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病毒TCID50测定的标准操作规程（编号：014）
1、目的及适用范围
该SOP 适用于病毒滴度测定，即病毒半数感染量TCID 50的测定。
2、主要仪器及试剂
倒置显微镜、细胞培养箱、微量移液器、DMEM 细胞培养液、小牛血清、0.1M PBS 、胰酶
3、操作步骤
3.1准备细胞：取生长良好的细胞，按常规方法消化，运用10%FBS DMEM 制备细胞悬液；对细胞进行计数，调整细胞浓度为1×10个/mL 的悬液，然后加入到96 孔细胞培养板上，100µL/孔。
37℃，5%CO 培养一定时间使其铺满单层。
523.2准备病毒：将待测定病毒进行10倍梯度稀释，选取6-8个梯度进行试验。
3.3感染病毒：96孔板中细胞长满单层后，将培养液吸出，加入稀释好的病毒也，每个梯度8-16孔，每孔100μL ，置37℃，5%CO 培养一定时间后观察病变孔数并记录。
23.4 根据如下方法计算
3.4.1Reed －Muench 氏法
例：某病毒其稀释度及接种细胞后观察到的CPE 结果如下： 病毒稀释度
出现CPE 的孔数 103
16/16 104
16/16 105
16/16 106
13/16 107
7/16 108
1/16 109
0/16
1010 31。
病毒TCID50测定病毒TCID50测定是一种常见的病毒滴度测定方法。
下面将介绍具体的操作步骤。
首先，需要准备好细胞。
取出一块细胞培养板，每个孔铺成单层大约60％丰度即可接种病毒。
对照选取16个孔即可。
注意不要窜孔，保证实验条件一致。
其次，稀释待测病毒液。
可以采用A法或B法。
在A法中，向每支试管中加入1.8ml病毒稀释液，依次10倍系列稀释至适宜浓度。
在B法中，可以根据病毒大致的滴度确定稀释的倍数，并根据接种的孔数稀释病毒。
接下来，进行接种。
用多道加样器吸去96孔板中的培养液，吸取孵育液加在每孔中再轻轻吹打一次，然后吸出孵育液。
将稀释好的病毒液加到96孔板上，每孔100µl，根据观察的惯，一般从右到左，从上到下，从高稀释度到低稀释度到原液加样。
切记要设置正常的细胞对照，每次实验要重复4次，计算标准差。
最后，进行培养。
37℃CO2培养箱中孵育1h，取出培养板吸去病毒液，加入维持液200µl继续在37℃CO2培养箱中培养。
实验方法将待检病毒接种于细胞培养物中，培养时间为5天，培养温度为37℃，CO2浓度为5%。
测定结果取出培养板，使用显微镜观察细胞病变情况。
根据病变程度，计算出病毒的浓度。
计算方法1) ___-Karber法利用病变程度计算出病毒的50%细胞传染量（CCID50），计算公式为：LgCCID50/0.2ml= -（X-d/2 + d×∑R1/N1）,其中X代表全部病变最低稀释度对数，d代表稀释因数对数，N1代表每个稀释度所种的孔数，R1代表病变孔数，∑代表积和。
2) Reed-Muench法观察细胞病变情况，找出能引起半数细胞感染的病毒稀释倍数，按照Reed和Muench公式计算出该病毒液的50%细胞传染量（TCID50）。
根据实验结果，能使50%细胞感染的病毒稀释度在10^-4~10^-5之间，根据Reed和Muench公式计算出TCID50.。
tcid50法TCID50法是一种常用的病毒感染力测定方法，用于评估病毒的感染力和浓度。
TCID50法全称为50%细胞传染病毒感染量法，是通过观察细胞感染情况来确定病毒的感染量。
下面将介绍TCID50法的原理、步骤和应用。
一、原理TCID50法是通过连续稀释病毒悬液，将其与细胞共培养，观察细胞感染情况，最后根据感染阳性和阴性的比例计算病毒的感染量。
具体原理如下：1. 取一定量的病毒悬液，进行连续稀释。
