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浮游动植物采样方法
一、浮游植物定量
用1L的塑料瓶，直接在采样点装满水，加10-15ml的鲁哥试剂，摇匀。
鲁哥试剂即将6g碘化钾溶于20ml水中，待其完全溶解后，将4g碘充分摇动，待其完全溶解后，定容至100ml，即配成鲁哥氏液。
二、浮游植物定性
定性样品用孔径约0.064 mm的25号浮游生物网在水面下约0.5 m处以适当的速度作“∞”字形来回拖动1～3 min，获得的浓缩样，放入50ml的白色方瓶中，添加适量的鲁哥氏液固定。
三、浮游动物定量
表层取水样10L（中层和底层取20L水样）过25号浮游生物网，获得的浓缩样，放入50ml的白色方瓶中，4%添加的福尔马林溶液。
福尔马林溶液即40%的甲醛与蒸馏水按照1：9的比例混合配制而成。
四、浮游动物定性
定性样品用孔径约0.064 mm的25号浮游生物网在水面下约0.5 m处以适当的速度作“∞”字形来回拖动1～3 min，获得的浓缩样，放入50ml的白色方瓶中，添加适量的鲁哥氏液固定。
水质浮游植物的测定 0.1 ml计数框-显微镜计数法1 适用范围本标准规定了测定水中浮游植物的0.1 ml计数框-显微镜计数法。
本标准适用于地表水中浮游植物的密度测定。
样品浓缩50倍时，对角线方式计数方法检出限为9.2×103cells/L；行格方式计数方法检出限为3.0×103 cells/L；全片方式计数方法检出限为9.2×102 cells/L；随机视野方式计数的方法检出限与观察的视野数、显微镜视野面积有关，按附录A计算。
2 规范性引用文件本标准引用了下列文件或其中的条款。
凡是注明日期的引用文件，仅注日期的版本适用于本标准。
凡是未注日期的引用文件，其最新版本（包括所有的修改单）适用于本标准。
GB/T 14581水质湖泊和水库采样技术指导HJ/T 91地表水和污水监测技术规范HJ 494水质采样技术指导3 术语和定义下列术语和定义适用于本标准。
3.1浮游植物 phytoplankton在水中营浮游生活的微小藻类植物，通常浮游植物就是浮游藻类，包括原核的蓝藻和其它各类真核藻类。
3.2显微镜计数视野 microscope counting field显微镜视野中限定一定面积的区域，用于定量计数浮游植物。
3.3检出限 detection limit单次计数过程中，发现的概率不低于99%时最低的浮游植物密度。
4 方法原理在显微镜下，利用0.1 ml计数框对样品中的浮游植物进行人工分类和计数，计算单位体积样品中各种类浮游植物的细胞数量。
5 试剂和材料除非另有说明，分析时均使用符合国家标准的分析纯试剂，实验用水为新制备的去离子水或蒸馏水。
5.1 碘（I2）。
5.2 碘化钾（KI）。
5.3 甲醛溶液：w(HCHO)＝37%～40%。
5.4 丙三醇（HOCH2CHOHCH2OH）。
5.5 鲁哥氏碘液：称取60 g碘化钾（5.2），溶于100 ml水中，再加入40 g碘（5.1），充分搅拌使其完全溶解，加水定容至1000 ml，转移至棕色磨口玻璃瓶，室温避光保存。
浮游菌检测标准1 取样前准备工作1.1 依据检测区域的取样点数，按照《培养基配制、灭菌标准操作程序》制备适量的营养琼脂培养基。
1.2 在超净工作台内，以无菌操作法将配制好的营养琼脂培养基以每皿约15ml的装量分装，待培养基凝固后移出洁净区。
1.3 将制备的营养琼脂平皿倒置于隔水式恒温水浴培养箱内于30～35℃培养48小时。
