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常用动物实验操作指南一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指抓住小鼠尾巴中部，将小鼠提起，放在鼠笼盖上或其他粗糙表面。
- 当小鼠试图抓住粗糙表面时，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住小鼠背部皮肤及尾部，将小鼠固定成头部向上的直立位。
- 原因：抓住尾巴提起小鼠是为了能够将其从饲养环境中移出，而后续的固定方式可以限制小鼠的活动，避免被咬伤，同时方便进行各种操作，如注射等。
这种固定方式能够稳定地控制小鼠的身体，保证操作的准确性。
2. 固定。
- 如需进行尾静脉注射等操作，可将小鼠放入专门的小鼠固定器中，固定器可调节大小以适应不同体型的小鼠，固定器上有开口以便露出尾巴等部位进行操作。
- 对于一些简单操作如灌胃，也可以由一人用上述抓取方法固定小鼠，另一人进行操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在较粗糙的平面上。
- 然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会用力挣扎和咬伤实验者），从大鼠背部抓住其肩部和颈部皮肤，将大鼠固定。
- 原因：大鼠力量较大，戴手套是为了保护实验者。
先抓尾巴提起是为了便于后续的抓取固定操作，从背部抓住肩部和颈部皮肤可以有效限制大鼠的活动，使其头部和身体得到控制，便于进行实验操作。
2. 固定。
- 对于需要长时间操作的情况，可将大鼠放入大鼠固定架中，固定架可以固定大鼠的四肢，使大鼠呈仰卧或俯卧位，根据实验需求调整。
- 在进行一些短期操作如皮下注射时，可由实验者用上述抓取方法固定大鼠，助手协助进行操作。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 小鼠灌胃。
- 准备合适的灌胃针（一般为1 - 2ml注射器连接特制的灌胃针头）。
- 将小鼠固定如前所述，使小鼠头部向上。
- 灌胃针从小鼠嘴角插入口腔，沿上腭后壁轻轻推进食管，插入深度约为3 - 4cm（根据小鼠大小调整）。
- 缓慢推动注射器活塞，将药物注入食管，然后缓慢拔出灌胃针。
实验三实验动物基本操作技术学习目标●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。
●了解其他动物实验技术。
大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。
本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。
一、实验动物的编号为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。
常用的编号方法如下：1．染料标记法（1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。
（2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。
A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写号码。
若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。
B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的号码。
如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的左、中、右部九个区域，从右到左标记。
2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。
3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。
将号码牌固定于动物的颈圈或耳上。
4．人工针刺号码法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出号码，再用酒精墨汁涂染即可。
二、实验动物的捉拿与固定方法1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。
2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。
动物实验的基本操作技术生理学实验主要以动物为实验对象，为了能获得满意的实验结果，应对动物品系特性有所了解。
实验动物系指供生物医学实验而科学育种、繁殖和饲养的动物。
高质量的实验动物是指通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体；其具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。
一、常用实验动物的种类及其特点（一）青蛙与蟾蜍两者均属于两栖纲，无尾目。
蟾蜍和青蛙是教学实验中常用的小动物。