2. 将不同稀释度的病毒悬液与细胞共培养。
3. 观察培养后的细胞，根据细胞的感染情况判断阳性和阴性。
4. 根据阳性和阴性的比例，使用统计学方法计算出病毒的感染量。
二、步骤TCID50法的操作步骤如下：1. 准备好所需的培养基、细胞和病毒悬液。
2. 进行病毒的连续稀释，一般为10倍稀释。
3. 将不同稀释度的病毒悬液分别与细胞共培养，通常为96孔板形式。
4. 培养一定时间后，观察细胞的感染情况，记录阳性和阴性的孔数。
5. 根据阳性和阴性的比例，使用统计学方法计算出病毒的感染量。
三、应用TCID50法广泛应用于病毒学研究和生物制品生产中，具有以下几个方面的应用：1. 评估病毒的感染力：通过TCID50法可以确定病毒的感染力大小，对于病毒学研究和防控具有重要意义。
2. 测定病毒的浓度：通过TCID50法可以估算病毒的浓度，为病毒制备和应用提供参考。
3. 监测疫苗效果：通过TCID50法可以评估疫苗的效果，判断其对病毒的抑制作用。
4. 生物制品质量控制：TCID50法可以用于生物制品的质量控制，保证产品的安全有效性。
总结：TCID50法是一种常用的病毒感染力测定方法，通过观察细胞的感染情况来评估病毒的感染量。
其原理简单易懂，步骤清晰明了。
TCID50法在病毒学研究和生物制品生产中具有重要应用价值，可以评估病毒的感染力和浓度，监测疫苗效果，并用于生物制品的质量控制。
通过TCID50法的应用，可以更好地了解和控制病毒的感染过程，为病毒学研究和疫苗生产提供科学依据。
tcid50计算方法TCID50计算方法。
TCID50是一种用于测定病毒感染力的方法，它是一种常用的病毒滴度测定方法，也是一种间接滴度测定方法，其全称为50%组织培养传染病毒感染量。
TCID50的计算方法对于病毒学研究和病毒治疗具有重要意义。
下面将介绍TCID50的计算方法。
首先，准备一系列含有不同稀释度的病毒悬液，通常是10倍稀释。
然后将这些病毒悬液分别接种到一系列细胞培养物中，每种稀释度接种若干个孔。
接种后，将培养皿放入恒温箱中培养一段时间，等到细胞出现病毒感染的特征，如细胞变形、溶解等。
接下来，观察每个孔中细胞的感染情况，记录下每个稀释度下有感染的孔数。
然后，根据每个稀释度下的感染孔数，利用统计学方法计算出病毒的滴度。
TCID50的计算方法是根据每个稀释度下的感染孔数，利用统计学方法计算出病毒的50%感染量。
具体计算方法是通过对每个稀释度下的感染孔数进行Log10转换，然后利用线性插值法计算出50%感染量对应的稀释度。
最后，根据插值计算出的稀释度，可以得出病毒的TCID50值。
在进行TCID50计算时，需要注意以下几点。
首先，稀释度的选择要合适，一般需要选取一系列不同浓度的病毒悬液，以便可以观察到感染孔数的变化。
其次，接种细胞的方法和条件要统一，以保证实验结果的可比性。
最后，对于每个稀释度下的感染孔数，需要进行统计学分析，确保计算出的TCID50值准确可靠。
总之，TCID50的计算方法是一种重要的病毒滴度测定方法，通过对不同稀释度下的感染孔数进行统计学分析，可以计算出病毒的50%感染量，从而评估病毒的感染力。
这种方法在病毒学研究和病毒治疗中具有重要意义，可以为疾病的预防和控制提供重要依据。
因此，研究人员在进行病毒感染力的测定时，可以选择TCID50的计算方法，以获得准确可靠的实验结果。
查看文章病毒TCID50测定（组织半数感染量）方法步骤2009-11-27 21:50操作步骤(1) 准备细胞取出一块细胞培养板，每个孔大约传8000～10000个细胞（一个T25瓶的细胞消化后加10ml培养液正好传一块96孔板，要传匀）。
每个孔的细胞铺成单层大约60％丰度即可接种病毒（下午传好板第二天早上就能用）。
