分子光谱法研究新型抗肿瘤前药双_二酮_Ti_与DNA相互作用_袁泽利

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第28卷第5期2012年10月 分 子 科 学 学 报 JOURNAL OF MOLECULAR SCIENCE Vol.28No.5October 2012

收稿日期:2012-07-09

基金项目:国家自然科学基金资助项目(21167018);贵州省科学技术基金资助项目(黔科合J字[2011]2032、[2010]2223);

遵义医学

院大学生创新实验计划资助项目(20101711).

联系人简介:袁泽利(1977-),男,副教授,主要从事药物的设计合成及其性能研究.

E-mail:zlyuan2002@126.com.

[文章编号]1000-9035(2012)05-0383-06

分子光谱法研究新型抗肿瘤前药双(β-二酮)Ti(Ⅳ)与DNA相互作用

袁泽利*,1,杨名惠2,易颜丹1,肖苹英1,吴 庆1,胡庆红1,张铭钦1,钟永科1

(1.遵义医学院药学院,贵州遵义563003;2.遵义医学院第一附属医院检验科,贵州遵义563003)

[摘 要] 在生理酸度(pH=7.4)下,采用紫外及荧光等分子光谱法研究了自制的双(β-二

酮)Ti(Ⅳ)新型抗肿瘤前药与DNA之间的相互作用,考察了前药和溴化乙锭与鱼精DNA结合的竞争性.研究结果表明:DNA通过静态猝灭作用机制猝灭前药的荧光,并测得其在298K

和308K时的猝灭常数(Kq)分别为8.590 3×1011和7.192 2×1011 L·mol-1·s-1

结合常数

(Kd)分别为5.583 9×104和4.798 1×104 L·mol-1,结合位点数(n)为1.16和0.97;DNA

的存在使前药的紫外吸收光谱发生减色效应且吸收波长产生红移;前药分子可插入DNA中置换出于DNA结合的溴化乙锭.这些结果说明前药分子以嵌插方式与DNA进行结合.

[关键词] 双(β-二酮)Ti(Ⅳ)配合物;鱼精DNA;分子光谱法;相互作用

[中图分类号] O 657 [学科代码] 140·60 [文献标识码]

0 引 

基因治疗是公认的高效、经济的疾病治疗途径[1-2].近年来,各种研究技术广泛应用于生物大分子与

药物小分子相互作用的研究[3].DNA是最重要的生物大分子之一,是生物承载和传递信息的载体.药物

一旦进入生物体内与DNA发生作用,影响甚至改变DNA的固有构象和遗传信息,从而影响DNA的复制功能.研究药物小分子与DNA的相互作用机制,有助于从分子水平上了解药物的作用机制及药代动力学的认识,进而为新药设计和筛选提供有价值的信息[4-6],因此,

从分子水平上研究药物与DNA的

相互作用具有重要意义.双(β-二酮)钛(Ⅳ)配合物的抗肿瘤作用已引起人们的关注.其中,二乙氧基双(1-苯基-1,3-丁二酮)钛(Ⅳ)(budotitane)和二氯化双(1-苯基-1,3-丁二酮)钛(Ⅳ)的抗瘤活性最好,Bu-

dotitane已进入临床试验[7].它是唯一进入抗肿瘤临床研究的非铂过渡金属配合物.它的抗瘤特点是对AMMN诱导的结、直肠癌有明显疗效,并且毒性小,无骨髓抑制作用,无诱变性,因而有关于双(β-二酮)

钛配合物作为抗肿瘤药物的研究也就更具吸引力和发展前途.本文利用课题组前期合成的一种新型的双(β-二酮)Ti(Ⅳ)配合物前药(记为L-Ti)[8-9],采用紫外及荧光光分子光谱法研究其与鱼精DNA的相

互作用,探讨它们之间的结合方式,并根据实验处理相关的光谱数据,求得DNA对前药(L-Ti)

的猝灭

速率常数Kq、结合常数Kd及结合位点数n,力求从分子水平探讨人工合成前药(L-Ti)与DNA相互作用的机制,为开发和探索新的基因治疗药物的研究提供依据.药物分子结构见图1.图1 药物分子结构1 

实验部分

1.1 

仪器与试剂

VARIAN Cary Eclipse荧光分光光度计(美国VARIAN公司);TU-1901型双光束紫外可见分光光计(北京普析通用仪器有限责任公司);电子恒温水浴锅(天津泰斯特仪器有限公司).

pH=7.4的Tris-HCl缓冲液;溴化乙锭(EB)(ACROS公司,美国)用pH=7.4的Tris-HCl缓冲液配制成2.5×10-4 mol·L-1

;鱼精DNA(上海君创生物科技有限公司)用pH=7.4的Tris-HCl缓冲

液配制成2.321×10-4 mol·L-1

,纯度用UV光谱检测(A260/A280>1.8)合格,浓度用260nm处的摩

尔消光值(ε260=6 600L·mol-1·cm-1)来确定,溶液保存在4℃冰箱中备用;实验用水均为二次蒸馏水.双(β-二酮)Ti(Ⅳ)前药(L-Ti)按文献[8-9]制备用DMF溶解后,用pH=7.4的Tris-HCl缓冲液配制成1.667×10-4 mol·L-1供试.