取出逐个检查，确认无菌落数后即可使用。
1.4 采样：将上述制备好的营养琼脂平皿交与QA人员取样。
2 仪器、设备和培养基2.1 所用的仪器、设备和培养基2.1.2 浮游菌采样器2.1.3 培养皿（φ90mm×15mm）2.1.4 培养基（营养琼脂培养基）2.1.5 恒温培养箱2.2 仪器、设备、培养基的要求2.2.1 浮游菌采样器2.2.1.1 浮游菌采样器必须要有流量计和定时器。
2.2.1.2 应严格按仪器说明书的要求进行操作。
2.2.1.3 采样器必须按仪器的检定周期，定期对仪器作检定，以保证测试数据的可靠性，检验项目有：定时器，转盘转速，流量计。
2.2.1.4 每次测试前应先接通电源，启动真空抽气泵，然后调节流量计和定时器。
2.2.1.5 空气采样量根据需要选定，已知采样器的流量（L/min）,设定采样时间（min）两者相乘即得采样量（L）。
2.2.1.6 采样口必须用便于消毒及化学性能稳定的材料制造，采样管严禁渗漏，内壁应光滑，采样管的长度应根据测定点的高度定，尽量减少弯曲。
3 测试方法3.1 测试用仪器、培养皿表面必须严格消毒。
3.1.1 采样器进入被测房间前先用消毒剂灭菌。
3.1.2 用消毒剂擦净培养皿的外表面。
3.1.3 采样前，先用消毒剂消毒采样器的顶盘、转盘以及罩子的内外面，采样结束再用消毒剂轻轻喷射罩子的内壁和转盘。
3.1.4 采样口及采样管使用前必须高温灭菌，如用消毒剂对采样管的外壁、内壁进行消毒，应将管中的残留液倒掉并晾干。
3.1.5 采样者应穿戴与被测洁净区域相应的工作服，在转盘上放入或调换培养皿前，双手用消毒剂消毒。
GB/T14518浮游植物的采集
不同水体，不同种类的藻类在个体上有很大差异，仅仅用数量就很难评价。
这就要求，浮游植物的定量工作，必须以测算生物量为日标。
选择采样点的原则是，采样点在平面上的分布要有代表性。
根据调查的目的而定。
般要求湖心、库心、江心必须采样，有条件时采样点可适当多设一些，如大的湖湾、库湾、河流的上、中、下游水体的沿岸带、浅水区等也要设点采集。
凡水深不超过2米者，可于采样点水下0.5m处采水，
水深2~10米以内，应距底0.5米处另采一个样，
水深超过10米时。
应于中层增采一个水样。
1.池塘：样点可设在距岸边1m处。
水深小于2m时采一中
层水样。
若水深大于2m时，最好采上、中、下层水样。
亚表层：水下20cm左右。
中层：水体中间部分。
下层：离底20cm左右
2.水库及河流：样点可设在上、中、下游。
上游：设十个点（亚表层或中层）
中游：水在2-3米深时设一个点，采2个样（上中层和中下层)
下游：设2-3个样点。
中心点3个样（上、中、下层），
两测点各一个样（中层）。
sl 733-2016 内陆水域浮游植物监测技术规程概述说明1. 引言1.1 概述本文旨在介绍中国国家标准SL 733-2016《内陆水域浮游植物监测技术规程》的概况和说明。
该技术规程旨在指导和标准化内陆水域浮游植物监测工作，确保获取数据的准确性和可比性。
通过对内陆水域浮游植物的监测，可以全面了解水体生态系统的健康状况、水质污染程度以及环境变化对水生生物的影响，为环境保护和生态修复提供科学依据。
1.2 文章结构本文主要分为以下部分进行阐述：引言、正文、浮游植物监测技术规程、监测要点一、监测要点二、监测要点三以及结论。
首先，我们将简要介绍本文的背景和目的，然后逐步详细说明相关内容。
读者可根据自身需求选择所需具体内容进行阅读。
