下载文档原格式
在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。
掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。
一、实验动物的捉拿与固定方法在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。
1. 小鼠捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。
取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。
图5-1 图5-22. 大鼠方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。
用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
3. 豚鼠豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
图5-34. 蛙和蟾蜍用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。
根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。
抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。
5.家兔用右手把两耳轻轻地压于手心内，同时抓住颈部的被毛与皮肤。
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
动物实验技术动物实验的基本操作动物实验是科研和医学领域常用的手段，用于评估新药、疫苗、治疗方法和理解生物学机制等。
但是，动物实验是具有伦理争议的，因为涉及到动物权益和福利。
因此，在进行动物实验时，需要遵循一定的伦理原则和严格的实验操作。
以下是动物实验的基本操作：1.实验动物的选择：在选择实验动物时，需要根据研究目的和方法来选择适合的动物模型。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等。
2.动物的饲养和管理：实验动物需要提供适宜的饲养环境，包括合适的温度、湿度和气流等，并提供适宜的饮食和水源。
此外，实验动物还需要定期检查其健康状态，并按照相关规定进行处理。
3.实验操作的准备：在进行动物实验前，需要准备好实验所需的器械、药物和试剂等。
此外，还需要制定详细的实验方案，确定实验的具体步骤和时间，以确保实验的可重复性和准确性。
4.麻醉和镇痛：在进行动物实验时，有时需要对实验动物进行麻醉或镇痛，以减轻它们的痛苦和压力。
这需要根据具体的实验操作来选择合适的麻醉和镇痛方法。
5.试验操作：根据实验目的和方法，进行相应的操作，如采集血液、组织和器官，注射药物，进行手术，观察行为等。
在进行试验操作时，需要注意操作的准确性和规范性，以保证实验结果的可靠性。
6.数据记录与分析：在进行动物实验时，需要对所得到的结果进行准确的记录，并进行数据的分析和统计。
这将有助于研究者对实验结果进行解读和理解，并做出相应的结论。
7.实验结束和动物处理：在实验完成后，需要根据相关规定对实验动物进行处理。
对于无疾病和伤残的动物，可以选择放归或继续饲养。
对于疾病严重或造成较大伤害的动物，可以选择安乐死或处理。
总而言之，动物实验是一项复杂的科研工作，需要研究者具备较高的科学素养和操作技能。
在进行动物实验时，需要始终将动物福利放在首位，并遵循严格的伦理和法规要求，以确保实验的科学性和可靠性。
实验动物基本操作实验动物的基本操作是指研究人员在实验过程中对实验动物进行的一系列的处理和操作，包括动物的饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作旨在确保实验动物的福利和健康，并获得可靠的实验结果。
下面将详细介绍实验动物的基本操作。
一、饲养管理实验动物在实验室内饲养，需要提供一个适宜的环境，包括合适的温度、湿度以及光照等。
同时，饲养箱需要保持干净，并定期清洁和消毒，以防止疾病传播。
此外，实验动物的饲养还需要提供合适的饲料和饮水，以确保其获得足够的营养和水分。
二、实验操作实验操作是指在实验过程中对实验动物进行的各种处理和操作。
例如，研究人员可以进行注射、给药、采集样本以及进行手术等操作。
在进行这些操作之前，研究人员需要进行充分的准备工作，包括准备好所需的设备和试剂、制定操作计划、选择合适的实验动物等。
在操作过程中，需要注意操作的准确性和规范性，以确保实验的可靠性和结果的准确性。
三、观察记录观察记录是指在实验过程中对实验动物的行为、生理指标以及实验结果进行详细的观察和记录。
观察内容可以包括实验动物的活动行为、食欲、体重变化、皮肤状况、尿液和粪便等生理指标，以及实验结果的出现和变化等。
观察记录对于监测实验动物的福利和健康状况，以及评估实验结果的可靠性和有效性非常重要。
四、实验结束后的处理实验结束后，研究人员需要对实验动物进行相应的处理。
首先，需要对动物的健康状况进行评估，以确定动物是否需要进行进一步的治疗或处置。
对于实验结束后还存活的动物，可以选择继续饲养或进行其他研究。
对于实验结束后不再需要的动物，可以选择安乐死或进行人道性处置，以确保动物的福利。
