支气管哮喘小鼠气道反应性无创检测方法的建立

气道反应性及其测定气道反应性（airway responsiveness）是气管支气管对各种物理化学药物以及变应原等刺激引起气道阻力变化的反应。

在含量较低的情况下，正常人的气道对这些刺激物或变应原的刺激并不发生收缩反应或仅有微弱的反应，而某些人的气道则发生过度的收缩反应，引起气道管腔狭窄和气道阻力明显增高，这就是气道高反应性（airway hyper-responsiveness）.气道高反应性是支气管哮喘主要的病理生理特征和诊断依据。

临床上通过支气管激发试验来测定气道反应性。

早在1873年，英国人Blackleey首先进行了支气管激发试验，自1950年，这项技术有了较快发展，1975年，美国Chai H等用肺功能测定仪进行了支气管激发试验，并制定了标准，与此同时，日本Takishima T等采用气道反应性测定仪（astograph）进行了支气管激发试验。

此后这项技术在呼吸生理，变态反应以及哮喘的基础和临床研究中得到广泛的应用和发展，并进行了标准化和规范化。

第一节气道反应性增高机制及其测定原理吸入某些刺激物或变应原可通过刺激气道平滑肌细胞的受体或感受器直接引起气道平滑肌收缩，也可激活气道炎性细胞释放炎性介质和细胞因子引起气道黏膜充血水肿，气道平滑肌收缩，导致气道管腔狭窄和阻力增高，即气道反应性增高。

目前的研究表明支气管哮喘产生气道反应性增高的机制有以下几个方面：一、气道慢性炎症支气管哮喘是气道慢性炎症性疾病，各种因素作用于气道，使得气道黏膜炎性细胞增多，聚集，释放炎性介质和细胞因子，造成气道黏膜充血水肿，腺体分泌亢进，上皮细胞脱落，气道平滑肌收缩，引起气道管腔狭窄，从而出现气道反应性增高。

气道炎性反应是产生气道高反应性的主要机制。

二、气道神经受体的影响迷走神经反应性增高，释放乙酰胆碱使气道平滑肌收缩，导致气道高反应性。

哮喘患者的气道在长期炎症刺激下和长期应用β 2 –受体激动剂的情况下，使得气道内β 2 –肾上腺能受体数量和功能低下，从而导致气道反应性增高。

支气管哮喘小气道功能障碍的检测方法及临床应用进展2023摘要支气管哮喘(简称哮喘)是常见的慢性气道炎症性疾病。

小气道功能障碍(SAD)可存在于不同表型、不同临床分期和不同病情严重程度的哮喘患者，并影响药物疗效和患者预后。

目前哮喘合并SAD的判定标准未能达成共识，炎症机制尚不明确。

本文对哮喘合并SAD的评估方法、发生状况、发病机制、临床特征和治疗方面的研究进展进行综述，以提高临床医生对本病的认识。

支气管哮喘(简称哮喘)是常见的慢性气道炎症性疾病。

小气道功能障碍(SAD)可存在于不同表型、不同临床分期和不同病情严重程度的哮喘患者，并影响药物疗效和患者预后。

目前哮喘合并SAD的判定标准未能达成共识，炎症机制尚不明确。

本文对哮喘合并SAD的评估方法、发生状况、发病机制、临床特征和治疗方面的研究进展进行综述，以提高临床医生对本病的认识。

一、SAD的评估方法小气道通常是指内径小于2mm的气道,包括传导区和腺泡区。

由于小气道异常不易被评估和治疗，故被称作〃沉默区〃。

目前尚缺乏判定SAD的金标准，临床常用的小气道功能评估方法如下。

1 .通气肺功能测定[5]:SAD的特点是气道过早闭塞，用力肺活量的降低是反映气体滞留的指标。

用力呼气流量（FEF）[包括最大呼气中期流量（FEF25~751用力呼出50%和75%肺活量时的呼气流量（FEF50和FEF75）]下降提示小气道阻塞。

《成人肺功能诊断规范中国专家共识》推荐将FEF25~75∖FEF50和FEF75至少两项下降至正常预计值的80%以下作为SAD的判定标;宙6I S近期国内一项大样本流行病学研究将SAD定义为FEF25~75%预计值、FEF50%预计值和FEF75%预计值三项中两项及以上小于65%[4]0该法应用广泛，但局限性在于FEF25~75可受肺容量影响，老年人和儿童肺容量受用力不足的影响较大，导致该指标可重复性受限[7]o2 .脉冲振荡法（impu1seosci11ometryJOS）通气肺功能测定中，患者用力呼气后可导致气道张力改变而IOS法是一种在平静呼吸时进行的测试,无需特殊配合且无创、操作简单，能反映整个呼吸系统的小气道功能。