1.3 目的本文的目的是向读者传达SL 733-2016内陆水域浮游植物监测技术规程的重要性和应用价值，并提供一个整体框架，并深入介绍其中的关键要点。
通过阅读本文，读者将了解到该技术规程的制定背景、内容和应用范围，以及为什么监测内陆水域浮游植物对于环境保护至关重要。
此外，读者还能够掌握该技术规程中具体的监测要点和方法，从而在实际工作中能够准确可靠地进行内陆水域浮游植物监测工作。
通过本文的阐述，我们希望引起公众和相关从业人员对内陆水域环境保护的关注，并提高其对于SL 733-2016技术规程的认识和理解。
最终，我们期待通过更加科学有效的监测方法，提高内陆水域生态环境管理水平，为建设美丽中国做出努力和贡献。
2. 正文在内陆水域监测中，浮游植物的存在和分布是非常重要的指标之一。
浮游植物主要由微小的藻类组成，包括硅藻、绿藻、蓝藻等。
它们在水体中广泛分布，并且对水质、生态系统和生物多样性具有重要影响。
浮游植物监测技术规程SL 733-2016于2016年发布，并被广泛应用于国内内陆水域的监测工作中。
该技术规程旨在提供一套标准方法和准则，以确保监测结果的可靠性和可比性。
根据该技术规程，监测过程首先需要选择合适的监测点位。
浮游动植物调查方法1.方法与原理1.1采样点水体中浮游生物的分布不是很均匀的，通常因水体形态、深度、水源几出口、风、光照以及其他环境条件而差异，因此必须选择有代表性的地点进行采样。
在一般情况下，湖泊的湖湾和中心部分，沿岸有水草区和无水草区浮游生物的种类和数量都有不同。
当有风引起水流时，浮游生物多聚集在水流冲击的下风向一侧，总量较高。
此外，水源入口处，不同时间各水层的光照和温度条件下浮游生物的种类和数量都会有所不同。
采样点的数目根据水体的具体条件而定。
水体面积大的，条件复杂的，采样点要多些；要有较高人力、时间和经费等条件允许的，采样点也可以多些。
1.2采集采集工具主要有采集网和采水器。
当一般定性采集时，可站在船舱内或甲板上，将采集网系在竹竿或木棍前端，放入水中作∞形循回拖动（网口上端不要露出水面），拖动速度不要超过0.3米/秒。
如若拖动太快，水在网内会发生回流，将使网内的浮游生物冲到网外。
当一般定量采集时，各种类型的采水器均可使用，但一定要能分层采水。
在水深不超过10米的水体采样时，可用自制的采水器。
采水器可以采集到那些易从网孔中漏失的微小浮游生物。
但因采集水量有限，很难采到密度较稀和游动能力强的较大类型种类。
1.3固定和保存采到的样品必须在5分钟以内加以固定。
常用的固定液有福尔马林、刘哥氏液、甘油—福尔马林保存液、Rodhe碘固定液。
福尔马林为含有40%甲醛的药品。
一般按每100毫升水样加入约4毫升福尔马林（含1.6%甲醛），也就是说用4%福尔马林固定。
1.4浓缩化学沉淀法：所才水样用福尔马林加以固定静置1—2昼夜使之沉淀，用宏吸管吸去上面清夜，将下层包括沉淀物的浓液移入小容器中，再静置沉淀。
必要时可反复进行，直到浓缩到10—50毫升为止。
1.5观察与鉴定对所采到的浮游生物种类进行全面的种的鉴定，是一项难度和工作量都很大的工作，常常需要各方面的专家协同进行。
种类鉴定可采用检索表和图鉴相结合的方法。
水体浮游植物分析规范参考淡水生物资源调查技术规范DB43/T 432-2009➢水层设置水深小于3m时，只在中层采样，混合均匀水体，可以只采表层（0.5m）水样；水深3m～6m时，在表层、底层采样，其中表层水在离水面0.5m处，底层水在离泥面0.5m处；水深6m～10m时，在表层、中层、底层采样；水深大于10m时，在表层、5m、10m水深层采样，10m以下除特殊需要外一般不采样，对于深水湖泊，取样的水层可以将取样间隔加大，如0m,10m,20m,50m, 100m。