其心脏在离体情况下仍可有节奏地搏动很久，可用于心功能方面的实验。
蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。
此外，蛙类还能用于水肿和肾功能不全的实验。
（二）小白鼠属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
其繁殖周期短、产仔多、生长快，饲料消耗少，温顺易捉，操作方便，又能复制出多种疾病模型，是药学实验中用途最广泛和最常用的动物。
（三）大白鼠亦属鼠科。
性情不像小白鼠温顺。
受惊时表现凶恶，易咬人。
雄性大白鼠间常发生殴斗和咬伤。
具有小白鼠的其他优点，故在药学实验中的用量仅次于小白鼠。
（四）豚鼠豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。
原产于欧洲中部。
属于哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。
性情温顺，胆小。
不咬人也不抓人。
豚鼠可分为短毛、长毛和刚毛3种。
短毛种豚鼠的毛色光亮而紧贴身，生长迅速，抵抗力强，可用于实验。
其余两种对疾病非常敏感，不宜用于实验。
（五）家兔家兔属于哺乳纲，啮齿目，兔科，为草食哺乳动物。
家兔性情温顺、怯懦、惊疑、胆小，是常用的实验动物。
家兔品种很多，在实验室中常用的有：（1）青紫蓝兔：体质强壮，适应性强，易于饲养，生长较快。
（2）中国本兔（白家兔）：抵抗力不如青紫蓝兔强。
（3）新西兰白兔：是近年来引进的大型优良品种，成熟兔体重在4～5.5kg。
（4）大耳白兔：耳朵长大，血管清晰，皮肤白色，但抵抗力较差。
（六）狗狗属于哺乳纲，食肉目，犬科。
狗的嗅觉很灵敏，对外环境的适应力强；血液、循环、消化和神经系统等均很发达，与人类很相近。
狗喜欢接近人，易于驯养。
实验动物基本操作技术动物饲养是实验动物基本操作技术的核心之一、在实验动物饲养过程中，需要关注以下几个方面的内容：1.饲料和水的供给：不同动物种类对饲料和水的需求有所差异，必须根据种类的需要提供合适的饮食。
同时，要保持饲料和水的干净卫生，定期更换。
2.温度和湿度的管理：动物对温度和湿度的适应能力有限，要提供适宜的环境温度和湿度，确保动物的舒适和安全。
3.条件和设备的维护：保持动物舍内的垃圾清理和消毒工作，保持动物舍的通风良好，还需定期检查设备的功能和安全性，确保工作的顺利进行。
4.动物健康监测：对饲养的动物进行定期体检，观察动物的行为和身体状况，及时发现问题并采取相应的处理措施。
标记是实验动物基本操作技术中另一个重要的环节。
通过给动物进行标记，可以对动物进行个体识别，以便进行个体差异的研究和实验的后续分析。
常用的标记方法包括：1.耳标和足环：适用于鸟类和其他较小的动物。
2.皮下植入芯片：适用于小鼠、大鼠等较大的实验动物，可以在动物身体中植入微型芯片，通过读卡器来读取个体信息。
3.颈环和颈圈：适用于大型鸟类和大型哺乳动物。
取材是实验动物基本操作技术中的重要环节，包括活体取材和死体解剖两种情况：1.活体取材：一些实验需要从活体动物中获得血液、组织、器官等样品，一般采用静脉采血或者穿刺取材的方式。
在实施这些操作时，需要注意动物的安全和舒适，确保操作程序正确。
2.死体解剖：一些实验需要对动物进行死体解剖，获得更加精确的样本。
在进行解剖时，需要注意解剖操作的规范化，防止交叉污染。
检查和观察是实验动物基本操作技术中必不可少的环节。
通过对实验动物进行检查和观察，可以了解动物的健康状况、行为和生理变化等信息，为后续实验数据的解释提供依据。
常用的观察方法包括：1.行为观察：观察动物的一般活动情况，包括精神状态、进食、排便和休息等行为。
2.体征观察：观察动物的体表情况，包括毛发的质量和数量、皮肤的颜色和温度变化等。
总之，实验动物基本操作技术是进行动物实验的基础，包括动物饲养、标记、取材、检查和观察等操作。
动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
实验三实验动物基本操作技术实验动物基本操作技术是指针对实验动物进行各项操作的技术，包括动物的饲养、标记、采血、给药等各种操作。
掌握这些基本操作技术对于进行科学实验具有重要的意义，可以提高研究者的实验效率和准确性，同时也对动物的福利和健康起到保护作用。
首先是实验动物的饲养技术。
为了确保实验的可靠性和准确性，需要提供良好的饲养环境。
饲养环境应包括适当的温度、湿度、光照条件以及合理的动物密度等。
同时，对饲料和饮水的供给也需要精细控制，以确保实验动物的健康状态。
其次是实验动物的标记技术。
在一些研究中，需要对实验动物进行标记，以便对不同个体进行追踪和区分。
常见的标记方法有耳标、尾标、颈圈等。
标记时需要注意对动物的身体造成的影响要尽量减小，并确保标记牢固不易脱落。
第三是实验动物的采血技术。
从实验动物体内获取血液样本是许多实验研究的重要环节。
常见的采血方法有尾静脉采血、静脉窦采血等。
在采血前需要对动物进行适当的镇静和固定，以减少动物的痛苦和不适。
最后是实验动物的给药技术。
在一些研究中，需要给实验动物注射药物或其他物质。
给药的方法有多种多样，如皮下注射、静脉注射、腹腔注射等。
在给药之前需要准确计量药物剂量，并根据动物的体重和个体差异进行相应的调整。