•论著.三种哮喘小鼠动物模型的对比研究黄超文赵强钟莲娣钟雪莺仝金斋黄炎明【摘要】目的探讨三种哮喘小鼠造模方式在病理改变、灌洗液中细胞组分、气道反应性、气道炎症指标等方面的差异。

方法分别采用屋尘蠕提取物（HDM）、卵清蛋白（OVA）和甲苯二异氧酸酯（TDI）构建小鼠哮喘模型,检测小鼠肺病理改变、肺泡灌洗液（BALF）中炎症细胞和上皮细胞数量、气道高反应性、炎症因子表达情况。

结果HDM、OVA所诱导的哮喘小鼠BALF中细胞组分主要以嗜酸性粒细胞为主。

三组哮喘小鼠在接受不同浓度的乙酰甲胆碱雾化后气道阻力明显增高，与浓度呈正相关，而HDM和OVA诱导的哮喘小鼠气道阻力较TDI组更高。

三组小鼠的血清IgE和BALF中嗜酸性粒细胞炎症指标IL-4、IL-5JL-13明显增高，TDI组所诱导的IgE和BALF IL-4JL-5JL-13均分别低于HDM组和OVA组。

结论不同造模方式建立的哮喘小鼠动物模型在气道反应性、气道炎症和病理特点各有不同，HDM哮喘小鼠和OVA哮喘小鼠具有典型的嗜酸性粒细胞哮喘表现，而TDI哮喘小鼠表现为混合细胞性哮喘动物模型。

【关键词】哮喘；动物模型；屋尘螭提取物；卵清蛋白；甲苯二异氤酸酯［中图分类号］R562.2［文献标识码］A DOI:10.3969/j.issn.1002-1256.2019.11.001支气管哮喘是一种由多种炎症细胞和炎症组参与的慢性气道变应性炎症,并以气道黏液高分泌、气道高反应性和气道重塑为主要特征⑴。

Brown Norway、Wistar大鼠、Sprague Dawly大鼠为常见的大鼠哮喘动物模型，而BALB/c小鼠、C57BIV6小鼠则是常见的哮喘小鼠动物模型⑷。

目前造模方式常采用屋尘蟻提取物（HDM）、卵清蛋白（OVA）、甲苯二异氤酸酯（TDI）、灭活的呼吸道合胞病毒（RSV）等刺激诱导哮喘动物模型⑶。

本研究拟建立HDM、OVA、TDI分别诱导的三种哮喘小鼠动物模型，对比其在气道反应性、气道炎症和病理方面的差异，评价各模型的优劣。

支气管激发试验（bronchial provocation test，BPT）是一种用于评估支气管高反应性的临床检测方法，也是诊断哮喘和支气管高反应性的重要手段。