➢采样定量样品在定性采样之前用采水器采集，每个采样点取水样1L，贫营养型水体应酌情增加采水量。
泥沙多时需先在容器内沉淀后再取样。
分层采样时，取各层水样等量混匀后取水样1L。
大型浮游植物定性样品用25号浮游生物网在表层缓慢拖曳采集，注意网口与水面垂直，网口上端不要露出水面。
➢固定浮游植物样品立即用鲁哥氏液固定，用量为水样体积的1％～1.5％。
如样品需较长时间保存，则需加入37%～40％甲醛溶液，用量为水样体积的4％。
现行的一些规律性的方法为：取水样，500ml,加入5ml鲁格，虹吸到30-50ml,加入1ml甲醛。
➢水样的沉淀和浓缩固定后的浮游植物水样摇匀倒入固定在架子上的1L沉淀器中，2h后将沉淀器轻轻旋转，使沉淀器壁上尽量少附着浮游植物，再静置24h。
充分沉淀后，用虹吸管慢慢吸去上清液。
虹吸时管口要始终低于水面，流速、流量不能太大，沉淀和虹吸过程不可摇动，如搅动了底部应重新沉淀。
吸至澄清液的1/3时，应逐渐减缓流速，至留下含沉淀物的水样20mL～25（或30～40）mL，放入30（或50）mL的定量样品瓶中。
用吸出的少量上清液冲洗沉淀器2次～3次，一并放入样品瓶中，定容到30（或50）mL。
如样品的水量超过30（或50）mL，可静置24 h后，或到计数前再吸去超过定容刻度的余水量。
浓缩后的水量多少要视浮游植物浓度大小而定，正常情况下可用透明度作参考,依透明度确定水样浓缩体积见表3，浓缩标准以每个视野里有十几个藻类为宜。
浮游动植物调查方法1.方法与原理1.1采样点水体中浮游生物的分布不是很均匀的，通常因水体形态、深度、水源几出口、风、光照以及其他环境条件而差异，因此必须选择有代表性的地点进行采样。
在一般情况下，湖泊的湖湾和中心部分，沿岸有水草区和无水草区浮游生物的种类和数量都有不同。
当有风引起水流时，浮游生物多聚集在水流冲击的下风向一侧，总量较高。
此外，水源入口处，不同时间各水层的光照和温度条件下浮游生物的种类和数量都会有所不同。
采样点的数目根据水体的具体条件而定。
水体面积大的，条件复杂的，采样点要多些；要有较高人力、时间和经费等条件允许的，采样点也可以多些。
1.2采集采集工具主要有采集网和采水器。
当一般定性采集时，可站在船舱内或甲板上，将采集网系在竹竿或木棍前端，放入水中作∞形循回拖动（网口上端不要露出水面），拖动速度不要超过0.3米/秒。
如若拖动太快，水在网内会发生回流，将使网内的浮游生物冲到网外。
当一般定量采集时，各种类型的采水器均可使用，但一定要能分层采水。
在水深不超过10米的水体采样时，可用自制的采水器。
采水器可以采集到那些易从网孔中漏失的微小浮游生物。
但因采集水量有限，很难采到密度较稀和游动能力强的较大类型种类。
1.3固定和保存采到的样品必须在5分钟以内加以固定。
常用的固定液有福尔马林、刘哥氏液、甘油—福尔马林保存液、Rodhe碘固定液。
福尔马林为含有40%甲醛的药品。
一般按每100毫升水样加入约4毫升福尔马林（含1.6%甲醛），也就是说用4%福尔马林固定。
1.4浓缩化学沉淀法：所才水样用福尔马林加以固定静置1—2昼夜使之沉淀，用宏吸管吸去上面清夜，将下层包括沉淀物的浓液移入小容器中，再静置沉淀。
必要时可反复进行，直到浓缩到10—50毫升为止。
