大鼠血糖实验汇总

糖尿病大鼠在不同血糖浓度下伤口愈合情况实验研究曾文超,巩茹,郭洪敏,巩超,王福宁,赵阳,岳震(山东省济宁市第一人民医院手足踝外科,山东济宁㊀２７２０００)㊀㊀摘要:目的㊀探讨不同血糖浓度对糖尿病大鼠伤口愈合的影响.方法㊀选取普通３~４个月龄雄性大白鼠,通过链唑霉素诱导大白鼠糖尿病模型.将诱导成功的大白鼠根据胰岛素调控血糖水平分为四组,I组:糖尿病诱导后给予胰岛素控制血糖在１６０~１９０m g/d L;Ⅱ组:糖尿病诱导后给予胰岛素控制血糖在１９０~２４０m g/d L;Ⅲ组:糖尿病诱导后给予胰岛素控制血糖在２４０m g/d L以上;Ⅳ组:糖尿病诱导后给予胰岛素控制血糖在１６０m g/d L以下.手术形成创面模型.分别于伤后０(伤后当天)㊁３㊁７㊁１４d处死大鼠.测量伤口愈合面积,观察创面组织病理学改变.结果㊀血糖浓度控制在１６０~１９０m g/d L时,伤口愈合速度最快,其次为血糖低于１６０m g/d L时,巨噬细胞无明显差异.血糖在更高水平时,伤口愈合速度明显减慢,伤口周围组织的巨噬细胞明显减少.结论㊀糖尿病大鼠在低水平高血糖浓度下有利于伤口愈合.关键词:糖尿病大鼠;血糖浓度;病理学改变;伤口愈合E x p e r i m e n t a l S t u d y o fW o u n dH e a l i n g P r o c e s s o fD i a b e t i cR a t s u n d e rD i f f e r e n t B l o o dG l u c o s eC o n c e nＧt r a t i o nZ e n g W e n c h a o,G o n g R u,G u oH o n g m i n,e t a l(H a n da n dF o o t S u r g e r y D e p a r t m e n t,J i n i n g F i r s tP e o p l e＇sH o s p i t a l,J i n i n g㊀２７２０００,C h i n a)A b s t r a c t:O b j e c t i v e㊀T o s t u d y t h e e f f e c t o f b l o o d g l u c o s e l e v e l o n t h ew o u n dh e a l i n g o f d i a b e t i c r a t s．M e t h o d s㊀D iＧa b e t e sm e l l i t u sm o d e lw a sb u i l t b y s t r e p t o z o t o c i n i n j e c t i o n i n m a l e r a t sa g e d３~４m o n t h s．T h ed i a b e t e sm e l l i t u s r a t s w e r ed i v i d e d i n t o f o u r g r o u p s a c c o r d i n g t o t h e l e v e l o f b l o o d g u l c o s e r e g u l a t e db y i n s u l i n．T h ew o u n dm o d e l w a s f o r m e d b y o p e r a t i o n．A f t e r w a r d s,r a t sw e r e k i l l e d a t０(t h e s a m e d a y o f i n j u r y),３,７a n d１４d a y s a f t e r i n j u r y．T h ew o u n dh e a l i n g a r e aw a sm e a s u r e d,i nc o m b i n a t i o nw i t ht h eo b s e r v a t i o no f t h e p a t h o l o g i c a l c h a n g e so fw o u n dt i s s u e s．R e s u l t s㊀W h e n t h eb l o o d s u g a r c o n c e n t r a t i o nw a s c o n t r o l l e d a t１６０~１９０m g/d L,t h ew o u n d h e a l i n g r a t ew a s t h e f a s t e s t,f o l l o w e d b y a t t h e l e v e l l o w e r t h a n１６０m g/d Lw i t hn o s i g n i f i c a n t d i f f e r e n c e i nm a c r o p h a g e s．A t h i g h e r b l o o d s u g a r l e v e l s,t h e h e a l i n g r a t e o fw o u n d sw a sd e l a y e do b v i o u s l y,a n d m a c r o p h a g e s i ns u r r o u n d i n g t i s s u e se x h i b i t e dr e m a r k a b l ed e c r e a s e．