它通过刺激支气管黏膜，观察患者是否出现支气管痉挛以及反应程度，从而帮助医生确定患者的诊断和治疗方案。

在本文中，我们将探讨支气管激发试验的操作流程、质量控制和结果判断。

### 1. 支气管激发试验操作流程#### 1.1 准备工作在进行支气管激发试验前，需要对设备和药物进行准备。

检测所需的刺激剂、雾化器等设备要得到妥善清洁和消毒，确保试验的安全和准确性。

需要核对患者的基本信息、过敏史等，了解其基本状况。

#### 1.2 实施过程（1）指导患者做好准备工作，如解释试验目的、过程等，让患者了解试验的流程和注意事项。

（2）让患者采取坐位，正确认识呼吸喷雾器的使用方法和注意事项。

（3）由医生或护士进行操作，使用雾化器向患者呼吸，观察患者是否出现支气管痉挛等不良反应。

#### 1.3 注意事项在进行支气管激发试验时，需要注意以下事项：- 确保试验设备的准确性和可靠性。

- 选择合适的刺激剂，根据患者的情况合理确定刺激剂的浓度和剂量。

- 严格控制试验的操作流程，确保试验的准确性和可重复性。

### 2. 质量控制与结果判断#### 2.1 质量控制在进行支气管激发试验时，需要进行质量控制，以确保试验结果的准确性和可靠性。

- 对试验设备进行定期维护和标定，确保其准确性和可靠性。

- 对试验过程进行严格管理和记录，包括试验操作、试验结果等，确保试验的可重复性和可比性。

- 对试验结果进行综合分析和判断，排除人为因素对试验结果的干扰。

#### 2.2 结果判断在进行支气管激发试验后，需要对试验结果进行分析和判断，以确定患者的支气管高反应性程度和诊断结果。

- 结果判断应根据患者的临床症状、过敏史等综合情况进行分析和判断。

- 根据试验结果确定患者的支气管高反应性程度，并作出相应的诊断和治疗建议。

支气管哮喘小鼠气道反应性无创检测方法的建立李斌恺赖克方洪燕华王法霞陈如冲林少建钟南山【摘要】目的目前国内对支气管哮喘(简称哮喘) 小鼠的评价多数仅立足于气道炎性指标,不能完全反映哮喘的病理生理特征。

本所率先从国外引进了小动物无创检测和有创检测肺功能仪。

无创法检测时小鼠不必麻醉,而且每次可以同时检测多只小鼠,具有较大的优越性,但能否取代有创法尚需更多的数据。

本研究旨在建立无创检测小鼠气道高反应性的检测方法,并与有创检测方法进行比较。

方法根据动物模型和气道反应性检测方法不同,动物分为: ①无创哮喘组; ②无创对照组; ③有创哮喘组; ④有创对照组。

采用卵白蛋白致敏和激发,建立BALB/ c 小鼠哮喘模型,生理盐水作为对照,分别用无创和有创的方法测定气道反应性。

哮喘动物雾化吸入0 . 2～50 g/ L 倍增浓度的乙酰甲胆碱( Mch) ,测定相应浓度下的增强呼气间歇( Pe nh) 值或气道阻力( RL ) 值等指标。

将小鼠吸入Mc h 后RL 或Penh 增加 2 倍的激发浓度以PC100 来表示。

所有动物都行支气管肺泡灌洗, 收集灌洗液, 涂片染色后分类计数。

结果无创哮喘组PC100 均≤6 . 25 g/ L ,对照组PC100 均≥12 . 5 g/ L 。

其Lo g2 ( 10 PC100 ) 值( 5 . 36 ±0 . 84) 显著低于对照组( 7 . 97 ±0 . 82)( P < 0 . 01) 。

无创哮喘组从Mc h 浓度3 . 12 g/ L 开始, 其Pe nh 值明显高于对照组。

有创哮喘组RL 值从Mc h 浓度0 . 39 g/ L开始就明显高于相应对照组( P < 0 . 05) 。

无创组与有创组的气道反应性相关系数R =0 . 96 ( P < 0 . 01) 。

无创哮喘组和有创哮喘组的嗜酸粒细胞分别为( 54 . 00 ±5 . 96) % , ( 55 . 93 ± 5 . 92) % ,显著高于各自对照组的( 0 . 38 ±0 . 52) % , ( 0 . 63 ±0 . 74) %( P < 0 . 01) 。

支气管激发试验操作流程、质量控制与结果判断支气管激发试验操作流程、质量控制与结果判断在呼吸系统疾病的诊断和治疗过程中，支气管激发试验是一项重要的检查手段。

它可以帮助医生判断患者是否存在支气管高反应性，对于哮喘、慢性阻塞性肺病等疾病的诊断和治疗具有重要价值。

本文将对支气管激发试验的操作流程、质量控制与结果判断进行探讨，帮助读者全面地了解这一检查手段。

一、支气管激发试验的操作流程1. 患者准备：患者需要在进行支气管激发试验前停止使用支气管扩张剂、抗过敏药物等一定时间，以免影响试验结果。

医生需要向患者详细介绍试验过程，并征得患者同意。

2. 基础肺功能测试：在进行支气管激发试验之前，医生需要进行基础肺功能测试，包括肺活量、一秒钟用力呼气容积和用力肺活量等指标的检测，以确保患者的肺功能处于相对稳定的状态。