除了上述基本操作技术外，还需要掌握一些相关的安全操作技巧。
在进行实验动物操作时，需要佩戴适当的个人防护装备，如手套、口罩等，以防止对自身造成伤害或感染风险。
同时，也需要遵守相关的实验动物伦理规范和法律法规，确保实验动物的福利和权益。
总之，掌握实验动物基本操作技术是进行科学实验的基础，能够提高实验研究的效果和准确性。
在实验动物操作过程中，需要注重动物福利和健康，遵循伦理规范和法律法规，以保护动物的权益和福利。
只有持续学习和不断实践，才能熟练掌握这些技术，使其发挥最佳效果。
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
实验三实验动物基本操作技术
学习目标
●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳
缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。
●了解其他动物实验技术。
大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。
本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。
一、实验动物的编号
为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。
常用的编号方法如下：
1．染料标记法
（1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。
（2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。
A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写。
若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。
B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的。
如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的左、中、
右部九个区域，从右到左标记。
2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。
3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。
将牌固定于动物的颈圈或耳上。
4．人工针刺法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出，再用酒精墨汁涂染即可。
二、实验动物的捉拿与固定方法
1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。
2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。
3．大白鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部（因抓尾尖动物会扭动易使其尾部的皮肤脱落，影响实验的进行）将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。
捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。
4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。
体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。
5．家兔捉拿时一手抓住其颈背部皮肤。
轻轻将兔提起，另一手托住其臀部，根据实验需要进行固定。
如作兔耳血管注射时，可用兔盒固定；如要做腹部注射、手术及测血压等实验时需将家兔固定在兔手术台上。
其方法为：（1）头部的固定：用特制的家兔头夹。
兔头夹为附有铁柄的半圆形铁圈和一可调铁圈。
一般动物取仰卧位固定时，先将麻醉好的兔颈部放在半圆形的铁圈上，再把其嘴伸入可调铁圈，最后将兔头夹的铁柄固定在实验台上。
或用一根粗棉绳，一端拴住动物的两个上门齿，另一端拴在实验台的铁柱上。
做颈部手术时，可将一粗注射器筒垫于动物的项下，以抬高颈部，便于操作。
若动物取俯卧位固定，特别是在头颅部实验中，常用马蹄形头固定器固定。
（2）四肢的固定：一般在头部固定后，再固定四肢。
先用粗棉绳的一端缚扎于踝关节的上方。
若动物取仰卧位，可将两后肢左右分开，将棉绳的另一端分别缚在手术台两侧的木钩上，而前肢须平直放在躯干两侧。
再将绑缚左右前肢的两根棉绳从其背后交叉穿过，压住对侧前肢小腿，分别缚在手术台两侧的木钩上。
固定的姿势依手术或实验种类而定。
如进行颈、胸、腹、股等部的实验，多采取仰卧位，脑和脊髓实验则常选用俯卧位。
三、实验动物的给药方法
1. 经消化道给药（灌胃法）
（1）小白鼠灌胃法：将小白鼠放在粗糙面上，左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上，注意使口腔和食管成一直线。