C o n c l uＧs i o n㊀I t i sb e n e f i c i a l t ow o u n dh e a l i n g a t l o wl e v e l s o f h i g hb l o o d s u g a r c o n c e n t r a t i o n i nd i a b e t i c r a t s．K e y w o r d s:d i a b e t i c r a t s;d i f f e r e n t b l o o d g l u c o s e c o n c e n t r a t i o n;p a t h o l o g i c a l c h a n g e s;w o u n dh e a l i n g㊀㊀糖尿病及其相关并发症已经成为一个公共健康问题,因为有较高的致残率及死亡率,积极预防㊁治疗糖尿病及其并发症成为一个至关重要的课题.糖尿病足近年来逐渐发展为糖尿病最重要的并发症[１Ｇ２].１/４的糖尿病患者苦于糖尿病足的困扰.糖尿病足部溃疡处置不当导致伤口不愈合,最终发展为难治性溃疡,甚至截肢.根据世界卫生组织的报告,到２０３０年,全球糖尿病的发病率将从１．７１亿上升到３．６６亿[３].本实验旨在研究糖尿病大鼠在不同血糖浓度下创面愈合情况,并与正常血糖浓度下伤口愈合情况进行比较,观察在低水平高血糖时难治性溃疡的生长愈合情况,为人类的糖尿病治疗提供参考.１㊀材料与方法１．１㊀动物准备㊀普通３~４个月龄雄性大白鼠(１８０~２２０g),生活环境为:温度(２４ʃ１)ʎ,湿度４５％~５５％,昼夜１２h 交替.独立透明鼠仓生活,食用全价营养颗粒饲料,饮用医用过滤水,所有实验操作均在上午６点至下午６点.饲养小鼠１个月,持续监测血糖,血糖值为(１３１．４ʃ３６．２)m g/d L,雌雄动物间,各饲养单位间差异无统计学意义,正常血糖值范围可估计为６０~１６０m g/d L.药物准备:链唑霉素由美国s i g m a公司生产,其余普通试剂均为国产.诱导及评估:单次剂量５５m g/k g链唑霉素溶于柠檬酸盐缓冲液腹腔注射,诱导大白鼠糖尿病模型.１０d后测量大白鼠空腹血糖,血清葡萄糖利用血糖分析仪(美国强生公司)评估.血糖水平不低于２５０m g/d L纳入样本范围,根据血糖水平高低分为三组,每组１０只,分别给予皮下注射胰岛素基金项目:山东省医药卫生科技发展计划项目(２０１５W S０４３０)曾文超,巩茹,郭洪敏,等．糖尿病大鼠在不同血糖浓度下伤口愈合情况实验研究[J]．实用骨科杂志,２０１９,２５(２):１４０Ｇ１４２． ０４１ ㊀J o u r n a l o fP r a c t i c a lO r t h o p a e d i c sV o l．２５,N o．２,F e d．２０１９㊀控制血糖,低血糖组(血糖控制在１６０~１９０m g/d L)㊁中血糖组(血糖控制在１９０~２４０m g/d L)㊁高血糖组(血糖控制在２４０m g/d L以上).血糖控制平稳后继续饲养１个月.动物分组:将诱导成功大白鼠根据血糖控制水平依次分为四组.I组:糖尿病诱导后给予胰岛素控制血糖在１６０~１９０m g/d L;Ⅱ组:糖尿病诱导后给予胰岛素控制血糖在１９０~２４０m g/d L;Ⅲ组:糖尿病诱导后给予胰岛素控制血糖在２４０m g/d L以上;Ⅳ组:糖尿病诱导后给予胰岛素控制血糖在１６０m g/d L以下.各组均按照模具在相同部位给予相同面积皮肤切除.１．２㊀手术形成创面模型㊀选择的大白鼠模型均在局部麻醉下进行手术处理.麻醉药物选用５％利多卡因皮下注射,在每只大白鼠背侧去除面积约为１c mˑ１c m全厚皮,形成创面.１．３㊀术后处置㊀分别于伤后０(伤后当天)㊁３㊁７㊁１４d处死大鼠,透明方格纸获取创面形状,利用O s i r i s软件进行创面愈合率测算.取创面组织标本:部分用体积分数１０％甲醛固定后制成石蜡块保存,其余标本一８０ħ保存待用.将石蜡标本制成薄切片,常规H E染色后,光学显微镜下观察创面组织病理学改变.统计学分析:采用S P S S１３．０软件进行数据处理,所有数据以( xʃs)表示,组间比较采用t检验,P＜０．０５为差异有统计学意义.２㊀结㊀㊀果２．１㊀伤口愈合情况㊀伤后３dⅣ组及Ⅰ组创面愈合率稍高于Ⅱ㊁Ⅲ组.但在伤后７d及１４d,Ⅳ组及Ⅰ组创面愈合率明显高于Ⅱ㊁Ⅲ组,差异有统计学意义(P＜０．０１).Ⅰ组伤口愈合率相比Ⅳ组较快,差异有统计学意义(P＜０．０１,见表１).表１㊀糖尿病大鼠创伤模型术后伤口愈合情况( xʃs,mm２)组别３d７d１４dⅠ组１９．７ʃ２．０４９．８ʃ１．５９３．３ʃ２．０Ⅱ组１０．３ʃ１．５１６．５ʃ２．３２１．５ʃ１．８Ⅲ组８．５ʃ１．９１３．２ʃ１．５１７．２ʃ２．０Ⅳ组１６．５ʃ２．１４６．９ʃ２．１８９．３ʃ１．５２．２㊀病理结果㊀显微镜下Ⅳ组㊁Ⅰ组与Ⅱ㊁Ⅲ组相比,皮肤组织结构更加完整,层次清晰,胶原含量较丰富,排列有序,真皮层内炎性细胞浸润少,创面炎性细胞浸润强烈而局限,坏死组织形成㊁脱落及时,创面愈合无明显延迟.巨噬细胞明显增加.Ⅰ组与Ⅳ组相比,巨噬细胞含量明显增加.但Ⅰ组与Ⅳ组巨噬细胞含量差异无统计学意义(见图１).a㊀I组,糖尿病诱导＋胰岛素控制血糖在１６０~１９０m g/d L b㊀Ⅱ组,糖尿病诱导＋胰岛素控制血糖在１９０~２４０m g/d L c㊀Ⅲ组,糖尿病诱导＋胰岛素控制血糖在２４０m g/d L 以上d㊀Ⅳ组,正常血糖范围图１㊀糖尿病大鼠皮肤病理学改变３㊀讨㊀㊀论糖尿病所形成的溃疡是糖尿病后期最常见的并发症之一,也是导致截肢的主要原因之一.