3. 支气管激发试验操作：支气管激发试验可以通过雾化吸入刺激剂（如甲酸乌头碱）或者直接吸入刺激剂的方式进行。

医生会根据患者的具体情况选择合适的刺激剂和浓度，然后让患者进行深呼吸，并在特定时间内进行相应操作。

4. 观察和记录：在试验进行过程中，医生需要密切观察患者的症状和肺功能指标的变化，并及时记录相关数据。

二、支气管激发试验的质量控制1. 设备的选择和维护：进行支气管激发试验需要使用专业的呼气流量计、雾化吸入器等设备，医疗机构需要选择可靠的设备，并定期进行维护和检测，确保设备的准确性和有效性。

2. 刺激剂的选择和配制：不同的患者可能对不同的刺激剂具有不同的反应，医生需要根据患者的具体情况选择合适的刺激剂和浓度，并在使用前进行配制和质量检验。

3. 操作规范：医生需要严格按照操作规程进行支气管激发试验，包括正确的呼吸操作、刺激剂的使用和观察记录等，确保试验过程的准确性和可靠性。

4. 安全监控：在进行支气管激发试验时，医生需要密切观察患者的症状和生理指标的变化，确保试验过程的安全性，一旦出现异常情况，需要及时停止试验并进行相应处理。

支气管哮喘（豚鼠）的动物模型制作方法支气管哮喘（bronchial asthma）有气管过敏性的，也有可逆性气管闭塞性的，它是一种慢性气管变体反应性炎症性疾病。

许多细胞包括肥大细胞、嗜酸粒细胞和T淋巴细胞在内都参与了支气管哮喘的发生和发展的过程。

支气管哮喘的致病原因很多，最常见的有过敏反应、支气管敏感性增高、自主神经功能紊乱、感染和内分泌失调等。

在制作实验性支气管哮喘的模型时要根据以上这些要原因去采用不同的方法。

一、模型制作实验性哮喘模型最为理想的是能找到自然发生哮喘的动物。

目前用于制备哮喘模型的动物很多，主要有大鼠、小鼠、豚鼠、犬、兔、羊及猴等。

实验中最常用的是豚鼠。

因为豚鼠的支气管平滑肌发达，适于哮喘发作时的观察。

豚鼠的实验哮喘模型分为4类：①实验过敏性哮喘。

②职业性哮喘模型。

③药物性哮喘（组织液、乙酰胆碱等）。

④支气管平滑肌模型（利用支气管组织切片）等。

可利用这些模型来研究抗体的产生、气管的过敏性和药物对支气管的影响。

激发动物的致敏原可用卵白蛋白、血小板激活因子、寄生虫、花粉，以及一些能引起职业性哮喘的物质，如甲苯二异氰酸、甲酯、邻苯二甲酸苷和乙二胺等。

根据制模方式的不同可分为主动免疫致敏动物模型和被动免疫致敏动物模型。

前者是利用大型动物，让其感染圆线虫类寄生虫。

由于其血液中长期存在抗某一感染寄生虫的特异性抗体（IgE），所以在再次受这一寄生虫抗原攻击时，就会迅速地产生特异的抗原抗体反应，并表现出支气管哮喘的症状。

后者是指在实验前，用一种特殊的抗原及免疫佐剂免疫动物，使动物过敏后，再用同一抗原进行攻击以建立哮喘动物模型。

（一）过敏性哮喘过敏性哮喘的模型制备也有两种方法，即主动致敏和被动致敏。

前者是给动物投与抗原物质以感作，再给与相同物质以诱发哮喘。

后者则是从感作的豚鼠体内采集血液，分离血清并将其注入未感作的豚鼠体内，次后再给与用于感作的抗原物质以诱发哮喘发作（ahaphylaxie）。

主动致敏常用于对某种物质有无抗原性的判断。

哮喘动物模型的制作及注意事项哮喘是一种常见的慢性炎症性疾病，可以影响人类和动物。

为了深入了解哮喘的病理机制和寻找新的治疗方法，研究人员经常使用动物模型来模拟哮喘病理过程。

下面介绍一种常用的哮喘动物模型制作方法，并提供一些注意事项。

1.哮喘动物模型制作方法：（1）选择合适的动物：大多数实验室使用小鼠作为哮喘模型的动物，因为小鼠更容易操作，并且基因解析的种类较多。

（2）感染准备：将小鼠分成两组，一组为实验组，一组为对照组。

在实验组中，使用合适的方法感染小鼠，如使用孵化的混浊液鼻腔喷射感染，或者使用刺激性药物吸入。

（3）模型监测：在感染后的不同时间点，对小鼠进行病理学分析，如病理性炎症指标的测定，呼吸道超声检测等。