1.5观察与鉴定对所采到的浮游生物种类进行全面的种的鉴定，是一项难度和工作量都很大的工作，常常需要各方面的专家协同进行。
种类鉴定可采用检索表和图鉴相结合的方法。
浮游植物的采集计数和定量方法浮游植物是水生态系统中重要的底层生物类群，对于水质评价、生态监测以及环境保护都具有重要的意义。
因此，准确、高效地采集、计数和定量浮游植物是水环境研究的关键步骤。
下面将介绍浮游植物的采集计数和定量方法。
一、浮游植物的采集方法：1.根据采样目的和特定环境条件选择合适的采样方法，常用的采样方法有以下几种：(1)铁丝网挡截式采样：在浮游植物出现较为集中的水域使用，将铁丝网固定在一个框架上，让水流通过铁丝网，实现浮游植物的挡截和收集。
(2)网捞式采样：适用于浮游植物密度较高的水域，用网捞将浮游植物从水中捞出。
(3)浮游植物捕集器的采集：常用的浮游植物捕集器有浮游植物网式捕集器、浮游植物漏斗捕集器、浮游植物湖泊型捕集器等。
2.采样前要选择合适的采样点，宜选择浮游植物密度较高的水域进行采样。
采样容器要先用水冲洗，尽量不带有任何异物，以避免对采样物质的污染。
3.采集浮游植物时应避免过度搅荡水体，以防浮游植物的破碎和污染。
4.采集样本时要注意保持样本的完整性，以确保后续的计数和分析的精确性。
二、浮游植物的计数方法：1.显微镜计数法：将采样的浮游植物样本放入显微镜下，通过目视计数的方式，记录不同种类的浮游植物数量。
2.染色计数法：采用一些常见的染色剂（如碘酒、卡内基氏溴酸可乐定等）将浮游植物样本染色后，在显微镜下对染色后的样本进行计数。
3.流式细胞仪计数法：利用流式细胞仪可以对样本中的细胞进行高效、自动化的计数和分析。
三、浮游植物的定量方法：1.干重法：将采集回来的样本在高温下干燥至恒定重量后，通过测量干物质的质量差值计算浮游植物的生物量。
2.叶绿素-a含量测定法：通过提取样本中的叶绿素-a，利用比色法测定其叶绿素-a的含量。
然后根据叶绿素-a的含量可以推算出浮游植物的生物量。
3.DNA分子量法：通过提取样本中的DNA，利用分子生物学技术测定其DNA的分子量。
再根据已建立的浮游植物DNA分子量和生物量的线性关系，可以推算出浮游植物的生物量。
浮游生物采样7.3 采样时间7.3.1同一类群的生物样品采集时间(季节、月份)应尽量保持一致。
浮游生物样品的采集时间以上午8:00～10:00时为宜。
7.3.2除特殊情况之外，生物体污染物残留量测定的生物样品应在秋、冬季采集。
7.3.3进行生物毒性试验的污水样品应在排污口排放的有毒污染物浓度最高时采集。
7.4 样品采集与保存7.4.1浮游生物样品采集应符合以下要求：1定性样品采集(浮游植物、原生动物和轮虫等)采用25号浮游生物网(网孔0.064mm)或PFU(聚氨酯泡沫塑料块)法；枝角类和挠足类等浮游动物采用13号浮游生物网(网孔0.112mm)，在表层中拖滤1～3min。
2定量样品采集，在静水和缓慢流动水体中采用玻璃采样器或改良式北原采样器(如有机玻璃采样器)采集；在流速较大的河流中，采用横式采样器，并与铅鱼配合使用，采水量为1～2L，若浮游生物量很低时，应酌情增加采水量。
3浮游生物样品采集后，除进行活体观测外，一般按水样体积加1％的鲁哥氏溶液固定，静置沉淀后，倾去上层清水，将样品装入样品瓶中。
表7.4.7生物样品保存方法微生物细菌总数总大肠菌群数粪性大肠菌数粪链球菌数灭菌玻璃瓶1～4℃<6h最好在采样后2h内完成接种，并进行培养。