目前,关于糖尿病溃疡经久不愈的机制尚不清楚.其愈合过程与其他创面愈合类似,包括:炎症期㊁肉芽组织增生期和组织重建期.目前认为糖尿病溃疡不愈合的主要原因包括:a)局部组织胰岛素水平低下导致的创面组织细胞代谢异常;b)创面局部炎症反应失调;c)晚期糖基化产物在皮肤堆积.研究表明,炎症反应的失调是糖尿病引起的溃疡经久不愈的主要原因[４].在炎症早期,巨噬细胞在趋化因子的作用下,移行至创面周围,在内皮细胞等释放的一系列生物活性１４１㊀实用骨科杂志㊀第２５卷,第２期,２０１９年２月㊀物质的作用下被激活.激活后的巨噬细胞吞噬周围病原微生物;清除异物㊁坏死组织;分泌多种细胞因子,促进创面愈合.创面巨噬细胞浸润数量和功能与皮肤愈合的关系已经得到广泛认同.K a r k k a i n e n认为[５]高血糖水平导致的伤口巨噬细胞浸润受阻是伤口延迟愈合或不愈合的重要原因.在创面修复增生期,巨噬细胞分泌单核细胞趋化蛋白Ｇ１㊁转化生长因子等促进肉芽组织形成,同时巨噬细胞也可以分泌血管内皮生长因子,可以促进新生组织中的血管形成.A l t aＧv i l l a等[６]人认为,在皮肤组织中,巨噬细胞是分泌血管内皮生长因子C的主要细胞之一.M a r u y a m a等人认为糖尿病小鼠皮肤溃疡处的巨噬细胞数量减少,分泌V E G F C的功能降低[７].魏民在研究中发现糖尿病足部非缺血性溃疡难愈合,创面皮肤中巨噬细胞数量减少,分泌V E G F C的功能降低,其主要原因可能为高糖和/或糖基化终末产物的共同作用[８].这可能是糖尿病患者创面难愈合的重要原因之一.在血糖水平较高的情况下,葡萄糖分子与蛋白质分子容易发生一系列化学反应,生成A G E s[９],长时间的高血糖水平导致A G E s沉积于皮肤组织,促使胶原糖基化,形成相互交叉耦联的高分子量物质,不易被生物酶所降解[１０],从而影响组织重塑,导致血管形成障碍,最终创面难以愈合[１１].另外,糖基化反应可影响某些参与创面修复的功能蛋白质分子功能,如糖基化反应使表皮生长因子受体失去信号转导功能,导致血管内皮生长因子等生长因子的促细胞增殖功能减弱,不利于创面修复[１２].另外非酶促糖基化反应过程会释放大量活性氧自由基,导致机体处于氧化应激状态,影响胶原合成,创面愈合延迟[１３Ｇ１４].在本项研究中,证实了高血糖环境下伤口周围组织的巨噬细胞会出现明显减少,并且皮肤组织中的A G E s含量明显增加.两个因素均对伤口的愈合过程产生了不利影响.从伤口愈合的比例来看,也如以前的研究结果相同,高血糖的环境下伤口愈合明显延迟,个别小鼠在高血糖环境下伤口不仅没有缩小,反而扩大.但比较第Ⅰ及Ⅳ组可发现,大鼠血糖维持在稍高于正常血糖(Ⅰ组)的环境下,对伤口愈合没有出现负面影响,反而伤口愈合速度较Ⅳ组快,巨噬细胞及皮肤A G E s无明显差异,可能有其他因素在低高血糖水平有利于伤口新生血管及肉芽组织的形成,这需要进一步实验研究.另外,血糖控制在什么范围会对伤口愈合产生有利环境,仍需进一步实验探索.临床实践中是否会与实验结果相符,也需要进一步临床认证.糖尿病大鼠高血糖浓度会严重影响创面愈合,并随着血糖浓度升高影响愈加明显,但在低水平高血糖浓度下会对伤口愈合产生一定有利环境,这仍需临床上的实践证明.参考文献:[１]B o u l t o n A J,V i l e i k y t eL,R a g n a r s o nＧT e n n v a l lG,e ta l．T h e g l ob a l b u r d e no f d i a b e t ic f o o td i se a s e[J]．L a nＧc e t,２００５,３６６(９４９８):１７１９Ｇ１７２４．[２]J e f f c o a t e W,B a k k e rK．W o r l dd i a b e t e sd a y:f o o t i n g t h eb i l l[J]．L a n c e t,２００５,３６５(９４７０):１５２７．[３]W i l dS,R o g l i cG,G r e e nA,e t a l．G l o b a l p r e v a l e n c e o fd i a be t e s:e s t i m a t e sf o r t h e y e a r２０００a n d p r o j e c t i o n sf o r２０３０[J]．D i a b e t e sC a r e,２００４,２７(５):１０４７Ｇ１０５３．[４]P i e r c e G E．I n f l a mm a t i o n i n n o n h e a l i ng d i a b e t i c w o u n d s:th es p a c eＧti m ec o n t i n u u m d o e s m a t t e r[J]．A mJP a t h o l,２００１,１５９(２):３９９Ｇ４０３．[５]K a r k k a i n e n M J,H a i k oE,S a i n i o l(＇c t a１．V a s c u l a r e nＧd o t he l i a l g r o w t hf a c t o r C i s r e q u i r e d f o r s p r o u t i ng o ft h e f i r s t l y m p h a t i c v e s s e l s f r o me m b r y o n i c v e i n s[J]．