总之，实验动物的基本操作是实验过程中的重要环节，包括饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作的规范和准确性对于保障实验动物的福利和健康，以及获得可靠的实验结果非常重要。
研究人员应该在进行任何实验操作之前，进行充分的准备工作，并遵循相关的伦理原则和操作流程，以确保实验的安全性和可信度。
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。
掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。
一、实验动物的捉拿与固定方法在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。
1. 小鼠捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。
取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。
图5-1 图5-22. 大鼠方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。
用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
3. 豚鼠豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
图5-4图5-34. 蛙和蟾蜍用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。
根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。
抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。
5.家兔用右手把两耳轻轻地压于手心，同时抓住颈部的被毛与皮肤。
用左手托住其臀部，使其躯干的重量大部分集中在左手上(图5-5)，然后按实验要求固定。
做家兔耳血管注射或取血时，可用家兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方式分仰卧位和俯卧位，仰卧位固定时，四肢用粗棉线固定，头用家兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿后再固定在家兔台头端柱子上（图5-6)。
进行头颅部手术时，多采用仰卧位固定配合马蹄形固定器进行。
图5-5图5-66.犬抓取犬时，需要用特制的长柄钳夹夹住其颈部，套上犬链，然后根据不同的实验要求将其固定。
犬嘴的捆绑方法：取一圆形铁柱管(直径约1cm，长25cm，可用万能支架上的铁柱管代替)横贯置于犬齿后部的上下颌之间，用较宽的纱布从下颌绕到上颌打第1个结扣后，纱布的两端在铁柱管的两端靠犬的头部绕两圈固定。
待固定牢靠后，纱布再绕向下颌打第2结扣，在铁柱管的两端靠犬的头部绕2圈固定，最后再绕到头颈后打第3个结扣。
固定好后，可用手试着拉动或移动铁柱管，如铁柱管牢固，则证明犬嘴捆绑正确，否则需重新捆绑。
如实验需要静脉注射时，可先使动物麻醉后再取下长柄夹，解绑，把动物放在实验台上，按实验要求固定。
二、注意事项1捉拿固定某一动物之前，要对该动物的习性有一定的了解。
2捉拿固定动物时须小心谨慎，大胆果断，但切不可粗暴。
3大鼠牙齿锋利，为避免咬伤，捉拿动作要轻，不可鲁莽，如果大鼠过于凶猛，可待其安静后，再捉拿或用卵圆钳夹鼠颈部抓取。
4捉拿动物过程中要以规性的方法抓取和固定动物，要避免因动作粗暴而造成动物高级职称考试网的损伤。
例如家兔这样的动物，不能采用抓双耳或抓提腹部的错误捉拿方法。
5抓取大鼠或小鼠尾部时动作要轻，防止拉断鼠尾。
不可提起动物玩耍!提起动物后，应迅速放在粗糙台面上。
6捉拿动物过程中应防止被动物咬伤，若不慎被动物咬伤、抓伤。
应及时用碘酒、乙醇消毒，随后到有关医疗机构诊治。
三、实验动物的编号方法动物实验中，常用的编号标记有染色法、挂牌法、烙印法等3种方法。
1. 染色法染色法是用有色化学试剂在动物身体明显处如被毛、四肢等不同部位处进行涂染或用不同颜色来区别各组动物，是实验中最常用、最容易掌握的方法。
使用的编号标记液有如下几种：3％-5％的苦味酸溶液(涂染黄色)，2％硝酸银溶液(涂染咖啡色)，0.5％中性红或品红溶液(涂染红色)。
编号原则是先左后右，从前到后。
一般把涂在左前腿上的记为1号，左侧腹部记为2号，左后腿记为3号，头顶部记为4号，腰背部记为5号，尾基部记为6号，右前腿上的记为7号，右侧腰部记为8号，右后腿记为9号。
若动物编号超过10或更大数字，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号。
例如把红色记为十位数，黄色记为个位数，那么，右后腿黄色，头顶红色，则表示是49号，其余类推。
2. 挂牌法挂牌法是将标有编号的金属制牌固定在实验动物的耳部皮肤上，大动物可挂在颈上或笼箱上。
3. 烙印法烙印法是用刺数钳在动物无体毛或明显部位(如耳、面鼻部和四肢等部位)刺上编号，然后用棉签蘸着溶有乙醇的黑墨汁在编号上涂抹。
烙印前，最好对烙印部位预先用75％乙醇消毒，以免造成皮肤局部感染。
(黄红林凯)第二节实验动物的给药方法实验动物是医学实验研究工作的基本要素之一，如新药开发、对疾病和生命现象的研究等均需要动物进行实验研究。
