实验动物的固定方法

一、实验动物的捉拿、固定及给药方法1.小白鼠：右手抓住鼠尾，放在台上或鼠笼盖铁丝网下，然后用左手拇指沿其背部向前抓住其颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住其尾固定在手上。

另一抓法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾尖，后用手掌及小指夹住其尾巴，再以拇指及食指捉住其颈部皮肤。

前一方法易学，另一方法稍难，但便于快速捉拿给药。

小鼠灌胃（PO）法：将小鼠固定后，右手持装有灌胃器的注射器，自口角外插入口腔，沿上颚插入食道。

如遇阻力，可将注射器拔出再插，以免穿破食道或误入气管，造成动物死亡。

灌胃容量一般为0.1～0.2ml/10g，不超过0.5ml/只。

小鼠皮下注射法：两人合作，一人一手抓住小白鼠头部皮肤，另一手抓住鼠尾。

另一人注射药物。

注射部位在背部皮下组织。

如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好药液的注射器针头插入背部皮下组织。

如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好的药液的注射器针头插入背部皮下将药注入。

注射量不超过0.5ml/只。

小鼠腹腔注射法：左手持鼠，右手持注射器从下腹左或右侧（避开膀胱）朝头部方向刺入，宜先刺入皮下，经2～3mm再刺入腹腔，此时针头与腹壁的角度约45度。

针尖插入不宜太深或太近上腹部，避免刺破内脏，注射量一般为0.1～0.25ml/只。

小鼠尾静脉注射法：将小鼠置于固定器内，使其尾巴露出，用70%酒精擦尾部，或将鼠尾浸入50℃热水中。

待尾部静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。

注射容量不超过0.5ml/只。

2.兔：用手抓起它脊背近后颈处皮肤，抓的面积越大其持重点越分散。

如家兔肥大，应再以另一手托住它的臀部，将持重点承托于手上。

将兔作仰卧位，一手仍抓住颈部皮肤，另一手顺其腹部抚摸至膝关节，压住关节。

另一人用绳带捆绑四肢，使兔腹部向上，固定在兔手术台上。

头部则用兔头固定夹固定。

兔灌胃法：二人合作，一人固定家兔于两膝之间，一手固定兔头，使头部后仰，另一手将开口器插入兔口，并向后翻转数次，使兔舌伸直并压在开口器下面。

药理学实验精确操纵动物缉捕固定的方法，能够防止动物过度挣扎或受毁伤而阻碍实验不雅察后果，并可幸免实验者被咬伤，从而包管实验顺利进行。

下面介绍药理学实验课中常用的几种动物的缉捕固定方法。

1、小鼠小鼠性格温柔，一样可不能主动咬人，但抓取时动作也要轻缓。

抓取时先将小鼠放在粗拙物（如鼠笼）上面，用右手提起鼠尾，将小鼠轻轻向后拉，如许可使小鼠前肢抓住粗拙面不动，用左手拇指和食指捏住鼠头皮肤和双耳，其余三指和掌心夹住其背部皮肤及尾部，如许小鼠便可被完全固定在左手中（图1），现在右手可作打针或其它实验操作，也可将小鼠固定在特制的固定器中。

图1 小鼠的缉捕方法图2 大年夜鼠的缉捕方法2、大年夜鼠缉捕固定的方法全然上与小鼠雷同。

因为大年夜鼠比小鼠牙尖性猛，不易用突击的方法抓取，缉捕时较难一些，为防大年夜鼠在惊骇或激愤时咬伤手指，实验者应带上棉手套或帆布手套，先用右手将鼠尾提起，放在粗拙物上，向后轻拉鼠尾，使其不动，再用左手拇、食指捏住头颈部皮肤，其余三指和手掌固定鼠体，使其头、颈、腹呈一向线（图2），这时右手可作打针，若需进行手术，则应对大年夜鼠进行麻醉后固定于手术台上。

如需尾静脉取血或打针，可将大年夜鼠放入固定盒内或用小黑布袋装大年夜鼠，使其只露尾巴。

3、豚鼠豚鼠怯弱易惊，性格平和，不咬人，抓取幼小豚鼠时，只需用双手捧起来，对体型较大年夜或怀孕的豚鼠，先用手掌灵敏扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住其臀部（图3）。

图3 豚鼠的缉捕方法4、家兔家兔比较驯服，一样可不能咬人，但脚爪较尖，应幸免抓伤。

抓取时轻轻将兔提起，另一手托其臀部，使其躯干的重量大年夜部分集中在该手上，然后按实验须要将兔固定成各类姿势（图4）。

留意抓兔时不要单提两耳，因为兔耳不克不及遭受全身重量，易造成苦楚悲伤而引起挣扎，是以单提兔耳，缉捕四肢，提抓腰部和背部差不多上不精确的抓法。

图4 家兔的缉捕与固定图5 蟾蜍的缉捕与固定5、青蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指和中指夹住一侧前肢，大年夜拇指压住另一前肢，用右手协助，将两后肢拉直，左手无名指和小指将其压住固定（图5）。

