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全血水杨酸钠药物代谢动力学参数的测定一、实验目的：掌握药物代谢动力学参数的意义及其测定方法，掌握用分光光度法测定水杨酸钠（sodium salicylate）的血药浓度。
二、实验动物：家兔体重2.585kg 性别：雌三、实验药品：20%乌拉坦、生理盐水、0.5%水杨酸钠、0.06%水杨酸钠标准液、10%三氯醋酸、10%三氯化铁、蒸馏水水杨酸钠在酸性环境中成为水杨酸（salicylic acid），与三氯化铁生成一种紫色络合物。
该络合物在520nm 波长下比色，其光密度与salicylic acid 浓度成正比。
反应式为：四、实验器材：电子天平、兔台、5ml和1ml枪头、5ml注射器、6号针头、手术器械、动脉插管、棉球、头皮针、10ml离心管、722分光光度计、离心机、涡旋混匀器五、实验方法1、取10支10ml试管，用0.5%肝素润湿管壁。
2、家兔称重，从兔耳缘静脉注射20%乌拉坦（1g/kg体重，注射了13ml），待兔麻醉后，将其仰卧，先后固定四肢及兔头(此时家兔惊醒，补助乌拉坦6ml)。
3、剪去颈前部兔毛，正中切开皮肤5-6cm，用止血钳纵向分离软组织及颈部肌肉，暴露器官及与气管平行的颈动脉。
分离颈动脉，行颈动脉插管。
手术完毕后，用温热的生理盐水纱布覆盖手术创口。
静脉注射肝素，剂量为1000U/kg体重（约为2.58ml）。
4、取1支10ml试管，家兔颈动脉取血1.5ml，摇匀试管内血液，防止凝血。
5、沿对侧耳缘静脉缓慢注射10%水杨酸钠150mg/kg（因注射过程中发现部分药品漏出，补注了一部分，估计约为3.9ml）。
于注射后1、3、5、10、20、50、80、110min分别颈动脉放血1.5ml入相应的试管并摇匀。
6、取10支10ml离心管，水杨酸注射前取血管子标为“对照”，水杨酸注射之后不同时间取血管标为相应“取血时间”，另有1个管子没有取血，直接加入配置好的0.06%水杨酸钠标准液标为“标准”，按下表加入样品及试剂：7、8、各试管取上清液3ml加入另一套干净试管中，再加入10%三氯化铁0.3ml，混匀显色。
2015-动物实验基本操作D动针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，如果动物挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，重新插入。
灌胃针前端达到膈肌水平，即可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进入胃内。
如不通畅，且动物挣扎厉害，须拔出重新操作。
2、皮下注射左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。
3、肌肉注射选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如臀部或股部。
（肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射）4、腹腔注射 A、左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。
B、右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3-5mm。
C、再使针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。
5、静脉注射（尾静脉注射） A、大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。
注射前，先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替).B、拔去尾部静脉走向的毛，用75％酒精棉球反复擦拭鼠尾，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。
C、尽量从静脉的远心端刺入血管，回一下血，将药液缓慢注入。
D、注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。
二、采血1、心脏采血将动物仰卧固定在鼠板上，剪去胸前区部位的被毛，消毒。
在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手持注射器选择心搏最强处穿刺。
当针穿刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量自动进入注射器。
如不需保留动物存活时，也可麻醉后切开动物胸膛，直接用注射器刺入心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
2、摘眼球采血用左手抓住动物颈部皮肤，并将动物轻压在实验台上，稍微侧卧，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，使动物眼球突出并充血，用弯头镊子迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