细胞对照选取16个孔即可。
滴定与对照可以在一块培养板上进行，操作中注意不要窜孔。
也可以分别在不同的细胞培养板上进行，但要保证实验条件一致。
(2) 稀释待测病毒液。
A法为参考书上标准的操作方法B法参照书将液体量减少后的结果病毒稀释液根据是否需要胰酶来选择适合的液体，无论哪种都无血清。
A向每支试管中加入1.8ml病毒稀释液。
向1号试管中加入0.2ml病毒，依次10倍系列稀释至适宜浓度，最后一支试管。
B在EP管中用无血清的孵育液10倍倍比稀释病毒原液(10-1，10-2…10-10等)，根据病毒大致的滴度确定稀释的倍数。
首次滴定可以多稀释几个滴度。
根据接种的孔数稀释病毒，常规每个稀释度接种4孔，则每个稀释度配500µl，即10-1为50µl 加入450µl的孵育液中；如每个稀释度接种8个孔，则各配制1ml，即10-1为100µl加入900µl 孵育液中。
若接种8个孔，则相应增加液体量。
上述的配液并不是固定不变的，可以根据接种的量自行调整。
【！此步操作注意事项：1）建议每个稀释度接种8个孔，若要统计分析则还要增加至16个孔。
2）病毒稀释过程中一定将病毒液与孵育液充分混匀。
2）此过程中需要使用加样器和tip头。
使用前用75%乙醇擦拭加样器，并用紫外线照射20min，确保无菌。
使用新高压的tip头，外包装一定在超净台（或安全柜中打开）。
】(3) 接种取细胞培养板，用多道加样器（又称排枪）吸去96孔板中的培养液，吸取孵育液加在每孔中再轻轻吹打一次，然后吸出孵育液（此步目的是去除血清，因为血清能干扰病毒的吸附）。
tcid50计算方法一、什么是tcid50tcid50是一种用于测定病毒感染力的计算方法，全称为50%组织培养传染量（50% tissue culture infectious dose）。
简单来说，tcid50是表示50%感染组织培养细胞所需的病毒数量。
要计算tcid50，需要进行以下步骤：1. 首先，将待测病毒样品进行一系列稀释。
通常，会进行10倍的稀释，如1:10、1:100、1:1000等。
每个稀释液通常都设置3个或更多的重复。
2. 将每个稀释液分别接种到细胞培养板中的细胞上。
细胞培养板通常分为96孔板，每孔有一定数量的细胞。
3. 在接种后，将细胞培养板放入恰当的条件下培养，让病毒感染细胞。
4. 一段时间后，观察细胞的变化。
如果细胞被病毒感染，细胞会出现病毒感染的特征，如细胞形态改变、细胞死亡等。
5. 根据观察结果，记录每个稀释液中感染细胞的情况，包括阳性孔和阴性孔的数量。
6. 使用统计学方法，计算出50%感染组织培养细胞所需的病毒数量。
这个数量就是tcid50值。
三、tcid50的应用tcid50是一种常用的病毒感染力测定方法，广泛应用于医学、生物学、农业等领域的研究中。
它可以用来评估病毒的感染力，研究病毒的病原性、传播途径等。
在疫苗研发中，tcid50可以用来评估疫苗的有效性。
疫苗通常会被稀释后接种到细胞上，通过计算tcid50可以确定疫苗的效果，以及需要接种多少疫苗才能达到预期的免疫效果。
tcid50还可以用于病毒感染的流行病学研究。
通过测定不同病毒株的tcid50值，可以比较它们的感染力，从而了解病毒的传播途径、传播速度等信息。
总结：tcid50是一种常用的病毒感染力测定方法，通过稀释病毒样品、接种细胞培养板、观察细胞变化等步骤，计算出50%感染组织培养细胞所需的病毒数量。
tcid50的应用广泛，可以用于评估疫苗的有效性，研究病毒的病原性和传播途径等。
通过tcid50的计算，可以更好地了解病毒的特性，为疫苗研制和疾病防控提供科学依据。
tcid50计算方法
TCID50计算方法。
TCID50是一种常用的病毒滴度计算方法，它是指50%组织培养感染病毒量（Tissue Culture Infective Dose 50）。
