、药品方法：用自己的语言简单扼要描述出来结果：要求真实清楚讨论，将实验结果比较分析，实验中有哪些不足之处，结果异常或失败的原因结论：将实验结果归纳总结实验一：实验动物的捉拿及给药方法一、小白鼠的捉拿和给药方法1、捉拿法：以右手捉住小鼠的尾巴将鼠提起，放置于鼠笼边缘或其他易攀爬处，轻轻向后拉鼠尾，趁其不备，用左手拇指和食指捏住其两耳及头部皮肤，使其腹部朝上，屈曲左手中指靠在鼠背上，然后以无名指压住鼠尾，小指压住其左下肢，使小鼠完全固定。

2、给药方法：1）灌胃：以左手固定小鼠后，使其腹部朝上，颈部伸直，右手持配有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，再从舌面沿上颚壁轻轻进入食管，当推进2～3cm时，灌胃器的前端到达膈肌水平，此时可稍感有抵触。

一般在此位置推注药液即可。

灌胃量为每10g体重0.1～0.3ml 。

2）腹腔注射：将小鼠固定后，使其呈头低臀高位，右手持注射器自下腹一侧向头部方向以45°刺入腹腔，进针部位不宜太高，刺入不宜太深，以免伤及内脏。

注射量一般为每10g 体重0.1～0.3ml 。

3）皮下注射：左手固定小鼠，右手持注射器，将针头刺入背部皮下注入药液。

注射量一般为每每10g体重0.05～0.2ml 。

4）肌肉注射：小鼠因肌肉较少，很少采取肌肉注射，若需要，则由两人合作，一人固定小鼠后，另一人持注射器，将针头刺入小鼠后肢外侧肌肉内注入药液。

注射量每条腿不超过0.1ml。

5）尾静脉注射：将小鼠固定，使鼠尾露出。

用酒精棉球涂搽尾部，使血管扩张。

用左手拉住尾尖，从左右两侧尾静脉中选择一条扩张最明显的，右手持注射器（选用4号针头），将针头由尾端向心刺入血管，用左手拇指与食指固定针头和血管，推入药液。

注射量为每10g体重0.1～0.2ml二、家兔的捉拿和给药方法：1、捉持法：用左手抓住颈背部皮肤将家兔提起，右手托住其臀部，使家兔呈坐位姿势。

附：实验基本操作1.小鼠捉拿固定小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但抓取时动作也要轻缓。

抓取时先将小鼠放在粗糙物（如鼠笼）上面，用右手提起鼠尾，将小鼠轻轻向后拉，这样可使小鼠前肢抓住粗糙面不动，用左手拇指和食指捏住鼠头皮肤和双耳，其余三指和掌心夹住其背部皮肤及尾部，这样小鼠便可被完全固定在左手中（图1），此时右手可作注射或其它实验操作，也可将小鼠固定在特制的固定器中。

2. 小鼠灌胃法以左手捉住小鼠，使其腹部朝上，右手持灌胃器（以1-2mL注射器上连接细玻璃灌胃管或把注射针头磨钝稍加弯曲制成的灌胃针头），灌胃管长约4-5cm，直径约1mm。

操作时，先从小鼠口角将灌胃管插入口腔内，然后用灌胃管向后上方压迫小鼠头部，使口腔与食道呈一直线，再将灌胃管沿着上颚壁轻轻推入食道（图2），当推进约2-3cm时可稍感有阻力，表明灌胃管前部已到达膈肌，此时即可推进注射器进行灌胃，若注射器推注困难，应抽出重插，若误入气管给药，可使小鼠立即死亡，注药后轻轻拔出灌胃管，一次灌药量为0.1-0.3mL/10g体重。

3. 腹腔注射法以左手固定小鼠，腹部向上，注射部位应是腹部的左、右下外侧1/4的部位，因为此处无重要器官。

用右手将注射器针头刺入皮下，沿皮下向前推进3-5mm，接着使针头与皮肤呈45度角刺入腹肌，继续向前推进，通过腹肌进入腹腔后感觉抵抗力消失，此时可注入药液，一次注射量为0.1-0.2mL/10g体重（图3）。

图1 小鼠捉拿方法图2 小鼠灌胃法图3 小鼠腹腔注射法药理学实验不同给药途径对药物作用的影响【目的】观察不同给药途径对硫酸镁药理作用的影响。

【原理】给药途径不同，不仅影响到药物作用的快慢、强弱及维持时间的长短，有时还可改变药物作用的性质、产生不同的药理作用。

硫酸镁口服基本不吸收而发挥容积性导泻作用，注射给药则产生吸收作用。

【实验材料】1、动物：小鼠2只。

2、药品：4%硫酸镁。

3、器材：注射器、鼠笼【方法与步骤】取小鼠2只，称重后标记，一只腹腔注射4%硫酸镁0.2mL/10g，另一只以同样剂量灌胃，观察并记录小鼠出现的症状，将结果填入下表。