实验动物的给药方法在动物实验中,为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化,常需要将药物注入动物体内;给药的途径和方法多种多样,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定;一注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射;①小鼠在背部或前肢腋下,大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射,拔针时,轻按针孔片刻,防药液逸出;2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应; 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化,作为皮肤血管通透性观察指标之一;方法是：将动物注射部位的毛剪去,消毒后,用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内,然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液;注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘;3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射;肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位,多选臀部;注射时针头要垂直快速刺入肌肉,如无回血现象即可注射;给大、小鼠作肌肉注射时,选大腿外侧肌肉进行注射;4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下,沿皮下向前推进约0.5厘米,再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感,回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液;此法大小鼠用的较多;5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身,迅速奏效;但排泄较快,作用时间较短;①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射;鼠尾静脉共有3根, 左右两侧和背侧各1根,两侧尾静脉比较容易固定,故常被采用;操作时,先将动物固定在暴露尾部的固定器内可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替,用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针;开始注射时宜少量缓注,如无阻力,表示针头已进入静脉,这时用左手指将针和尾一起固定起来,解除对尾根部的压迫后,便可进行注射;如有白色皮丘出现,说明未穿刺入血管,应重新向尾部方向移动针头再次穿刺;注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血;如需反复注射,尽量从尾的末端开始;一次的注射量为每10g体重～;②豚鼠的静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉;鼠的静脉管壁较脆,注射时应特别注意;③兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉,因其表浅易固定;注射部位除毛,用75％的酒精消毒,手指轻弹兔耳,使静脉充盈,左手食指和中指夹住静脉的近心端,拇指绷紧静脉的远心端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器,尽量从静脉的远端刺入血管,移动拇指于针头上以固定,放开食、中指,将药液注入,然后拔出针头,用手压迫针眼片刻以止血;④狗的静脉注射：狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉;注射部位除毛后,在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧,使血管充盈,从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入,回抽注射器针栓,如有回血,即可放开像皮带,将药液缓缓注入;6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊,注入药物甚易吸收;腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径;一般多选用腹部淋巴囊给药;注射时将针头从蛙大腿上端刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊,然后注入药液;二经口给药法1. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取;一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验,制造某些与食物有关的人类疾病动物模型;此法优点是简单方便,缺点是剂量不能保证准确,且动物个体间服药量差异较大;大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时,可将药物用镊子或手指送到舌根部,迅速关闭口腔,将头部稍稍抬高,使其自然吞咽;2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法;此法剂量准确;灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内;灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成;小鼠的灌胃针长约4～5cm,直径为1mm,大鼠的灌胃针长约6～8cm,直径约1.2mm;灌胃针的尖端焊有一小圆金属球,金属球为中空的;焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道;针头金属球端弯曲成20°左右的角度,以适应口腔、食道的生理弯曲度走向;①鼠类的灌胃法：用左手固定鼠,右手持灌胃器,将灌胃针从鼠的口腔插入,压迫鼠的头部,使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道,可感到轻微的阻力,此时可略改变一下灌胃针方向,以刺激引起吞咽动作,顺势将药液注入;一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm,大鼠或豚鼠为4～6c