大鼠一般操作技术

复旦大学实验动物学实验报告实验报告一小鼠的一般技术操作一、实验目的和要求：通过实际操作，掌握小鼠实验的一般操作方法，包括动物的抓取和保定、性别鉴定、编号、给药、麻醉、采血、处死、解剖等方法。

二、实验基本步骤：（一）抓取和保定先用右手将小鼠的尾巴提起，至于鼠笼或粗糙的平面上，当小鼠向前挣扎行进时，再用左手的拇指和示指捏住小鼠两耳后颈部皮肤，翻转小鼠至于掌心，拉直后肢。

以小指拉住小鼠尾巴即可。

在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用专门的小鼠固定器进行保定。

（二）性别鉴定将小鼠抓取后，观察其肛门及生殖器之间的距离，距离远的为雄性，距离近的为雌性。

另外翻转小鼠观察生殖器附近，性成熟的雄性小鼠的睾丸降至阴囊内，会有明显的突起；雌性小鼠的肛门至会阴处有一条无毛覆盖的细线。

（三）编号方法常用的有染色法、耳缘打孔法、烙印法、挂牌法。

此外还有断趾法、剪尾法、被毛剪号法、笼子编号法等。

在本次实验中，我们小组使用的是染色法。

（四）去毛方法常用的有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法。

（五）给药方法常用的有经口灌胃法、经呼吸道吸入、经皮肤吸收和注射给药法。

1．经口给药法（1）灌胃法：左手固定小鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从小鼠的一侧犬齿缺失处插入口中，灌胃针竖起靠向口腔后壁，使小鼠消化道成直线，沿咽喉壁缓慢插入食管，使其前段到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食管或误入气管。

（2）口服法在本次实验中，我们小组使用的是灌胃法。

2.注射给药法（1）皮下注射（2）肌肉注射（3）腹腔注射（4）静脉注射在本次实验中，我们使用的是皮下注射、腹腔注射、静脉注射。

（六）采血方法1.断头取血2.眼眶后静脉丛穿刺采血3.尾静脉切割采血法4.摘眼球采血法5.心脏采血在本次实验中，我们小组使用的是眼眶后静脉丛穿刺采血、尾静脉切割采血、摘眼球采血法、心脏采血。

（七）麻醉方法1.常用局部麻醉剂：普鲁卡因、利多卡因2.常用全身麻醉剂：乙醚、苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠、巴比妥钠、氨基甲酸乙酯。