（4）治疗方法：可以使用不同的治疗方法来治疗实验组的小鼠，如药物治疗或其他新的治疗方法。

然后对治疗效果进行评估。

2.注意事项：（1）伦理问题：在进行动物模型研究时，需要遵循动物实验的伦理原则，确保动物的福利和保护动物权益。

确保合适的实验动物数量，提供适当的饲养环境和食物，并定期检查它们的身体状况。

（2）模型选择：选择合适的动物模型对哮喘研究非常关键，因为不同的动物可能对特定的刺激物或治疗方法有不同的反应。

确保选择的动物模型能够准确地模拟人类哮喘的病理过程，并具有相似的症状和结果。

（3）技术和方法选择：在制作哮喘动物模型时需要使用适当的技术和方法，如感染方法、病理学分析方法等，以确保实验结果的准确性和可靠性。

可以参考相关文献和专家的建议，以获得最佳的实验条件和结果。

（4）数据分析和解释：在进行哮喘动物模型实验后，需要对实验结果进行数据分析和解释。

统计学方法和模型评估技术可以用来分析数据，确保实验结果的可靠性和科学性。

同时，对实验结果进行合理的解释，明确实验结果对哮喘病理机制和治疗方法的贡献。

总之，制作哮喘动物模型是研究哮喘病理机制和治疗方法的重要工具。

在制作哮喘动物模型时，需要注意伦理问题，选择合适的动物模型和技术方法，并合理地分析和解释实验结果。

大鼠无创性肺功能检测指标的建立刘俊丹;邱文才;李紫元;梁伟燊;唐陆平;何永明【摘要】用双腔法测量大鼠肺功能的基础数据,为呼吸系统疾病相关的大鼠动物模型的肺功能检测提供参考.采用EMKA无创肺功能监测系统,对40只SD大鼠肺功能的17项指标(潮气量,TV;最大呼气量,EV;每分通气量,MV;吸气时间,Ti;呼气时间,Te;吸气流峰值,PIF;呼气流峰值,PEF;间歇时间,RT;呼吸频率,f;吸气末期停顿,EIP;呼气末期停顿,EEP;暂时停顿,Pau;支气管收缩程度,Penh;延迟时间,dT;特殊气道阻率,SRaw;特殊气道导率,SGaw;呼气中期流速,EF50)进行检测.TV值为1.01mL(0.41~2.23),EV为1.01 mL(0.41~2.22),MV为226.02 mL(76~517),Ti为144.17 msec(108~204),Te为172.45 msec(118~265),PIF为11.05mL/s(4.6~27.1),PEF为10.58 mL/s(3.4~23.9),RT为107.08 msec(76~188),f为196.88 bpm(141~255),EIP为2.72 msec(2~4),EEP为19.56 msec(13~32),Pau 为0.63(0.41~0.88),Penh为0.62(0.33~1.06),dT为39.56ms(4.56~96.38),SRaw为38.53 cm H2 O.s(2.27~83),SGaw为0.078 l/cmH2 O.s(0.01~0.37),EF50为9.5 mL/s(3~20).试验同时发现,大鼠肺功能部分指标在不同时间段、不同性别差异具有显著意义.首次测得SD大鼠无创肺功能多项指标,对呼吸系统疾病的研究和相关标准的制定有着重要的参考价值.【期刊名称】《动物医学进展》【年(卷),期】2017(038)012【总页数】5页(P49-53)【关键词】无创式动物肺功能检测分析仪;气流信号;双腔法;肺功能【作者】刘俊丹;邱文才;李紫元;梁伟燊;唐陆平;何永明【作者单位】佛山科学技术学院兽医系,广东佛山 528000;佛山科学技术学院兽医系,广东佛山 528000;佛山科学技术学院兽医系,广东佛山 528000;佛山科学技术学院兽医系,广东佛山 528000;佛山科学技术学院兽医系,广东佛山 528000;佛山科学技术学院兽医系,广东佛山 528000【正文语种】中文【中图分类】S852.2肺功能检查是呼吸系统疾病的必要检查之一，对于评估疾病的病情严重程度、诊断病变部位、评及对危重病人的监护等方面有重要的指导意义。