m;常用灌胃量小鼠为～1ml,大鼠1～4ml,豚鼠1～5ml;②狗、兔的灌胃法：先将动物固定,再将开口器的小孔插入动物口中,再慢慢沿上鄂壁插入食道,将灌胃管的外端浸入水中,如有气泡逸出,则说明灌胃管误入气管,需拔出重插;插好后,将注射器连于灌胃管将药液推入;灌胃结束后,先拔出灌胃管,再拿出开口器;一次灌胃能耐受的最大容积兔为80～100ml,狗为 200 ～250ml;三其它途径给药方法1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药;如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等,特别在毒理学实验中应用更为广泛;2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等,均需采用经皮肤给药方法;如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后,将一定的药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸收;3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液;4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后观察接种后的各种变化;5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉;兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替;6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制;大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见的给药方法之一;灌胃所用的针头可以从市场上购买,操作方法和小鼠灌胃大同小异,只是由于大鼠体积较大,抓大鼠的手法和小鼠有所不同;大鼠灌胃是在清醒状态下进行的,不需要麻醉;大鼠的灌胃针长约6～8cm,直径约1.2mm;大鼠灌胃时,右手持灌胃注射器,左手拇指和食中二指相对,抓住大鼠颈部皮肤,使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线,不需要固定大鼠的尾巴,就可以实施灌胃操作了,其余的操作均和小鼠一样;大鼠一般灌胃量为1ml/100g体重,因此一般大鼠灌入2ml是可以的;大鼠的灌胃给药体积一般为5～10ml/kg;但是药物的浓度是需要自己按照动物实验方法学的方法进行换算：200g大鼠对应70kg人的折算系数为;二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式,尤其是在麻醉时;常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射;大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同;1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器,配合～7号针头;2.腹腔注射时右手持注射器,左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴,另外三个手指抓住大鼠的颈部,使大鼠的头部向下;这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部,防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官;进针的动作要轻柔,防止刺伤腹部器官;3.尤其是对于体重较小的大鼠,腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离,最好是从腹部一侧进针,穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔,注射完药物后,缓缓拔出针头,并轻微旋转针头,防止漏液;4.大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg;三、大鼠尾静脉注射这也是常见的操作,稍微有点难度,没有指导的话,一开始可能会感觉有点手足无措;但是可以肯定的说,只要掌握了方法,大鼠的尾静脉注射还是很容易的;总的来说,大小鼠的尾静脉注射难度相当,熟练后,大鼠应该比小鼠注射更容易,因为大鼠的尾巴较粗,而且血管也较粗,进针的手感比较好找;但是大鼠年龄增大后,尾部鳞片也较厚,此时尾静脉注射难度会加大,进针点宜选择两个鳞片的间隙,以利于针尖顺利刺入;操作步骤：1. 首先要固定大鼠,最简单的固定方法就是把大鼠麻醉,然后大鼠躺在那里不动,就可以顺利操作了;但是我们往往需要多次给药,就是单次给药的话,每只都麻醉的话,也很麻烦,而且还要考虑麻醉对实验结果和动物的影响,因此,有必要找另外的方法固定了;再有的固定方法就和小鼠类似,做一个圆筒,最好是金属做的,可以在当地的铁匠铺,或者买白铁铺里面定做首先是金属比较结实,而且可以用来固定在铁架台上,方便操作;圆筒的一段有个盖子可以拿下来,盖子中间有个小孔,可以让大鼠的尾巴伸出来中间的小孔可以用胶布缠一下,防止锐利的边缘割伤大鼠尾巴;另外一段可以用金属网的结构,网的形状可以做成子弹头的头端形状;网状结构可以让光线透近来,方便大鼠钻进圆筒里面;圆筒的长度约15～20cm,直径约5～8cm,可以做个系列长度和直径的圆筒,适合不同大小的大鼠;操作的时候,可以把圆筒固定在铁架台上面,有铁丝网的一面稍微向上,拔下另外一头的盖子,抓住大鼠的尾巴,悬空大鼠,让大鼠的头部靠近圆筒,稍微引导一下,大鼠就会钻进圆筒,将大鼠的尾巴穿过盖子中间的小孔,盖上盖子,向外拉直大鼠尾巴,就可以进行下一步操作了;也有直接利用大鼠笼盖的铁丝网固定大鼠,向上面小鼠固定的方法固定大鼠,那是高手所为,总共只需要一次到两次的静脉注射时可以试用,不推荐使用;2.