在病毒学研究中，我们经常需要对病毒样本
进行浓度测定，而TCID50计算方法就是一种常用的测定方法之一。
下面将介绍TCID50计算方法的具体步骤和原理。
首先，我们需要准备好病毒样本和细胞培养物。
病毒样本可以是我们从临床样
本中分离得到的病毒，也可以是实验室中培养得到的病毒株。
而细胞培养物则是我们用来培养病毒的细胞系，常用的细胞系有Vero细胞、MDCK细胞等。
接下来，我们需要进行稀释。
首先将病毒样本进行一定倍数的稀释，然后将稀
释后的病毒样本与细胞培养物混合，在培养皿中形成不同的稀释度。
每种稀释度都要设置3个平行样本，以确保实验结果的准确性。
然后，将培养皿放入恒温培养箱中进行培养。
在培养的过程中，病毒会感染细
胞并复制，最终形成病变。
我们观察培养皿中的病变情况，根据病变的程度来确定病毒的滴度。
最后，根据病变的程度，利用统计学方法计算出TCID50。
通常采用Reed-Muench法来进行计算，该方法通过对病毒感染的阳性和阴性结果进行统计学分析，最终得出TCID50的数值。
总的来说，TCID50计算方法是一种常用的病毒滴度计算方法，它通过对病毒
感染细胞的情况进行观察和统计学分析，来确定病毒的滴度。
这种方法简单、快捷，并且能够得到比较准确的结果，因此在病毒学研究中得到了广泛的应用。
希望本文介绍的TCID50计算方法对您有所帮助。
组织培养半数感染量－TCID50滴定的具体步骤组织培养半数感染量－TCID50滴定的具体步骤：(1)流感病毒制备利⽤鸡胚尿囊腔接种法制备流感病毒，收获尿囊液，⾎凝实验测定病毒的存在，分装后－70℃冻存。
(2)病毒的稀释1)取1管冻存病毒尿囊液，1:100稀释（100微升病毒液+9.9毫升稀释液）2)第1排孔加⼊146微升1:100稀释过的病毒液，然后做系列半对数稀释，使之成10-2、10-2.5、10-3、10-3.5……10-7。
每孔含100微升病毒液，每个稀释度重复4孔，详细操作参见图1。
* ⼈流感病毒⼀般在胰酶存在的条件下才能感染MDCK细胞，因此病毒稀释液中需加⼊2微克/毫升的TPCK－胰酶。
某些毒性很⾼的禽流感病毒在⽆胰酶存在的条件下即可感染MDCK细胞，因此在测定新病毒滴度时，最好配制含有和不含有胰酶的两种稀释液，以获得最佳结果。
(3)MDCK细胞的准备1)使⽤前2天将MDCK细胞1:100传代，使之70~90%成⽚，处于对数⽣长期的细胞对病毒具有最⼤的敏感性，细胞过度⽣长以及代数太⾼（⼤于30代）将使细胞对病毒的敏感性降低。
2)弃去细胞培养液，⽤5毫升胰酶 / EDTA洗细胞⼀次，然后弃去。
3)加4到5毫升胰酶 / EDTA覆盖细胞（162cm2的细胞培养瓶）37℃ 5%CO2温箱中消化10~20分钟。
4)待细胞开始脱落时，加5~10毫升MDCK细胞培养液，吹打分散细胞，并将细胞转⼊离⼼管中，⽤PBS洗2次，以去除⽜⾎清。
5)将细胞悬浮于病毒稀释液中，⽤1毫升吸管充分吹打分散细胞，在细胞计数板上计数细胞数量。
6)⽤病毒稀释液将细胞稀释成1.5×105细胞/毫升。
7)加100微升细胞（1.5×104细胞/孔）于已稀释好病毒的微量细胞培养板中。
8)在37℃ 5%CO2温箱中培养18－22⼩时。
(4)测定组织细胞半数感染剂量（TCID50）1)弃去微量培养板中的细胞液，250微升PBS洗细胞⼀次。
TCID50可用Reed-Muench法、内插法、或Karber1、Reed-Muench法将病毒液在灭菌小试管内作连续的10倍稀释,即用1ml吸管吸取0.2ml病毒液,加入已装有1.8ml的hanks液或earle液的第一支小试管内,将混合液充分振荡,并另换1支新的1ml 吸管,吹打混合后,吸取0.2ml移入第二管1.8ml的hanks液管中,更换吸管,如上充分振荡和吹打混匀后,再吸取0.2ml移于第三管。