如水样含有余氯或重金属含量高，可按500mL样品瓶分别加入0.3 mL10%硫代硫酸钠溶液或1mL15%EDTA溶液表B.16浮游生物分析记录表样品来源样品类型共页第页分析项目采样地点采样日期月日属名数量（个）指示意义优势种名绝对优势种生物密度（个/L）结果分析备注分析人员：年月日校核：年月日审核：年月日表B.17生物种类统计记录表样品来源样品类型共页第页12345分析人员：年月日校核：年月日审核：年月日。
水体浮游植物分析规范
参考淡水生物资源调查技术规范DB43/T 432-2009
➢水层设置
水深小于3m时，只在中层采样，混合均匀水体，可以只采表层（0.5m）水样；水深3m～6m时，在表层、底层采样，其中表层水在离水面0.5m处，底层水在离泥面0.5m处；水深6m～10m时，在表层、中层、底层采样；水深大于10m时，在表层、5m、10m水深层采样，10m以下除特殊需要外一般不采样，对于深水湖泊，取样的水层可以将取样间隔加大，如0m,10m,20m,50m, 100m。
➢采样
定量样品在定性采样之前用采水器采集，每个采样点取水样1L，贫营养型水体应酌情增加采水量。
泥沙多时需先在容器内沉淀后再取样。
分层采样时，取各层水样等量混匀后取水样1L。
大型浮游植物定性样品用25号浮游生物网在表层缓慢拖曳采集，注意网口与水面垂直，网口上端不要露出水面。
➢固定
浮游植物样品立即用鲁哥氏液固定，用量为水样体积的1％～1.5％。
如样品需较长时间保存，则需加入37%～40％甲醛溶液，用量为水样体积的4％。
现行的一些规律性的方法为：取水样，500ml,加入5ml鲁格，虹吸到30-50ml,加入1ml甲醛。
➢水样的沉淀和浓缩
固定后的浮游植物水样摇匀倒入固定在架子上的1L沉淀器中，2h后将沉淀器轻轻旋转，使沉淀器壁上尽量少附着浮游植物，再静置24h。
充分沉淀后，用虹吸管慢慢吸去上清液。
虹吸时管口要始终低于水面，流速、流量不能太大，沉淀和虹吸过程不可摇动，如搅动了底部应重新沉淀。
吸至澄清液的1/3时，应逐渐减缓流速，至留下含沉淀物的水样20mL～25（或30～40）mL，放入30（或50）mL的定量样品瓶中。
用吸出的少量上清液冲洗沉淀器2次～3次，一并放入样品瓶中，定容到30（或50）mL。
如样品的水量超过30（或50）mL，可静置24 h后，或到计数前再吸去超过定容刻度的余水量。
浓缩后的水量多少要视浮游植物浓度大小而定，正常情况下可用透明度作参考,依透明度确定水样浓缩体积见表3，浓缩标准以每个视野里有十几个藻类为宜。
1
2 ➢ 计数
● 计数框行格法
计数前需先核准浓缩沉淀后定量瓶中水样的实际体积，可加纯水使其成30mL 、50mL 、100mL 等整量。
然后将定量样品充分摇匀，迅速吸出0.1mL 置于0.1mL 计数框内（面积20mm ×20mm ）。
盖上盖玻片后，在高倍镜下选择3行～5行逐行计数，数量少时可全片计数。
1L 水样中的浮游植物个数（密度）可用下列公式计算：
01n 10
N V N =P N V ⋅⋅………………………………………………（1） 式中:
N ——1L 水样中浮游生物的数量，个/L ；
N 0——计数框总格数；
N 1——计数过的方格数；
V 1——1L 水样经浓缩后的体积，mL ；
V 0——计数框容积，mL ；
P n ——计数的浮游植物个数。
● 计数框整体计数法
对计数框内所有物种进行鉴定，然后进行计算。
➢ 结果整理
分析浮游植物物种组成，分类单元确定到属或以下，给出结果。