固定好大鼠后就是注射了,一般用一次性的5ml的注射器,去除针头,接上号的头皮针,用头皮针穿刺,个人感觉比较方便,而且便于固定针头;3.注射前首先要让大鼠的血管充盈;可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法,一般水浴温度45度左右,大概2分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张,用电吹风的热风吹大鼠尾部,这种使静脉扩张的方法不但快而且操作方便,但要控制好吹的方式,不要弄伤动物;若大鼠的血管很不清楚,推荐采用温水浸泡的方法,水温以不烫手为宜;温水浸泡2～3分钟后,取出大鼠尾巴,用干棉球擦拭;等一会儿,待血管充盈后,酒精棉球擦拭后就可以进针了;若血管还不充盈,可以反复用温水浸泡,切不可冒险注射,除非你手法很熟练,另当别论;4.大鼠尾部共有四条血管,一般认为左右的两条静脉比较容易注射,多采用这两条静脉进针;一般要求进针部位靠近大鼠的尾端,这样若注射失败的话,还可以再向上选择进针点;但是进针部位也不可以太靠下,因为越往下,静脉越细,操作越难,一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比较好;5.最关键的就是进针了;进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴,让大鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲,进针点靠近拇指指甲;针头和血管呈约30°角,针尖斜面朝上,轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行,一般情况下一次就可以进入血管,可以将针头刺入血管一大半,轻轻回抽针栓,看见有明显的回血,就可以推注药液了,正常情况下,推注的过程应该没有明显阻力,血管也不会鼓起;推液时动作宜轻柔,若发现血管鼓起,那是针头没有刺入血管,需立即拔出针头,重新注射;正常情况下,均可以看见回血,若没有回血,9成是没有进入血管,不要推药,拔出针头,重新穿刺,以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿,加大穿刺的难度,若是带有颜色的液体,如伊文斯兰,就更要注意6.注射结束后,轻轻拔出针头,可以用干燥的棉球压一下进针点,防止液体回漏;四、大鼠舌静脉注射大鼠的舌静脉给药比较少见,因为他需要在麻醉状态下方可以操作;不麻醉的情况下也不是不可以,但是若不麻醉的话,既不符合动物福利,也很容易失败,而且操作人员也容易受伤;一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血的实验中,垂体后叶素的静脉注射采用舌静脉注射;1.舌静脉注射一般采用1ml注射器,配4号针头;2.大鼠麻醉后,仰卧位固定在鼠板上,牙齿也固定好;右手持眼科镊,轻轻拉出大鼠舌头,左手拇指和食指轻轻捏住舌尖,可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚的静脉,一般右侧的比较顺手我是右撇子,左手稍微绷紧大鼠舌头,不要绷的太紧,这样静脉会看的不清楚,以能拉直大鼠舌头,且能清楚看见血管为宜;3.右手持注射器,针尖斜面朝上,和舌头血管呈15°角,挑刺入血管;舌静脉非常浅,针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了,轻轻推注药液,若发现舌头有鼓起,则是注射失败;这样注射点很容易出很多学,形成血肿,这侧静脉想再次注射就很困难了,那么最好就选用另外一侧静脉了;4.舌静脉血流很丰富,拔针时一定要用干棉球压迫注射点,帮助止血;5.正常的舌静脉注射不影响大鼠的进食;五、大鼠经皮肤给药首先需要脱毛可以配制8%的硫化钠溶液,也可以自配脱毛剂,配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为3：1：7,加水混合成糊状软膏;用棉签将脱毛剂涂在要脱毛的部位,观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净的水将脱毛部位清洗干净,大鼠一般用腹部皮肤,小鼠可用背部皮肤;六、大鼠鞘内给药鞘内给药有两种方式：一是急性给药,二是长期慢性给药;慢性给药,具体的说应该是在暴露出寰枕膜后将PE10管插入蛛网膜下隙,至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确,然后将PE10管插入7.5cm达腰膨大水平,固定并缝合即可;注射反意寡核苷酸,所以直接在L4～5椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药,选做好插入深度标记的PE-10导管,根据动物大小和所需埋置的脊髓节段,决定好插入深度,一般270～320g的大白鼠腰骶部约7.5cm,胸段约5～5.5cm;给药：将4号注射针头锯断,并磨尖,插在PE-10导管上,导管另一端接在另一接又注射器的4号针头上,给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好的PE-10导管相接即可;七、大鼠阴道给药大鼠阴道给药方法类似于小鼠,而且大鼠的生殖道比小鼠要长一些,会比小鼠操作相对容易一些;小鼠阴道内感染,是往小鼠阴道内注射感染菌液,开始感染时采用的是用小儿科的头皮针改做的软管向小鼠生殖道内注射,但因为小鼠生殖道很浅,而且软管本身占有小鼠生殖道的一部分体积,导致主入的菌液易漏,后来尝试用50ul的加样器每次取20ul,采取多次注射的办法;做此类实验主要是注意感染的药物或液体不要漏出来,可以采取多次注射的办法;八、大鼠鼻腔给药1.