支气管哮喘的实验诊断方法及其评价【关键词】支气管哮喘近年来，随着我国工业化进程的加快，大气污染加重，引起人体肺功能、呼吸道反应性、免疫系统的变化，增加了支气管哮喘(以下简称哮喘)患者对抗原的敏感性，增加了哮喘的发病率并使其症状不典型。

目前世界上约有1．5亿以上的哮喘患者［1］。

哮喘的发病极为复杂，外界环境中的变应原、支配气管平滑肌的神经―受体之间的失衡、细胞和体液免疫调节功能异常和遗传因素等均参与其发病机制，近年来哮喘发病机制的新理论呼吸道炎症已被大家所接受［2］。

这样就是其诊断和鉴别诊断除了其临床表现外，更加有赖于实验室的检查，了解呼吸道反应性、肺功能情况改变。

哮喘的诊断有了一定的可靠指标。

因此临床上一系列的检查是诊断和鉴别诊断哮喘最有效的方法。

哮喘是有多种细胞(如嗜酸粒细胞、肥大细胞、淋巴细胞、中性粒细胞和呼吸道上皮细胞)和细胞组分参与的呼吸道慢性炎症疾患。

这种炎症导致呼吸道高反应性，并引起反复发作性的喘息、气急、胸闷或咳嗽等症状。

常在夜间和(或)清晨发作、加剧，出现广泛多变的可逆性气流受限［3］。

有过敏体质的人接触抗原后，在B细胞介导下，浆细胞产生IgE，后者附着在肥大细胞上。

当再次接触抗原时，钙离子进入肥大细胞内，细胞释放组胺、嗜酸粒细胞趋化因子(ECF)等，使平滑肌立即发生痉挛，此为速发性哮喘反应(immediate asthmatic reaction，IAR)。

更常见的是不少患者在接触抗原数小时乃至数十小时后方发作哮喘，称为迟发性哮喘反应(late asthmatic reaction，LAR)，这是呼吸道变应性炎症(AAI)的结果［4］。

此时，支气管壁内(以及支气管肺泡灌洗液内)有大量炎性细胞(巨噬细胞、嗜酸粒细胞、中性粒细胞等)，释放出多种炎性递质，如白三烯(LTS)、前列腺素(PGS)、血栓素(TX)及血小板活化因子(PAF)等，引起微小血管渗漏、支气管黏膜水肿、腺体分泌增加，以及渗出物阻塞呼吸道，有的甚至形成黏液栓，导致通气障碍和BHR，AAT还表现在呼吸道上皮损伤，神经末梢暴露，受炎性因子作用后，释放神经肽(NK)、P物质(SP)等，进一步加重黏膜水肿、腺体分泌和支气管平滑肌痉挛［5］。

哮喘小鼠模型实验技术原理哮喘小鼠模型构建：1. 明矾致敏佐剂10%明矾溶液（溶于双蒸水）2ml与500mg/mlOVA（溶于PBS）2ml等量混合后，用NAOH调PH值为6.5.室温孵育60min，离心5min，去掉上清液，重溶于2mlBPS。