连续如此操作,即可作成连续的一系列10×稀释液。
吸取每一稀释度的病毒液0.1ml,加入于小试管内已长成单层的敏感细胞培养物中,每个稀释度的病毒液接种4-10个细胞管。
于37℃旋转或静置培养,逐日观察（一般需7-10天左右）,直至终点,也就是看到能够引起病毒增殖（根据细胞病变或血凝素测定等）的病毒最高稀释度。
按表14-2所举例子（每个病毒稀释液接种8个细胞管）计算TCID50数分别列于第四和第五列（根据箭头所示方向）,第六列为细胞管总数,第七列为出现细胞病在10-3（91.6％）和10-4（40％）变的细胞管数占细胞管总数的百分率。
可见该病毒株的TCID50之间,其确切稀释倍数可按下列公式计算：91.6（高于50％的百分数）-5091.6（高于50％的百分数）-40（低于50％的百分数）＝41.6/51.6＝0.8应是0.1ml 将由上式获得0.8加在高于50%死亡的稀释度的对数（3）上,因此该病毒的TCID50。
10-3.8稀释的病毒液。
查反对数得6310,即该病毒6310倍稀释液0.1ml等于1个TCID502、内插法在计算出表14-2第七列,即出现细胞病变的细胞管数的基础上,也可按内插法计算：91.6（高于50％的百分数）-40（低于50％的百分数）50（半数量的比率）-40（低于50％的百分数）＝（相应的病毒液稀释度的对数）-（-4）（40％相应的病毒液稀释度的对数）/TCID50的对数-（-4）（40％相应的病毒液稀释度的对数）解上式得TCID的对数为0.8,结果与Reed-Muench503、Karber法按表14-3及5 Karber公式计算TCID效价：50s＝阳性管比率总和。
病毒TCID50测定病毒TCID50 测定操作步骤(1) 准备细胞取出⼀块细胞培养板，每个孔⼤约传8000?10000个细胞(⼀个T25瓶的细胞消化后加10ml 培养液正好传⼀块96 孔板，要传匀)。
每个孔的细胞铺成单层⼤约60 ％丰度即可接种病毒(下午传好板第⼆天早上就能⽤)。
细胞对照选取16 个孔即可。
滴定与对照可以在⼀块培养板上进⾏，操作中注意不要窜孔。
也可以分别在不同的细胞培养板上进⾏，但要保证实验条件⼀致。
(2) 稀释待测病毒液。
A 法为参考书上标准的操作⽅法B 法参照书将液体量减少后的结果病毒稀释液根据是否需要胰酶来选择适合的液体，⽆论哪种都⽆⾎清。
A 向每⽀试管中加⼊1.8ml 病毒稀释液。
向1 号试管中加⼊0.2ml 病毒，依次10 倍系列稀释⾄适宜浓度，最后⼀⽀试管。
B在EP管中⽤⽆⾎清的孵育液10倍倍⽐稀释病毒原液(10-1 , 10- 2…10-10等)，根据病毒⼤致的滴度确定稀释的倍数。
⾸次滴定可以多稀释⼏个滴度。
根据接种的孔数稀释病毒，常规每个稀释度接种4孔，则每个稀释度配500⼝l，即10-1 为50 ⼝1加⼊450⼝1的孵育液中；如每个稀释度接种8个孔，则各配制1ml，即10-1为100⼝1加⼊900^1孵育液中。
若接种8个孔，则相应增加液体量。
上述的配液并不是固定不变的，可以根据接种的量⾃⾏调整。
【！此步操作注意事项：1)建议每个稀释度接种8个孔，若要统计分析则还要增加⾄16 个孔。
2)病毒稀释过程中⼀定将病毒液与孵育液充分混匀2）此过程中需要使⽤加样器和tip头。
使⽤前⽤75%⼄醇擦拭加样器，并⽤紫外线照射20min ，确保⽆菌。
使⽤新⾼压的tip 头，外包装⼀定在超净台（或安全柜中打开）。
】（3）接种取细胞培养板，⽤多道加样器（⼜称排枪）吸去96孔板中的培养液，吸取孵育液加在每孔中再轻轻吹打⼀次，然后吸出孵育液（此步⽬的是去除⾎清，因为⾎清能⼲扰病毒的吸附）。