N a t I mm u n o l,２００４,５(１):７４Ｇ８０．[６]A l t a v i l l aD,S a i t t aA,C u c i n o t t aD．I n h i b i t i o no f l i p i d p c r o x i d a t i o nr e s t o r e si m p a i r e dv a s c u l a re n d o t h e l i a lg r o w t h f a c t o r e x p r e s s i o n a n d s t i m u l a t e sw o u n d h e a lＧi n g a n da n g i o g e n e s i s i nt h e g e n e t i c a l l y d i a b e t i c[J]．D i a b e t e s,２００１,５０(３):６６７Ｇ６７４．[７]K a z u i c h iM a r u y a m a,J u nA s a i,M a s a a k i I i．D e c r e a s e d m a c r o p h a g en u m b e ra n d a c t i v a t i o nl e a d t o d u c e dl y m p h a t i cv e s s e lf o r m a t i o n a n d c o n t r i b u t et oi mＧp a i r e dd i a b e t i c w o u n d h e a l i n g[J]．A m J P a t h o l,２００７,１７０(４):１１７８Ｇ１１９１．[８]魏民,薛耀明．巨噬细胞损伤和淋巴管形成障碍导致的糖尿病足部非缺血性溃疡难愈合的机制研究[D]．广州:南方医科大学,２００８．[９]D e g e n h a r d tT P,F u M X,V o s sE,e t a l．A m i n o g u a n iＧd i ne i n h i b i t sa l b u m i n u r i a,b u tn o t t h ef o r m a t i o no fa d v a n c e d g l y c a t i o ne n dＧp r o d u c t s i ns k i nc o l l a g e no fd i a be t i cr a t s[J]．D i a b e t e sR e sC l i nP r a c t,１９９９,４３(１９９９):８１Ｇ８９．[１０]S a j i t h l a lG B,C h i t h r aP,C h a n d r a k a s a n G．A d v a n c e dg l y c a t i o ne n d p r o d u c t s i n d u c e c r o s s l i n k i n g o f c o l l aＧg e n i n v i t r o[J]．B i o c h i m B i o p h y s A c t a,１９９８,１４０７(１９９８):２１５Ｇ２２４．[１１]M a r t i nA,K o m a d a M R,S a n eD C．A b n o r m a la n g i oＧg e n e s i s i nd i a b e t e sm e l l i t u s[J]．M e dR e sR e v,２００３,２３(２):１１７Ｇ１４５．[１２]P o r t e r oＧO t i n M,P a m p l o n a R,B e l l m u n t M J,e ta l．A d v a n c e d g l y c a t i o ne n d p r o d u c t p r e c u r s o r s i m p a i re p i d e r m a l g r o w t hf a c t o rr e c e p t o rs ig n a l i n g[J]．D i aＧb e t e s,２００２,５１(５):１５３５Ｇ１５４２．[１３]S t i t tAW,J e n k i n sA J,C o o p e r M E．A d v a n c e d g l y c aＧt i o ne n d p r o d u c t s a n dd i a b e t i c c o m p l i c a t i o n s[J]．E xＧp e r tO p i n I n v e s t i g D r u g s,２００２,１１(９):１２０５Ｇ１２２３．[１４]S i l h iN．D i a b e t e sa n d w o u n d h e a l i n g[J]．J W o u n dC a r e,１９９８,７(１):４７Ｇ５１．收稿日期:２０１８Ｇ０６Ｇ２８作者简介:曾文超(１９７３－),男,副主任医师,山东省济宁市第一人民医院手足踝外科,２７２０００.２４１ ㊀J o u r n a l o fP r a c t i c a lO r t h o p a e d i c sV o l．２５,N o．２,F e d．２０１９㊀。