右手持灌胃针管（1～2ml注射器上连接12～16号注射针头，尖
端部磨钝，针头长4～5cm，直径约为1mm）从小鼠口角插入口腔，然后用灌胃管轻压小鼠头部，经舌面紧贴上腭进入食管，进针2～3cm后，此时动物安静并无呼吸异常，即可将药注入。
如遇阻力或动物憋气时则应抽出重插，不能强插以免刺破食管或误入气管使动物死亡。
药液注完后轻轻退出灌胃管。
操作时应动作轻柔，细致以防损伤食道及膈肌。
灌药量一般为0.1～0.3ml/10g体重。
（2）家兔灌胃法：用兔固定箱，可一人操作。
右手将开口器固定于家兔口中，舌压在开口器下面，左手将导尿管经开口器中央小孔插入。
如无兔固定箱，则需两人协作进行，一人就坐，腿上垫好围裙，将兔的躯体夹于两腿间，左手紧握双耳，固定其前身，右手抓住其两前肢。
另一人将开口器横放于兔上下颌之间，固定在舌面上,将导尿管自开口器中央的小孔插入，慢慢沿家兔口腔上腭壁插入食道约15～18cm。
插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水过深。
如有气泡从胃管逸出，说明不在食道而是在气管，应拔出来重插。
如无气泡逸出，则可将药推入，并以少量清水冲洗导尿管保证管药液全部进入胃。
最后缓慢拔出导尿管。
2.注射给药法
（1）皮下注射：小白鼠:通常在背部皮下注射。
注射时以左手拇指和中指将小白鼠颈背部皮肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝，右手持注射器从三角窝下部刺入皮下，轻轻摆动针头，如易摆动时则表明针尖在皮下，此时可将药液注入，针头拔出后，以左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出。
药量一般为0.1ml～0.3ml/10g体重。
大白鼠:注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作时轻轻提起注射部位皮肤，
将注射针头刺入皮下后推注药液。
一次注射量不超过1ml/100g体重。
家兔:可在背部或颈部注射，方法参照小鼠皮下注射法。
针头应选用稍大（6～7号），给药量一般为0.5～1.0ml/kg体重。
（2）腹腔注射法：小白鼠: 左手固定动物，使腹部向上，头呈低位。
右手持注射器，在小白鼠下腹部腹白线稍向左或右的位置，从下腹部朝头方向刺入皮肤，针头到达皮下后，沿皮下向前推进3～5mm，然后使注射器针头与皮肤呈45度角刺入腹腔。
针头刺入腹腔后感抵抗力消失，此时在保持针头不动的状态下回抽针栓，如无回血或尿液，则可推入药液。
一次可注射量为0.1～0.2ml/10g 体重。
切勿使针头向上注射，以防针头刺伤脏。
大白鼠、家兔等: 可参照小白鼠腹腔注射法。
但应注意家兔在腹白线两侧注射（应在离腹白线约1cm处进针）。
较少用，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时可用。
（3）肌肉注射法：小白鼠、大白鼠:一般因肌肉少，不作肌肉注射，如需要时，可将动物固定后，一手拉直动物左或右侧后肢，选用针头5～7号，将针头刺入后肢大腿外侧肌肉，小鼠一侧药液注射少于0.4ml。
家兔:选择两臂或股部。
固定动物，右手持注射器，使其与肌肉成45度角一次刺入肌肉中，先抽回针栓，无回血时将药液注入，注射后轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。
（4）静脉注射法：小白鼠：一般采用尾静脉注射。
注射前先将动物固定于固定器，使其整个尾部外露，以右手食指轻弹尾尖部，必要时可用45～50℃的温水浸泡尾部1～2min或用75％乙醇擦拭尾部，使其全部血管扩充血。
以拇指与
食指捏住尾根部两侧，无名指和小指夹持尾尖部，中指从下托起尾巴固定。
选择一根最为充盈的血管（一般选择尾两侧静脉，针刺宜从尾尖端开始，渐向尾根部移动，以备反复应用），右手持4号针头使其与尾部呈30度角刺入静脉，针头在静脉平行推进少许，左手三指连针头和鼠尾一起捏住固定，以防动物活动时针头脱出。
推动药液无阻力、并可见沿静脉血管出现一条白线说明针头在血管，即可注药。
如遇到阻力较大，局部发白变硬时，说明针头不在静脉，需拔出针头重新穿刺。
注射完毕后拔出针头，轻按注射部位止血。
一般一次注射量为0.05～0.2ml/10g体重。
大鼠亦可舌下静脉注射或待其麻醉后，切开其大腿侧皮肤进行股静脉注射，也可颈外静脉注射。
家兔：家兔静脉注射一般采用耳缘静脉。
注射前先剪除其表面皮肤上的毛并用水湿润局部，血管即显现出来。
可先轻弹或用酒精棉球揉擦耳尖部并用左手食指和中指轻压耳根部，拇指小指夹住耳边缘部分，以左手无名指放在其下作垫，待静脉显著充盈后，右手持带有6～8号针头的注射器刺入静脉（第一次进针点尽可能靠远心端，以备反复应用），顺着血管平行方向深入1cm后，放松对耳根处血管的压迫，左手拇指和食指移至针头刺入部位，将针头与兔耳固定针头刺入血管后再稍向前推进，轻轻推动针栓，若无阻力和局部皮肤发白、隆起现象，即可注射药物，否则应立即拔出针头，在原注射点的近心端重新刺入。
注射完毕，用棉球压住针刺孔拔出针头。
【思考题】
1．在做动物实验时，小白鼠腹腔注射、家兔的静脉注射的基本操作步骤与技巧是什么？注意事项是什么？
2．10只小鼠，请用图示方法进行编号。