一、实验目的1. 掌握大鼠灌注固定技术操作步骤。

2. 观察灌注固定后大鼠组织器官的结构变化。

3. 分析灌注固定过程中可能出现的问题及解决方法。

二、实验材料1. 实验动物：健康成年大鼠，体重200-250g。

2. 实验仪器：手术器械、手术显微镜、注射器、输液器、灌注针、剪刀、血管钳等。

3. 实验试剂：4%多聚甲醛固定液、生理盐水、注射用无菌注射用水等。

三、实验方法1. 动物处死：采用过量麻醉剂使大鼠处死，确保动物在处死过程中无痛苦。

2. 灌注固定：按照以下步骤进行大鼠灌注固定：（1）准备灌注液：将4%多聚甲醛固定液加入500ml输液用玻璃瓶中，加入适量生理盐水，搅拌均匀。

（2）解剖：在手术显微镜下解剖大鼠，暴露心脏。

（3）穿刺心脏：用灌注针从心脏穿刺，插入主动脉。

（4）灌注固定：将注射器连接到灌注针，缓慢注入固定液，直至大鼠肝脏逐渐变为白色。

（5）继续灌注：待肝脏变白后，继续灌注固定液，直至大鼠全身变白。

（6）终止灌注：观察大鼠四肢抽动，表明灌注液进入大脑，待抽动完全停止，全身组织器官固定良好。

3. 取材：将固定好的大鼠组织器官取出，放入4%多聚甲醛固定液中浸泡。

四、实验结果1. 灌注固定后，大鼠组织器官结构清晰，细胞形态良好。

2. 部分大鼠在灌注固定过程中出现心脏破裂，导致灌注失败。

3. 部分大鼠在灌注固定过程中出现血压下降，需及时调整灌注速度。

五、实验讨论1. 灌注固定是研究组织器官形态结构的重要技术手段，操作过程中需严格按照步骤进行，确保固定效果。

2. 动物处死时，应避免过度麻醉，以免影响固定效果。

3. 灌注固定过程中，要注意观察动物的生命体征，及时发现并解决可能出现的问题。

4. 灌注固定液的选择应根据实验需求进行，如需观察细胞形态，可选择4%多聚甲醛固定液。

5. 实验过程中，要注意无菌操作，避免污染。

六、实验结论本次实验成功完成了大鼠灌注固定，取得了良好的固定效果。

通过观察灌注固定后大鼠组织器官的结构变化，为后续实验研究提供了良好的基础。

大鼠全血分离血浆步骤
分离大鼠全血以获取血浆是实验室常见的操作步骤，通常包括
以下几个步骤：
1. 采集血液样本，首先需要选择合适的大鼠，通常是通过尾静
脉抽血或心脏穿刺的方式采集全血样本。

在采集血液之前，需要确
保使用无菌技术和合适的工具，以避免样本受到污染。

2. 抗凝剂处理，一般情况下，采集的全血样本需要立即添加抗
凝剂，常用的抗凝剂包括EDTA（乙二胺四乙酸）和肝素。

抗凝剂的
添加可以防止血液在分离过程中凝固，确保血浆的纯净度和完整性。

3. 离心分离，将抗凝血全血样本置于离心管中，然后进行离心
分离。

通常情况下，离心速度和时间的选择取决于实验的要求，一
般来说，较高的离心速度和时间可以得到更纯净的血浆。

离心后，
血浆会沉淀在离心管的上层，而红细胞和白细胞则沉淀在下层。

4. 收集血浆，将离心后的血浆小心地从离心管中吸取出来，避
免将底部的细胞沉淀物一同吸取。

收集后的血浆可以用于后续的实
验操作，如酶联免疫吸附实验（ELISA）、凝血功能检测等。

需要注意的是，在整个分离血浆的过程中，应当严格遵守无菌操作规范，以确保血浆样本的纯净度和可靠性。

另外，分离血浆的步骤也可以根据具体实验要求进行微调和优化。

动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。

因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。

一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。

常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。

此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。

操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。

（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。

取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。

如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。

（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。

家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。

从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。

家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。

做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。

《食品毒理学》实验动物一般操作技术及生物材料采集一、实验目的和要求毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量—反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。

通过本次学习，熟悉并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取、动物分组、采血及处死等技术。

二、主要仪器设备实验动物：成年昆明系实验小鼠（SPF级别）。

器材：解剖剪刀、血色素吸管、干棉球、注射器、镊子、玻璃毛细管、电子分析天平、动物体重秤、酒精棉球、棉签、鼠笼、一次性手术手套、一次性口罩、注射器。

试剂：医用酒精、脱脂棉、苦味酸酒精饱和液。

三、实验内容（一）健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。

健康动物检查时要求达到：外观体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。

选择时重点检查以下几项：l．眼睛：明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物。

2．耳：耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。

3．鼻：无喷嚏，无浆性粘液分泌物。

4．皮肤：无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。

5．颈部：要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。

6．消化道：无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。

7．神经系统：无震颤、麻痹。

若动物(大鼠、小鼠)出现圆圈动作或提尾倒置呈圆圈摆动，应放弃该动物。

8．四肢及尾：四肢、趾及尾无红肿及溃疡。

（二）实验动物的性别鉴定小鼠：主要依据肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄鼠，小者为雌性。

成年雄鼠卧位可见睾丸，雌性在腹部可见乳头。

（三）抓取方法正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行，小鼠的抓取方法：先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。

实验动物的标记方法：实验动物常需要编号标记以示区别。

编号的方法很多，根据动物的种类、数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。

兔：挂牌法刺纹法剪毛法染色法豚鼠：挂牌法刺纹法染色法剪耳法挂牌法：该法适用于狗等大型动物。

打号法：该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。

用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。

刺纹法：该法适用于大小鼠、豚鼠等。

用7号或者8号针头蘸碳素墨水在动物耳朵、前后肢、尾巴等部位刺入皮下，留下黑色标记，在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。

剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。

此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。

剪耳法：此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。

化学药品涂染动物被毛法（染色法）：常用的染料：苦味酸酒精饱合溶液（黄色）；5%中性红或品红溶液（红色）；小鼠和大鼠用得多。

实验动物随机分组方法：各组非处理因素齐同，防止非处理因素干扰处理因素的效应。

1.将动物按性别，用感应量为0.1g的天平称重，编号，按体重从大到小排序。

2.按实验设计要求进行分组。

常见的实验设计方案是配伍设计、完全随机分组设计和随机区组设计。

随机方法有：随机数字表和随机分组表。

常用“Z”字型分组法。

3.各组之间尽量齐同，同组、同性别动物体重变异系数小于10%。

不同组间同性别动物体重变异系数小于5%。

4.如对性别无特殊要求，宜选用雌雄动物各半，单独分组后雌雄合并。

（常采用每组20只，雌雄各10只）实验动物染毒途径和方法：根据实验目的/实验动物种类，最关键是要参照人接触受试物途径。

例：经口药品、保健品、食品————采用经口染毒静脉药品——————————采用静脉、腹腔染毒农药、化妆品————————经皮染毒易挥发物质—————————经呼吸道染毒1. 经口染毒：喂饲:将受试物掺入动物饲料或饮水中供实验动物自行摄入。

优点：符合人类接触受试物的实际情况；但缺点多：适口性差的受试物，实验动物拒食；易挥发和水解的受试物不适用。

大鼠腹主动脉取血方法及注意事项大鼠腹主动脉取血是一种常用的实验技术，用于检测大鼠血液参数或获得大鼠血液样本。

下面是关于大鼠腹主动脉取血方法及注意事项的详细介绍。

一、准备工作1.1实验动物：选择适宜的大鼠品种，常用的有Wistar、SD等。

确保大鼠健康、饮食充足，无明显异常表现。

1.2实验仪器和设备：集血容器、注射器、灭菌纱布、注射针头、手术剪刀、手术钳等。

1.3实验环境：提供洁净无菌的实验室环境，确保操作安全和卫生。

二、动物麻醉和固定2.1麻醉方法：可以选择静脉麻醉药物（如地西泮+咪唑烷胺）或者气体麻醉（如异氟醚），根据实验需要和经验选择合适的麻醉方法。

麻醉深度适中，避免过度麻醉导致死亡。

2.2动物固定：将麻醉后的大鼠转移到实验台上，四肢固定，头部稍微向上抬起，以便于操作。

固定方式可以使用绳子或者专用的动物固定器具。

三、术前准备3.1洗手消毒：进行手术前必须进行严格的手部消毒，以避免手部细菌污染。

3.2穿戴手术衣物：佩戴手术帽、口罩、手套等无菌衣物，确保手术环境无菌。

3.3准备工具和材料：将所需工具和材料进行灭菌处理，放在无菌环境下，便于手术操作。

四、手术操作4.1打开腹腔：在动物背部使用手术剪刀进行切口，注意不要伤及内脏器官。

切口长度不宜过大，一般为1-2cm。

4.2暴露动脉：将剪刀小心地进入腹腔，切开腹膜，暴露出腹主动脉。

用灭菌纱布或手术钳轻轻撑开腹腔，以减少内脏器官受压。

4.3抽血：用手术钳夹住腹主动脉，用手术剪刀切开动脉，然后插入已经连接好的注射针头。

固定好针头后，慢慢推入一定深度，然后用注射器吸取血液。

4.4收集血液：将吸取的血液转移到集血容器中，注意保持血液的无菌和正常流动。

根据实验需要收集适量的血样。

五、术后处理5.1关闭切口：将取血部位用手术线进行缝合，并进行适当的消毒处理，以避免感染。

5.2动物封闭和康复：将大鼠转移到恢复笼中，提供适宜的温度和湿度，观察其恢复情况。

在恢复期间要密切观察动物的生命体征，及时发现并处理任何异常。