辅助降血糖作用检验方法1动物实验1、1动物选择选用健康成年动物,常用小鼠(25±2g)或大鼠(180±20g),单一性别,大鼠每组812只、小鼠每组1015只。

1、2材料1、2、1试剂四氧嘧啶(或链脲霉素)小鼠3550mg/kg、bw、iv(100160mg/kg、bw、ip)、大鼠5080mg/kg、bw、iv(200250mg/kg、bw、ip)用新鲜配制。

血溏测定试纸或试剂盒。

1、2、2仪器血糖仪、全自动生化仪、721B型分光光度计。

1、3剂量分组及受试样品给予时间设1个溶剂对照组与3个受试样品剂量组,根据人体每日每公斤体重推荐摄入量,小鼠扩大10倍作为其中一个剂量组(大鼠扩大5倍),根据受试样品得具体情况另设两个剂量组。

受试样品给予时间原则上不少于30天,也可根据实验需要自行设定期限。

1、4实验方法1、4、1降低空腹血糖实验1、4、1、1高血糖模型动物1、4、1、1、1原理四氧嘧啶(或链脲霉素)就是一种β细胞毒剂,可选择性地损伤多种动物得胰岛β细胞,造成胰岛素分泌低下引起实验性糖尿病。

1、4、1、1、2造型动物禁食24小时后,给予四氧嘧啶造型,57天后禁食35小时,测血糖,血糖值1025mmol/L为高血糖模型成功动物。

1、4、1、1、3操作步骤选高血糖模型动物按禁食35小时得血糖水平分组,随机选1个模型对照组与3个剂量组(组间差不大于1、1mmol/L)。

剂量组给予不同浓度受试样品,模型对照组给予溶剂,连续30天,测空腹血糖值(禁食同实验前),比较各组动物血糖值及血糖降低得绝对值(即实验前后血糖得差值)。

1、4、1、2正常动物选健康成年动物按禁食35小时得血糖水平分组,随机选1个对照组与1个受试样品组(高剂量)。

余操作同1、4、1、1、3。

1、4、2糖耐量实验高血糖模型动物禁食35小时,剂量组给予不同浓度受试样品,模型对照组给予同体积溶剂,1520分钟后经口给予葡萄糖2、0g/kg或医用淀粉352、0g/kg,测定给葡萄糖后0、0、5、2小时得血糖值或人医用淀粉后0、1、2小时得血糖值,观察模型对照组与受试样品组给葡萄糖或医用淀粉后各时间点血糖曲线下面积得变化。

大鼠血糖测定方法引言：血糖是人体能量代谢的重要指标之一，血糖水平的变化与多种疾病的发展密切相关。

因此，准确测定大鼠血糖水平对于研究人类疾病模型以及药物研发具有重要意义。

本文将介绍几种常用的大鼠血糖测定方法。

一、口服葡萄糖耐量试验（OGTT）口服葡萄糖耐量试验是一种常用的测定大鼠胰岛功能和糖代谢的方法。

实验操作步骤如下：1. 饲养大鼠至试验前12小时内禁食，但可以饮水。

2. 在试验开始前，取大鼠空腹血样测定胰岛素和葡萄糖基线水平。

3. 给予大鼠口服葡萄糖溶液（2g/kg），记录给药时间点为0分钟。

4. 在给药后的30、60、90和120分钟，分别采集大鼠血样，测定血糖水平。

5. 同时测定各时点的胰岛素水平。

6. 通过分析血糖曲线和胰岛素水平变化，评估大鼠胰岛功能和糖代谢状态。

二、静脉注射葡萄糖耐量试验（IVGTT）静脉注射葡萄糖耐量试验是一种常用的测定大鼠胰岛素敏感性和胰岛功能的方法。

实验操作步骤如下：1. 饲养大鼠至试验前12小时内禁食，但可以饮水。

2. 在试验开始前，取大鼠空腹血样测定胰岛素和葡萄糖基线水平。

3. 通过尾静脉注射葡萄糖溶液（1g/kg），记录给药时间点为0分钟。

4. 在给药后的1、3、5、7和10分钟，分别采集大鼠血样，测定血糖水平。

5. 同时测定各时点的胰岛素水平。

6. 通过分析血糖曲线和胰岛素水平变化，评估大鼠胰岛素敏感性和胰岛功能状态。

三、糖化血红蛋白测定法（HbA1c）糖化血红蛋白测定法是一种常用的长期血糖控制指标的测定方法。

实验操作步骤如下：1. 取大鼠全血样本。

2. 提取血红蛋白，去除干扰物质。

3. 通过高效液相色谱法（HPLC）或离子交换色谱法分离和测定糖化血红蛋白（HbA1c）的百分比。

4. 根据HbA1c的百分比，评估大鼠长期血糖控制状态。

四、血糖仪法血糖仪法是一种常用的快速测定大鼠血糖水平的方法。

实验操作步骤如下：1. 取大鼠尾静脉血样或耳朵尖血样。

2. 使用血糖仪将血样放入试纸上，等待血糖仪读数。

实验大鼠血糖正常范围的估算
血糖被认为是一种营养，它与动物内环境中和整体健康状态有关。

因此，了解小鼠血糖正常范围的研究对预防疾病和改善健康非常重要。

小鼠血糖正常范围受许多因素的影响，包括年龄、性别、营养状
况和有无保健药物的摄入。

一般而言，小鼠的血糖水平应在4.4～
7.8mmol/L之间，高于7.8mmol/L时则被认为是血糖过高，而低于
4.4mmol/L的则被认为血糖过低。

此外，血糖正常范围也会随着小鼠的情绪和健康状况而发生变化。

此外，实际血糖水平也会受到实验条件影响。

为了保证血糖检测
准确性，工作人员应定期训练小鼠来控制血糖，检查供试生物的身心
健康状况，并确保实验设施条件良好。

此外，正确使用细胞内分析仪、灵敏血糖仪等仪器设备也是血糖
检测精确性的关键。

未经实验室验证的血糖检测仪器在结果可靠性方
面很可能出现偏差，因此有责任心的研究人员应定期校验仪器，以确
保可靠测量数据。

综上所述，为了确定小鼠血糖正常范围，应该充分考虑小鼠的体质、环境因素、实验条件以及正确使用仪器等因素。

此外，应定期检
查小鼠的健康状况，以便尽早发现血糖异常的症状，并及时采取相应
的措施。

实验激素对正常和糖尿病大鼠血糖和血脂的影响一、实验目的：掌握血糖血脂测定的原理及方法；了解糖尿病大鼠血糖和血脂的代谢变化；了解激素对血糖浓度的影响；了解血浆脂蛋白分类、主要功能以及各类脂蛋白的临床意义。