有滴鼻和喷雾两种常见方式喷雾其实就是雾化吸入;滴鼻给药没有办法达到雾化吸入的效果;雾化吸入需要有雾化设备,一般医院的都有,但是医院的如果借不出来,自己家里的加湿器也可以凑合;雾化给药的时候,要把大鼠放在一个相对比较密闭的的容器中当然要有透气孔,让大鼠尽可能多地接触药物,但是好象没有专门的这种容器,一般都是自制的,材料最好是有机玻璃;如果需要一只一只给药的话,那么大鼠固定器也可以着用;雾化的时间如果没有特殊要求,一般来说是半个小时;从药物进入体内分布的部位来看,滴鼻应该作用于局部为主,而喷雾/雾化吸入等给药方式可使药物进入气管,肺等部位,吸收情况应该有比较大的不同;2.鼻内接种动物先进行麻醉后,以左手食指和拇指抓住动物双耳部,翻转动物身体置于左手掌内,使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器,将接种药物,逐滴滴入动物鼻内;接种量不宜过多：大鼠为～小鼠为～；豚鼠与兔可为2ml;。
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置原则一、引言动物体内药物代谢动力学研究是药物研发过程中非常重要的一环。
通过对动物体内药物代谢动力学进行研究，可以了解药物在动物体内的吸收、分布、代谢和排泄情况，有助于制定合理的用药方案和药代动力学参数。
而在进行动物体内药物代谢动力学研究时，剂量设置是非常关键的一步，只有合理的剂量设置才能保证研究结果的准确性和可靠性。
本文将从深度和广度的角度探讨动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置原则。
二、剂量选择原则1. 考虑药物的特性在进行动物体内药物代谢动力学研究时，首先需要考虑药物本身的特性。
包括药物的化学结构、生物利用度、半衰期、药效学等特性。
不同药物的特性不同，对于相同种类的动物，其最佳的剂量也可能会有所不同。
2. 确保安全性在进行剂量设置时，一定要确保动物的安全性，避免因为剂量过大而对动物造成不良影响甚至逝去。
一般来说，需要进行一系列的预实验来确定最终的剂量。
3. 参考先前研究为了更好地确定合适的剂量，可以参考先前的相关研究。
在进行动物体内药物代谢动力学研究时，常常会有一些文献或者数据库可以提供一定的参考范围。
4. 考虑实验目的在进行动物体内药物代谢动力学研究时，剂量设置还需要考虑实验的具体目的。
如果是为了确定药物的代谢动力学参数，那么剂量通常会比较低；如果是为了观察药物在高剂量下的代谢情况，那么剂量就会相应提高。
5. 考虑实验动物的特性在进行动物体内药物代谢动力学研究时，还需要考虑实验动物的特性，比如种属、体重、芳龄等因素。
不同种属的动物对于相同药物的代谢情况往往有所不同，因此在进行剂量设置时，需要充分考虑实验动物的特性。
三、个人观点和理解在进行动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置时，需要考虑诸多因素，而且这些因素之间可能会相互影响。
在实际操作中需要谨慎对待，不能简单地依据一两个原则就做出决定。
从我个人的经验来看，剂量设置是一个需要不断实践和总结的过程，只有在实际操作中不断积累经验，才能更好地掌握剂量设置的原则。
基本技能操作经验总结（一）家兔的给药、基本手术及相关仪器的初步使用1.家兔的捉拿【实验方法】先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦其跑动，一只手迅速抓住兔的颈背部的皮毛，慢慢提起家兔，然后用另一只手轻轻托住臀部，尽量使兔处在舒适、放松的状态。
【注意事项】避免抓住耳朵提拿家兔，这样不但会损伤家兔的耳朵，而且易引起家兔的紧张并激起挣扎和反抗。
抓取动物时手法不当，动作过激导致家兔惊吓，产生强烈挣扎而长时间处于激动状态，大脑皮层细胞兴奋阈值增加，肾上腺素的释放，大脑中枢电位频率增高，大脑皮层运动区过度兴奋，导致麻醉效果不佳。
2.家兔的称重与放置【实验方法】兔笼放置在电子秤上，去皮。
将兔子脖子卡住兔笼头端的凹槽，盖上兔笼盖，使兔子呈趴伏状，记录数据。
压住兔笼盖和后座，将兔笼转移到操作台准备实验。
【注意事项】兔笼重量提前去皮；尽量避免头尾不对应；时刻注意压住兔笼盖，避免转移途中兔子挣脱。
3.耳缘静脉麻醉【实验方法】穿刺前准备工作：穿刺前应拔除待穿刺血管部位的兔毛，轻柔或以手指轻弹待穿刺的血管使其充血扩张，或用酒精棉球涂擦待穿刺的血管使血管扩张。
穿刺手法：左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持头皮针尽量从静脉的远端刺入。
若回抽注射器有暗红色血液流出或注射时若无阻力、无隆起现象，说明针头在血管内。
移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液缓慢注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
注：本实验所用麻醉药——乌拉坦用药剂量为1000 mg/Kg。
【注意事项】1. 进针部位宜选择在耳缘静脉远心端的血管段，若穿刺失败，可向近心端前移一段再进行穿刺；2.可利用酒精棉球擦拭使耳缘静脉血管扩张，便于操作；3.静脉注射必须缓慢（大概每分钟推送5ml ），同时观察家兔肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。
在注射麻醉药物时，可先用麻醉药物总量的三分之二，密切观察动物生命体征的变化，若已达到预计麻醉效果剩余药液可暂不注射，以避免麻醉过深抑制呼吸中枢导致动物死亡；4.实验动物的固定【实验方法】将动物麻醉后，仰卧位固定于手术台上，颈部伸直，口腔与气管成一直线，保持气管畅通。
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