第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。

第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。

有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。

这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。

如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。

尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。

图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。

抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。

如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。

也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。

若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。

实验动物的抓取和固定实验动物的抓取和固定在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。

抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。

操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。

一、小鼠小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。

如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

二、大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。

如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。

三、家兔家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。

常用的抓取方法是先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。

然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。

因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。

在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。

家兔的固定方法有盒式固定和台式固定。

一、实验动物抓取与固定的原则1．爱护动物的原则，避免抓取时对动物造成疼痛、不适、不安及其他应急反应。

2．选择最适合实验动物的固定方法的原则。

3．危险情况下，操作人员安全优先原则。

4．大胆、尽早固定的原则。

二、小鼠抓取与固定的操作程序1．用手抓取与固定的操作程序(1)用右手拇指和食指抓住尾部中央捏起来；(2)用手固定时把捏起来的小鼠放在笼子盖上，在动物向前挣的一瞬间，用左手的拇指和食指抓住颈背部到背中央的皮肤以固定其头部；(3)翻转抓住颈背部的左手，右手拉住小白鼠尾部再用左手的小指压住尾根部使小鼠整个呈一条直线。

2．固定器固定的操作程序(1)在无麻醉的情况下首先根据上述方法用左手将小鼠固定；(2)用乙醚麻醉时，可用长20～30CM的线绳分别捆住动物的四肢；(3)准备一个15～20cm的方木板，边缘楔入5个钉子；(4)把捆住四肢的线绳固定到固定台的钉子上固定，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳以达到完全固定；(5)尾静脉给药时，可用专用的小鼠固定用容器，把小鼠放在里面只露出尾巴，再进行静脉注射。

3．特殊实验时的固定操作程序(1)进行手术或心脏采血时，应先行麻醉再操作；(2)进行解剖实验时，则必须先行无痛处死后再进行。

三、大鼠和沙鼠的抓取与固定操作程序1．用手抓取与固定的操作程序(1)左手食指按住动物的颈背部，拇指及其余3指放在胁部，食指和中指挟住左前肢，分开两前肢抓取动物，再用右手按住后肢固定。

(2)对受试动物进行给药时，用左手的拇指和食指抓住颈背部皮肤．其余3指抓住背部皮肤，小指和无名指挟住尾部牢牢固定。

(3)注意：4～5周龄以内的大鼠同小鼠一样抓住尾部提起来。

周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。

2．固定器固定：同小鼠固定程序四、小鼠、大鼠和沙鼠性别鉴定的操作程序1．按照大鼠、小鼠和沙鼠的抓取与固定操作程序抓取动物；2．反转以上被抓取的动物，观察其外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离；3．仔鼠性别判定以外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离间隔短的是雌性，长的是雄性。

动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。

（一）小鼠。

1. 抓取。

- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。

当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。

- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。

而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。

2. 固定。

- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。

也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。

- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。

对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。

（二）大鼠。

1. 抓取。

- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。

然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。

- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。

戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。

2. 固定。

- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。

对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。

- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。

二、实验动物的给药操作。

（一）口服给药。

1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。

动物保定技术实验报告1. 引言动物保定是一种用于实验动物的活体固定技术，可用于进行各种生物学研究。

在实验过程中，通过保定技术可以将动物固定在特定位置，以确保实验的准确性和可重复性。

本实验旨在探究不同保定方法对动物活体实验的影响，并评估其优劣。

2. 实验材料和方法2.1 实验材料- 白鼠（实验动物）- 麻醉剂- 保定器材（包括保定架、肢体夹具等）2.2 实验方法1. 准备工作：- 准备实验动物，并确保其健康状态- 准备实验材料和器材，并确保其清洁程度2. 麻醉动物：- 根据实验需要使用适当的麻醉剂，按照剂量要求进行麻醉，确保动物处于无痛苦状态。

3. 选择合适的保定方法：- 对比不同的保定方法，例如使用绷带、肢体夹具等，选择适合实验需求的保定材料和方法。

4. 进行保定实验：- 将动物放置在保定器材中，固定各个肢体，以确保动物不会移动。

- 检查保定过程中动物的呼吸、血液循环等重要指标，确保动物的生命安全。

5. 实验操作：- 根据实验需求进行操作，例如采集样本、注射药物等。

6. 解除保定：- 实验结束后，谨慎地解除保定器材，确保动物不受伤害。

3. 结果讨论本实验中尝试了不同的保定方法，包括绷带和肢体夹具等。

通过观察和比较，我们得出以下结论：1. 绷带保定方法：这种方法简单易行，但对于大部分动物来说，绷带可能产生过多的压力，导致血液循环障碍以及肢体的创伤。

因此，在选择绷带时应确保其松紧适当。

2. 肢体夹具保定方法：这种方法可以更精确地固定动物的肢体，减少对周围组织的损伤。

使用肢体夹具时，应确保其不会过于紧凑，造成动物的不适。

综上所述，肢体夹具保定方法相对于绷带更适合进行动物实验。

然而，在选择保定方法时，需要根据实验动物的种类、实验目的以及动物福利的考虑进行选择。

4. 结论本实验探究了动物保定技术在实验中的应用，并比较了绷带和肢体夹具保定方法的优缺点。

通过实验结果，我们推荐使用肢体夹具保定方法，以确保动物的生命安全和实验的准确性。