兽医药理学实验报告兽医药理学实验报告引言：兽医药理学是研究动物体内药物的吸收、分布、代谢和排泄等过程的学科。

本次实验旨在探究某种药物在动物体内的作用机理和药代动力学特性。

通过实验结果的分析和讨论，可以为兽医学领域的药物治疗提供科学依据。

实验材料与方法：1. 实验动物：选取健康的小鼠作为实验对象，保证其体重和年龄相近。

2. 药物制备：选择一种已经广泛应用于兽医临床的药物，按照一定比例配制成适合小鼠体内使用的浓度。

3. 实验组设置：将小鼠随机分为实验组和对照组，实验组注射药物，对照组注射生理盐水。

4. 采样与检测：在注射后的不同时间点，采集小鼠血液样本，利用高效液相色谱仪等设备检测药物在血液中的浓度。

实验结果：通过实验数据的统计和分析，我们得到了以下结果：1. 药物在小鼠体内的吸收速度较快，注射后短时间内即可检测到药物在血液中的存在。

2. 药物的分布范围广，不仅在血液中存在，还可以进入组织和器官，如肝脏、肺等。

3. 药物在体内的代谢速度较快，经过一段时间后，血液中的药物浓度逐渐降低。

4. 药物的排泄途径主要通过肾脏，以尿液的形式排出体外。

讨论与分析：1. 药物在小鼠体内的吸收速度较快，这说明该药物具有良好的肠道吸收能力。

这对于兽医临床应用来说非常重要，因为动物在接受治疗时，需要尽快吸收药物以达到治疗效果。

2. 药物的分布范围广，说明该药物具有较好的组织渗透性。

这对于治疗需要药物在特定组织或器官发挥作用的疾病非常重要，如肺部感染等。

3. 药物的代谢速度较快，说明该药物在体内代谢酶的作用下很快被分解。

这对于副作用较大的药物来说有一定的好处，可以减少不良反应的发生。

4. 药物的排泄途径主要通过肾脏，这提示该药物在体内的代谢产物主要以水溶性形式排出。

这对于肾功能正常的动物来说是一个好消息，因为药物代谢产物可以通过尿液迅速排除。

结论：本次实验结果表明，该药物在小鼠体内具有较好的药代动力学特性，包括良好的吸收、分布、代谢和排泄能力。

【药理学动物实验的基本操作技术思考题】1. 药理学动物实验的基本操作技术概述药理学动物实验是进行药物研究和评价药物效果的重要手段之一。

在动物实验中，正确的操作技术至关重要，它直接关系到实验结果的准确性和可靠性。

本文将围绕药理学动物实验的基本操作技术展开讨论。

2. 动物实验的伦理考量在进行药理学动物实验时，我们首先需要考虑的是动物的伦理和福利。

确保动物实验过程中动物的生理和心理状态良好，避免动物遭受痛苦和不必要的伤害。

合理的动物实验操作技术应当尊重动物的权益和福利，不仅在实验前提供充分的饲养和保健，还要在实验过程中严格控制实验操作，尽量减少动物的不适和痛苦。

3. 动物选取和配备在进行药理学动物实验时，选择合适的实验动物和提供适宜的动物配备是非常重要的。

不同的实验目的需要选择不同种类的动物，在实验前需要对动物的品种、性别、芳龄、体重等因素有所了解，以便进行合理的动物分组和实验设计。

4. 动物实验的基本操作技术在进行药理学动物实验时，需要掌握一系列基本的操作技术，包括但不限于动物麻醉、给药途径的选择、实验数据的采集和记录、实验设备的使用等。

这些基本操作技术的掌握和实施直接影响到实验结果的准确性和可靠性。

5. 个人观点和理解我认为，药理学动物实验的基本操作技术至关重要。

只有通过严格的实验操作技术，才能获得准确、可靠的实验结果，为药物研发和临床治疗提供可靠的依据。

我们应当在进行动物实验时尽可能减少动物的痛苦和不适，尊重动物的权益和福利。

6. 总结药理学动物实验的基本操作技术是实现实验目的和保障实验可靠性的基础。

在实施实验操作时，始终要尊重动物的权益和福利，合理选取实验动物及提供适宜的动物配备，精心选择和实施实验操作技术，确保实验结果的准确性和可靠性。

我们应当持续关注和探索更科学、更合理的实验操作技术，为动物实验伦理和技术的完善提供更多思考和努力。

在本文中，笔者以知识文章格式进行了撰写，并且在内容中多次提及了指定的主题文字“药理学动物实验的基本操作技术”。

实验一药理学实验的基本技能一、实验动物的基本技能和实验技术基础1.实验动物的标记大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。

常用的方法：1号 ---左前腿2号 ---左腰部3号 ---左后腿4号 ---头部5号 ---正中6号 ---尾根部7号 ---右前腿8号 ---右腰部9号 ---右后腿10号 ---不标记2.实验动物的捉持（大、小鼠）(1)小鼠的捉持用右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼盖）上面，向后轻拉鼠尾；用左手拇指和食指捏住其两耳颈背部皮肤，将小鼠固定在掌中，使其腹部朝上，然后以无名指和小指夹住鼠尾或小鼠的左后肢。

（2）大鼠的捉持捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴上防护手套，并应动作轻柔。

用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。

图 1 小白鼠捉持法3、实验动物的给药方法（大、小鼠）（1）小鼠的给药方法灌胃（ig）：将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线，沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。

如遇阻力，可将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。

一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。

图 2 小白鼠灌胃法实验图 3 小白鼠腹腔注射法皮下注射（H或sc）：常在背部皮下。

轻轻捏起背部皮肤，将注射针头刺入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖位于皮下。

然后注入药液。

一般给药量为0.1～0.20ml/10g （体重）。

图 4 小白鼠皮下注射法腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm，一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。

肌内注射(im)：多注射于后肢股部肌肉，一般每侧不超过0.1ml。

尾静脉注射（iv）：将小鼠置于固定筒内，使尾部露在外面，用70％～75％的乙醇棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～59ºC温水中，待尾部左右侧静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。