根据实验目的、所选用实验动物种类、药物剂型的不同，对实验动物实施不同的给药方法是十分重要的。
本节主要介绍在基础医学实验学教学中常用的一些给药方法。
较常见的给药方法有：摄入法给药、注射法给药、涂布法给药和吸入法给药，其中前两种方法较为常用。
一、摄入法给药摄人法是经消化道给药，有自动口服给药、强制灌胃给药和经直肠给药3种方式。
1. 自动口服给药将药物放入饲料或溶于饮水中，由动物自动摄入体。
此法的优点是：操作简便，不会因操作失误而致动物死亡。
不足的是由于动物状态和饮食嗜好的不同，饮水和摄取食量的不同，不能保证用药后的药效分析的准确性。
同时，放入饲料或溶于饮水中的药物容易分解，难以做到平均添加。
因此，该方法适用于动物疾病的防治、药物毒性观测、某些与食物有关的人类疾病动物模型的复制等。
2. 强制灌胃给药强制灌胃给药能准确掌握给药量、给药时间、发现和记录症状出现时间及经过。
但每天强制性操作和定时给药会对动物造成一定程度的机械损伤和心理影响。
为减少不良影响，必须充分掌握灌胃技术。
方法如下：操作前，将胃管接在注射器上，大致测试一下从口腔至胃图5-7图5-8(最后一根肋骨后缘)的长度，以估计胃管插入深度。
成年动物插管深度一般是：小鼠 3cm，大鼠5cm，家兔15cm，犬20 cm。
操作时，动物取直立或平卧体位，固定动物头部，强迫口，胃管压在舌根部顺上腭缓缓插入至所需深度。
插管时注意动物的反应，若动物反应剧烈，应拔出胃管，检查食管是否有损伤，并重新操作。
插管完成后应注意检查胃管是否准确插入食管，以防将药物注入气管（图5-7)。
给家兔、犬等中型动物灌胃时，应配合使用开口器，以免动物咬坏胃导管（图5-8)。
除使用胃管灌药外，有时还可以让动物在人工辅助下自行吞咽药物，如实验者把药物放在豚鼠舌根部，让其闭口咽下。
3．经直肠给药根据动物大小选择不同的导尿管，在导尿管的头部涂上凡士林，使动物取蹲位，助手以左臂及左腋轻轻按住动物的头部及前肢，以左手拉住动物尾巴露出肛门，右手轻握后肢。
实验者将导尿管缓慢送人肛门。
切记不能粗暴用力，插管深度以7～9cm为宜。
药物灌入后，应抽取生理盐水将导尿管的药物全部冲入直肠，然后将导尿管在肛门保留一会再拔出。
二、注射法给药1. 皮下注射对大多数实验动物来说，皮下注射最适宜的部位是颈背、腋下、侧腹或后腿肢体、臀部等。
小鼠、大鼠、沙鼠和豚鼠一般用手固定，家兔、犬则固定于实验台上。
不同实验动物的注射部位有所不同，犬、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿侧或小腹部，大鼠可在左侧下腹部。
其操作方法是：用左手轻轻抓起皮肤，右手把注射器针头插入皮肤皱褶的基底部，沿身体纵向将注射器推进5～10 mm，并将针头轻轻左右摆动，易于摆动表明已刺入皮下。
再轻轻抽吸，若无回流液体或血液时即可缓慢注入药液。
注射完毕拔出针头，用手指轻压注射部位，以防药液外漏。
2. 皮注射皮注射是将药液注入皮肤的表层与真皮之间。
可用于观察皮肤血管通透性变化或皮反应，多用于接种、过敏实验等。
操作时，先剪去注射部位的被毛，消毒局部，然后用左手将皮肤捏成皱襞，右手持针头，将针头与皮肤呈30°角，沿表层刺入皮，慢慢注入一定量的药液。
此时会感到有很大的阻力，并且注射部位皮肤表面马上呈小丘疹状隆起，皮肤表面上的毛孔极明显。
如无以上表现，则药液可能注人皮下，应更换部位重新注射。
注射后5分钟再拔针，以免药液从针孔漏出。
3. 肌肉注射肌肉注射主要用于注射不溶于水而悬于油或其他剂型中的药物。
肌肉注射应选择肌肉发达、血管丰富的部位，如大鼠、小鼠和豚鼠的大腿外侧缘；家兔、猫、犬、猴的臀部或股部。
注射时固定动物，剪去注射部被毛，与肌肉层组织接触面呈60°角刺入注射器针头，回抽针栓无回血后注入药液(小动物可免回抽针栓)。
注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，促进药液吸收。
4. 腹腔注射此注射方法是啮齿类动物常用的给药方法。
注射部位应是腹部的左、右下侧外1／4的部位，因为此处无重要器官。
其中家兔在腹部近腹白线约1cm处，犬在脐后腹白线侧缘1～2cm处注射。
给大鼠、小鼠注射时，左手捉拿动物，使腹部向上，头部略低于尾部，右手持注射器将针头平行刺入达皮下（图5-9)，再向前进针3～5mm，针头能自由活动则说明刺到皮下，然后注射器以45°角斜刺入腹肌，进入腹腔。
进入腹腔时可有落空感，回抽注射器，若无回流血液或尿液时即表示未伤及肝脏和膀胱，可以按一定的速度慢慢注入药液。
图5-95. 静脉注射静脉注射应根据动物的种类选择注射的血管。
大鼠和小鼠多选用尾静脉，家兔多选用耳缘静脉，犬多选用后肢小隐静脉，豚鼠多选用耳缘静脉或后肢小隐静脉注射。
因为静脉注射是通过血管给药，所以只限于液体药物。
如果是混悬液，可能会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。
(1)耳缘静脉注射将动物固定于实验台上，去除耳缘部位的被毛，用乙醇轻轻擦拭，耳缘静脉即清晰可见。
用左手食指和中指夹住静脉近心端，拇指和小指夹住耳缘部分，以左手无名指和小指放在耳下作垫，待静脉充盈后，右手持注。
射器使针头尽量由静脉末端刺入，与血管方向平行、向心端刺人约1cm。
回抽注射器针栓，有血液回流，即可将药液缓慢注入(图5-10)。
注射完毕抽出针头，用棉球压迫注射部位数分钟，以免出血。
此方法适用于体型较大的动物，如猿、犬和家兔。