二、实验原理：本实验通过给大鼠注射STZ破坏β细胞功能，进而构建糖尿病大鼠模型用于观察血糖和血脂的代谢变化。

血糖测定主要应用葡萄糖氧化酶法，养品种的葡萄糖被葡萄糖氧化酶氧化为葡萄糖酸，并释放过氧化氢。

过氧化氢在过氧化物酶作用下分解为水和氧，并使4-氨基安替比林和酚去氢缩合为红色醌类化合物。

同理，甘油三酯和胆固醇在相应氧化酶的作用下也释放出过氧化氢，进而发生类似的呈色反应。

三、实验步骤：1.取成年SD大鼠，分成对照组和糖尿病组。

对糖尿病组腹腔注射柠檬酸液配置的链脲霉素，对照组则注射等体积的柠檬酸溶液。

一周后在进行血糖和血脂的检测。

2.将两组动物再次分为两组，一组大鼠腹腔注射胰岛素，0.75UI/kg，分别于注射前、注射30min后取血0.2-0.3ml，标明：注前组、胰组。

另一组大鼠皮下注射肾上腺素，0.1%肾上腺素0.2mg/kg，30min后采血0.2-0.3ml，标明：肾组。

3.按照书上表格进行三种方法的测定。

三、实验结果：指标control STZpre int adr pre int adrglucose 3.02 0.87 3.51 1.48 TG 0.61 0.46 0.41 1TC 1.28 1.28 2.47 2.45glucose 3.906 4.627TG 0.592 0.214TC 1.499 1.171glucose 2.54 1.97 15.69 10.55 TG 1.9 2.25 3.26 3.29TC 8.27 1.2 4.02 5.27glucose 3.015 7.194 5.195 18.64 TG 0.703 2.442 1.978 1.95 TC 1.504 8.634 5.018 5.179 glucose 1.253 0.683 3.721 5.923 TG 1.386 0.859 2.622 7.458TC 1.136 0.926 1.046 8.278glucose 3.15 1.5 TG 0.565 0.484TC 1.35 0.76glucose 5.03 3.53 TG 2.88 2.54TC 5.17 14.16glucose 5.08 1.75TG 7.75 1.26TC 4.47 1.72四、实验思考：1.How does insulin regulate blood glucose?胰岛素如何调节血糖？体内血糖的产生和利用，受胰岛素和胰高血糖素等激素的调节。