致敏时每只老鼠腹腔注射200ul，其中含2mg明矾和100ugOVA2. 致敏：小鼠分别于第0、14天是腹腔注射明矾致敏佐剂0.2ml，对照组注射相同剂量的PBS溶液，正常饮食饲养。

3. 激发：雾化吸入，第21天时小鼠放入有机玻璃箱，5%OVA雾化吸入，每天30min。

末次致敏后24h内检测。

以小鼠出现烦躁不安、呼吸急促、腹腔痉挛等阳性反应作为造模成功的标准。

对照组采用PBS雾化吸入，其他操作均相同。

4. 末次激发24h麻醉小鼠，摘眼球取血，室温静置24h后于4℃3000r离心10min提取血清，放入-80℃冰箱冻存。

取左肺组织于4%多聚甲醛溶液中固定用于病理染色；右肺组织液氮冷冻，-80℃保存用于分生标本。

哮喘小鼠模型特点：哮喘模型组小鼠在激发开始后出现打喷嚏、点头呼吸、呼吸急促、啸鸣音、腹肌收缩、烦躁等典型哮喘发作症状，并且后期观察中发现饮食减少、毛色无光泽、行动迟缓及体重逐渐下降。

肺组织切片可进行HE染色、MBP染色、刚果红染色及EOS浸润等观察小鼠肺部炎症情况。

主要测量其中的白细胞和嗜酸性粒细胞的数量。

比较医学：三种方法构建哮喘小鼠模型分别是HDM、OVA、TDI。

HDM、OVA所诱导的哮喘小鼠BALF中细胞组分主要以嗜酸性粒细胞为主。

三组哮喘小鼠在接受不同浓度的雾化后气道阻力明显增高，与浓度呈正相关，而HDM和OVA诱导的哮喘小鼠气道阻力较TDI更高。

不同造模方式建立的哮喘小鼠模型在气道反应性、气道炎症和病理特点各有不同，HDM和OVA哮喘小鼠具有典型的嗜酸性粒细胞哮喘表现，而TDI 哮喘小鼠表现为混合细胞性哮喘动物模型。

4．小鼠呼出气体与吸入气体体积差值测定小鼠称取体重后，用25%乌拉坦按4ml/kg剂量腹腔注射麻醉，用自制的气管插管针连接气管并用7号手术缝线固定。

小鼠放入体描箱，将气管插管与前壁三通管相连，并将前壁三通管通过一长约2cm的硅胶管与另一同样规格的体描箱前壁三通管连接。

将两个体描箱顶盖盖好，夹上弹力夹，后壁三通管关闭。

右侧三通管接HX200型传感器，传感器引出的信号接入Medlab生物信号记录分析系统处理。

记录小鼠潮气量体描箱内气体容积按照0.35mv=0.1ml换算。

二、结果1．体描箱密封性测定体描箱内注入0.1ml空气后，压力曲线从基线0mv处上升至0.35mv。

注入0.2ml空气后，压力曲线从基线0mv处上升至0.70mv。

两曲线上升后分别在0.35mv和0.70mv处保持平坦，无下移现象。

2．小鼠呼出气体与吸入气体体积差值测定从放有小鼠的体描箱引出的压力曲线显示小鼠吸气时曲线上升，呼气时回到基线，每一呼吸末的基线水平保持平坦。

从记录小鼠潮气量体描箱引出的压力曲线显示，小鼠呼气时曲线上升，吸气时回到基线，每一呼吸末的基线水平略向下移，且每次下移幅度相等。

选取潮气量记录体描箱工作5秒后的呼吸曲线中连续20个呼吸周期的波形，记录第1个呼吸周期与第20个周期呼气末电压差为0.07mv，故小鼠呼出气体与吸入气体体积差值为：0.07/20×0.1/0.35=0.001ml。