1.2 

实验方法

1.2.1 前药(L-Ti)与DNA作用的紫外光谱的测定于7支5mL比色管中分别加入0.6mL前药(L-Ti)溶液,再分别加入0.00,0.10,0.20,0.40,

0.60,0.80,1.00mL鱼精DNA,用Tris-HCl稀释至刻度,摇匀,置于298K(室温)15min,以Tris-HCl为空白,测紫外光谱.

1.2.2 前药(L-Ti)与DNA作用的荧光光谱的测定于7支5mL比色管中分别加入0.6mL前药(L-Ti)溶液,再分别加入0.00,0.10,0.20,0.40,

0.60,0.80,1.00mL鱼精DNA,用Tris-HCl稀释至刻度,摇匀,置于298K(室温)15min,以Tris-HCl为空白,测荧光光谱.同上法另配7个溶液将其置于308K恒温15min

,以Tris-HCl为空白,测荧光光

谱.

1.2.3 前药(L-Ti)与EB的竞争反应于7支5mL比色管中分别加入0.5mL鱼精DNA溶液,再分别移取2.5×10-4 mol·L-1 

EB

液20

μL,室温避光2h,再分别加入0.00,0.10,0.20,0.40,0.60,0.80,1.00mL前药(L-Ti

)溶液,用

Tris-HCl稀释至刻度,摇匀.测荧光光谱.

2 

结论与讨论

2.1 紫外吸收光谱法研究DNA对前药(L-Ti)的紫外吸收光谱影响

在T=298K

,pH=7.4的Tris-HCl缓冲液中,鱼精DNA对前药(L-Ti)的紫外吸收光谱影响如图

2所示.由图2可知,随着DNA的加入,紫外吸收发生明显的减色效应,同时在280nm处的最大吸收峰发生了3~4nm的红移,这表明前药(L-Ti)与DNA可能发生了嵌插作用[10].因为前药(L-Ti)插入DNA

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 的双螺旋中,可与DNA中的碱基对发生π-π电子堆积,当前药(L-Ti)的π*轨道与碱基的π轨道发生耦合时,会使能量降低,导致π-π*跃迁能量减小,耦合后的π*轨道因部分填充电子,使π-π*跃迁机率减小,从而导致前药(L-Ti)的紫外吸收光谱受到了屏蔽而改变或降低.该结论与Long等提出的理论依据相吻合[11].

2.2 

荧光光谱法法研究

2.2.1 DNA对前药(L-Ti)荧光光谱猝灭机制

在pH=7.4的Tris-HCl缓冲液中,前药(L-Ti

)分子本身具有一定的荧光,其最大激发和发射波长

为259和485nm.

在T=298K

,pH=7.4的Tris-HCl缓冲液中,不同浓度的鱼精DNA与前药(L-Ti)相互作用得到

的荧光影响情况,如图3所示.

图2 前药(L-Ti)与不同浓度DNA作用的吸收光谱图3 前药(L-Ti)与不同浓度DNA作用的荧光光谱由图3可知,当固定前药浓度,随着DNA浓度的增加,前药(L-Ti)分子的荧光发射峰强度逐渐降低,

说明前药(L-Ti)与DNA分子发生相互作用,其对前药(L-Ti)产生了荧光猝灭.

荧光猝灭作用因猝灭机制不同通常分为静态猝灭和动态猝灭.为了确定DNA对前药(L-Ti)

荧光

猝灭的类型,先假设他们之间相互作用的类型为动态猝灭,根据Stern-Volumer方程[12]有F0/F=1+KsvcQ=1+Kqτ0cQ.(1

式中F0和F分别表示鱼精DNA加入前后体系的荧光强度,Ksv表示动态猝灭常数,cQ表示鱼精DNA

浓度,Kq表示双分子猝灭过程的速率常数,τ0为没有猝灭剂存在下荧光分子的平均寿命(生物大分子的τ0约为10-8s[12]).根据(1)式将F0

/F对c

Q作Stern-Volumer图,结果如图4所示.

图4 前药(L-Ti)与鱼精DNA在298K和308K时结合的Stern-Volumer曲线

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