大鼠血糖测定方法大鼠血糖测定方法是评估和监测大鼠体内葡萄糖水平的重要工具。

血糖水平的测定对于研究大鼠糖代谢的生理和病理变化至关重要，因为它能提供有关糖尿病、胰岛素抵抗以及其他代谢紊乱的信息。

以下是大鼠血糖测定的一般步骤：准备工作：1.获取大鼠和相应的实验设备，包括血糖测定仪、取血针、血液收集管、鼠夹、酒精消毒剂等。

2. 高血糖模型实验：如果需要研究高血糖状态，可以使用多种方法建立高血糖模型，比如注射一些药物（如低剂量 Streptozotocin）或改变动物的饮食。

步骤：1.术前准备：为了最小化动物痛苦和压力，应用合适的麻醉剂或麻醉药物给大鼠诱导麻醉。

注射麻醉剂后，等待几分钟以确保大鼠完全麻醉。

2.血液收集：选择大鼠尾部作为血液采集点，用酒精消毒针刺的部位。

在细长的小管中擦拭尾巴，以增加血流。

快速将收集管放在尾部，以收集2-3滴血液。

当血液浮现时，用绷带或棉花球轻轻涂抹尾部，以止血。

3.血糖测定：将血液收集管的血液滴在血糖仪上。

等待仪器进行测量并记录读数。

4.睡眠状态下的血糖测定：对于不麻醉的大鼠，可以让它们进入睡眠状态，通过使用鼠夹或类似的设备来保持大鼠静止，然后按照上述步骤进行血糖测定。

注意事项：1.血液采集时应注意使用无菌技术，以避免感染。

2.在选取麻醉剂和药物剂量时，应考虑到其对大鼠血糖水平的影响。

3.必须避免应激因素（如麻醉剂和采血对大鼠的应激）影响血糖水平的测定结果。

4.应根据实验需要，选择合适的时间点和重复测量，以获得更准确的血糖测定结果。

总结：大鼠血糖测定方法是评估和监测大鼠糖代谢的重要工具。

正确选择麻醉剂、采血技术以及注意采集无菌血液样本等是确保测定结果准确可靠的关键因素。

通过血糖测定，可以获取有关大鼠糖代谢变化的重要信息，为糖尿病等相关疾病的研究提供有价值的数据。

第1篇一、实验目的本实验旨在探讨地骨皮对血糖的影响，验证地骨皮是否具有降血糖作用，并分析其作用机制。

二、实验材料1. 实验动物：清洁级雄性SD大鼠30只，体重（200±20）g，由某医科大学实验动物中心提供。

2. 药物：地骨皮煎剂，由某中医药大学中药学院提供，经鉴定符合《中国药典》标准。

3. 试剂：葡萄糖试剂盒、血糖仪、胰岛素试剂盒等。

4. 仪器：恒温水浴锅、离心机、电子天平、显微镜等。

三、实验方法1. 动物分组：将30只大鼠随机分为3组，每组10只，分别为对照组、模型组和地骨皮组。

2. 模型制备：采用高糖饲料喂养加一次性大剂量高糖溶液灌胃的方法制备高血糖模型。

3. 给药方法：对照组给予等体积的生理盐水，模型组给予高糖饲料喂养，地骨皮组给予地骨皮煎剂（按生药量计算，每日每千克体重15g）灌胃，连续给药4周。

4. 样本采集：于实验第28天，禁食12小时后，采用一次性尾静脉采血，检测空腹血糖、胰岛素水平。

5. 组织切片：取大鼠胰腺组织，进行苏木精-伊红（HE）染色，观察胰岛细胞形态。

6. 数据分析：采用SPSS 22.0软件进行统计分析，计量资料以均数±标准差（±s）表示，组间比较采用单因素方差分析（One-way ANOVA），以P<0.05为差异有统计学意义。

四、实验结果1. 空腹血糖：与模型组相比，地骨皮组大鼠空腹血糖水平显著降低（P<0.05），对照组与模型组差异无统计学意义。

2. 胰岛素水平：与模型组相比，地骨皮组大鼠胰岛素水平显著升高（P<0.05），对照组与模型组差异无统计学意义。

3. 胰腺组织切片：与模型组相比，地骨皮组大鼠胰岛细胞形态基本正常，胰岛细胞排列整齐，对照组与模型组差异无统计学意义。

五、实验结论1. 地骨皮煎剂对高血糖大鼠具有显著的降血糖作用。

2. 地骨皮煎剂可能通过提高胰岛素水平、改善胰岛细胞形态等途径发挥降血糖作用。

六、实验讨论1. 地骨皮作为中药材，在中医药理论中具有清热解毒、凉血退蒸、清肺降火等功效。

高血糖大鼠模型实验设计题
糖尿病(diabetes mellitus ,DM)已成为严重危害人类健康的公共卫生问题。

DM及其并发症不仅严重影响糖尿病患者的生活质量，同时也是致残、致死的重要原因。

因此,建立合适的糖尿病动物模型，阐明DM及其并发症的发病机制就显得尤为重要。

目前，DM动物模型制备方法主要有：手术切除胰腺、化学药物诱导、自发性糖尿病动物模型、转基因动物等。

一、切除胰腺的DM模型
常采用狗、猫和大鼠等造模，全部或大部分切除实验动物的胰腺,但保存胰十二指肠动脉吻合弓。

如果连续两天血糖值超过11.1mmol/L或者葡萄糖耐量试验120min时的血糖值仍未恢复到注射前水平则认为DM造模成功。

其机制是全部或大部分切除胰腺后,β细胞缺失而产生永久性DM。

二、化学药物诱发的DM模型
采用链脲佐菌素腹腔注射或四氧嘧啶静脉注射可诱发DM,常用动物有小鼠、大鼠、家兔和狗。

链脲佐菌素(streptozotocin STZ)的参考剂量为50～150mg/kg；四氧嘧啶(alloxan)的参考剂量为60～110mg/kg。

STZ是一种含亚硝基的化合物,进入体内可通过以下机制特异性地破坏胰岛β细胞：
(1)STZ直接破坏胰岛β细胞：主要见于注射大剂量STZ后。

STZ
注射后可引起β细胞内辅酶I(NAD)的浓度下降，NAD依赖性能量和蛋白质代谢停止，导致β细胞死亡。

辅助降血糖作用检验方法1动物实验动物选择选用健康成年动物，常用小鼠（25±2g）或大鼠（180±20g），单一性别，大鼠每组8-12只、小鼠每组10-15只。

材料试剂四氧嘧啶（或链脲霉素）小鼠35-50mg/（100-160mg/）、大鼠50-80mg/（200-250mg/）用新鲜配制。

血溏测定试纸或试剂盒。

仪器血糖仪、全自动生化仪、721-B型分光光度计。

剂量分组及受试样品给予时间设1个溶剂对照组和3个受试样品剂量组，根据人体每日每公斤体重推荐摄入量，小鼠扩大10倍作为其中一个剂量组（大鼠扩大5倍），根据受试样品的具体情况另设两个剂量组。