同理可得小鼠潮气量为0.59ml。

三、讨论正常平静呼吸空气时，O2含量大约为21%，CO2含量大约为0.03%。

空气进入肺泡后，O2通过弥散透过肺泡进入肺血管，而肺血管中的CO2则弥散入肺泡，使呼出气体中O2含量下降，CO2含量上升。

由于O2与CO2的分子量和弥散系数等的不同，导致二者在肺泡内并非等体积交换，而存在着一定的体积差。

由于此差值远小于潮气量而常常忽略不计，故通常认为平静呼吸时，受测者所吸入或呼出气体的体积相等，均可用于代表潮气容积。

不同品系小鼠肥胖哮喘模型建立及比较陈一平;姜晓红;封广义;孙起翔;罗明洁;李超乾【摘要】目的：建立并比较不同品系小鼠营养性肥胖哮喘模型。

方法选用KM、C57BL/6J、BALB/c 3个品系♀小鼠,随机分为对照组、哮喘组、肥胖组、肥胖哮喘组,分别以高脂饲料或普通饲料饲喂12周后,以卵清蛋白( OVA)或磷酸盐缓冲液( PBS)致敏激发小鼠,实验终点测定小鼠体重、身长、脂肪重量、肝脏重量、Lee′s 指数、血清总胆固醇( TC)及甘油三酯( TG)水平、支气管肺泡灌洗液( BALF)中OVA特异性IgE浓度。

观察各组脂肪细胞形态及气道病理学改变。

测定各组小鼠的特殊气道阻力( sRaw)。

结果 KM肥胖组体重及Lee′s指数增长最快,但哮喘特征性表现不明显；C57BL/6J小鼠能形成哮喘特征性表现,但肥胖相关指标差异无显著性；BALB/c肥胖组小鼠肥胖指标较之正常组差异有显著性。

经OVA致敏激发后,BALB/c小鼠显示出更加明显的哮喘症状、气道高反应性和气道炎症表现。

结论BALB/c小鼠经高脂饲料诱导,OVA致敏激发能形成良好的肥胖合并哮喘模型。

%Aim To establish and compare asthma models among different strains of obese mice. Methods Different strains of SPF female mice, namely Kunming ( KM ) , C57BL/6J and BALB/c mice, were randomly divided into four groups ( control group, asthma group, obesity group and obese asthma group). The mice were fed a high-fat diet or a normal diet for 12 weeks, following which they were sensitized and challenged with ovalbu-min ( OVA) or phosphate-buffered saline ( PBS) . Body weight, fat weight, liver weight, Lee′s index, OVA-specific IgE concen-tration in bronchoalveolar lavage fluid ( BALF) , serum total cho-lesterol ( TC) and triglyceride ( TG) levels, and lung and adi-pose morphologies wereevaluated. The specific airway resistance ( sRaw) was measured using double-chamber plethysmography. Results The mice on a high-fat diet showed a more rapid in-crease in body weight compared with those on a normal diet. Af-ter 12 weeks of feeding, body, fat, and liver weights and Lee′s index were higher for the obese mice than for the lean mic e. The adipocyte cross-sectional area was significantly greater in the obese BALB/c and KM mice than in their lean counterparts;the C57BL/6J groups showed no significant differences. The BALB/c mice demonstrated more significant symptoms of acute asthma, local inflammation and airway hyper-responsiveness ( AHR ) . Conclusion Compared with C57BL/6J and KM mice, BALB/c mice fed a high-fat diet and sensitized and challenged with OVA provide the most suitable model for evaluating the relationship between obesity and asthma.【期刊名称】《中国药理学通报》【年(卷),期】2016(000)002【总页数】5页(P288-292)【关键词】肥胖;哮喘;动物模型;KM 小鼠;C57BL/6J 小鼠;BALB/c小鼠【作者】陈一平;姜晓红;封广义;孙起翔;罗明洁;李超乾【作者单位】广西医科大学第一附属医院呼吸内科，广西南宁 530021;广西医科大学第一附属医院老年呼吸内科，广西南宁 530021;广西医科大学第一附属医院呼吸内科，广西南宁 530021;广西医科大学第一附属医院呼吸内科，广西南宁530021;广西医科大学第一附属医院呼吸内科，广西南宁 530021;广西医科大学第一附属医院呼吸内科，广西南宁 530021【正文语种】中文【中图分类】R-332;R363-332;R562.25;R589.2中国图书分类号：R-332；R363-332；R562.25；R589.2流行病学资料显示，肥胖会增加哮喘的发病风险，在成人是2~3倍[1]，儿童是1~2倍[2]。