受试样品给予时间原则上不少于30天，也可根据实验需要自行设定期限。

实验方法降低空腹血糖实验高血糖模型动物原理四氧嘧啶（或链脲霉素）是一种β细胞毒剂，可选择性地损伤多种动物的胰岛β细胞，造成胰岛素分泌低下引起实验性糖尿病。

造型动物禁食24小时后，给予四氧嘧啶造型，5-7天后禁食3-5小时，测血糖，血糖值10-25mmol/L为高血糖模型成功动物。

操作步骤选高血糖模型动物按禁食3-5小时的血糖水平分组，随机选1个模型对照组和3个剂量组（组间差不大于L）。

剂量组给予不同浓度受试样品，模型对照组给予溶剂，连续30天，测空腹血糖值（禁食同实验前），比较各组动物血糖值及血糖降低的绝对值（即实验前后血糖的差值）。

正常动物选健康成年动物按禁食3-5小时的血糖水平分组，随机选1个对照组和1个受试样品组（高剂量）。

余操作同。

糖耐量实验高血糖模型动物禁食3-5小时，剂量组给予不同浓度受试样品，模型对照组给予同体积溶剂，15-20分钟后经口给予葡萄糖kg或医用淀粉kg，测定给葡萄糖后0、0、5、2小时的血糖值或人医用淀粉后0、1、2小时的血糖值，观察模型对照组与受试样品组给葡萄糖或医用淀粉后各时间点血糖曲线下面积的变化。

血糖曲线下面积=1/2×（0小时血糖值+小时血糖值）×+1/2×（2小时血糖值+小时血糖值）×=×（0小时血糖值+4×小时血糖值+3×2小时血糖值）.数据处理及结果判定一般采用方差分析，但需按方差分析的程序先进行方差齐性检验，方差齐，计算F值，F 值降空腹血糖实验：受试样品剂量组与对照组比较，空腹血糖实测值降低有统计学意义，可判定该受试样品降空腹血糖实验结果阳性。

大鼠糖尿病空腹血糖标准
大鼠糖尿病的空腹血糖标准通常是指在实验室动物模型中用于诊断糖尿病的血糖水平。

根据研究和实验的不同，空腹血糖标准可能会有所不同，但一般来说，大鼠糖尿病的空腹血糖标准是在16-18小时禁食后测量的血糖水平。

根据美国糖尿病协会的建议，大鼠的空腹血糖水平在126毫克/分升（mg/dL）以上被认为是糖尿病的诊断标准。

然而，这个标准可能因实验条件、动物品系和研究目的而有所不同。

除了空腹血糖水平外，研究人员还可能会考虑大鼠的餐后血糖水平、胰岛素敏感性、胰岛素抵抗等因素来评估糖尿病模型的严重程度。

这些因素可以提供更全面的评估，帮助研究人员更好地了解大鼠糖尿病模型的特点。

总的来说，大鼠糖尿病的空腹血糖标准是一个重要的指标，但在实验设计和结果解释时，还需要综合考虑其他因素，以确保对糖尿病模型的全面评估。

大鼠糖尿病模型的复制实验原理：目前糖尿病模型的复制（以大鼠为例），多采用链脲菌素，链脲佐菌素(STZ)对一定种属动物的胰岛β细胞有选择性破坏作用，能诱发许多动物产生糖尿病，注射给药后会出现血糖呈三相性变化，即用药后2－3小时后出现初期高糖期，持续6－12小时后进入低血糖期，动物出现痉挛，24小时后，一般为持续性高血糖期，发生糖尿病。

Ⅰ型糖尿病与Ⅱ型糖尿病动物模型的制备与STZ注射的剂量有关系：Ⅰ型糖尿病模型：大鼠剂量为70～65mg/KgⅡ型糖尿病模型：高糖高脂喂养1～2 个月的大鼠,STZ 剂量在25～40mg/Kg （本剂量以200克均重为例）。

大剂量注射时，由于直接引起胰岛β细胞的广泛破坏，可造成Ⅰ型糖尿病模型；而注射较少量STZ时，由于只是破坏一部分胰岛β细胞的功能，造成外周组织对胰岛素不敏感，同时给予高热量饲料喂养，两者结合便诱导出病理、生理改变都接近于人类Ⅱ型糖尿病的动物模型。

实验方法：（一）糖尿病造模方法1. 链脲佐菌素(stz)建模，造模前的喂养雄性大鼠普通饲料适应性喂养1周后即可开始造模。

禁食12小时以上(一般过夜禁食，不禁水)。

禁食的时间越长，STZ对胰岛β细胞的破坏力越明显，即药效越高。

所以相对禁食时间延长，可以降低STZ的用量。

2.配置１％链脲菌素将100mg链脲菌素溶于柠檬酸缓冲液（pH值为4.0－4.5）中,配成１％链脲菌素,实验前配置。

3.造模方法测正常大鼠血糖，给药，经腹腔注射35、45、55、65mg/kgSTZ。

4. 给药3小时，采血测血糖，观察血糖变化。

5. 给药24小时，采血血糖，观察血糖变化。

6. 给药72小时，采血测血糖，观察血糖变化。

7. 给药一周后测血糖，计算成模率和死亡率。

处死动物，解剖，取胰腺，固定，制备冰冻切片，切片厚度5µm，贴片，干燥，常用苏木素-伊红（HE）染色，观察胰岛细胞结构病理变化。

（二）冰冻切片前处理1.固定将组织浸泡在4%多聚甲醛磷酸缓冲固定液中。