大鼠实验如何分组

一、实验目的本研究旨在探讨鼠类疼痛机能的生理机制，通过建立疼痛模型，观察和分析鼠类对疼痛刺激的反应，为疼痛治疗提供理论依据。

二、实验材料与仪器1. 实验动物：健康雄性SD大鼠，体重200-250g，共30只。

2. 实验仪器：电子痛刺激仪、电子称、解剖显微镜、手术器械、生理盐水、棉球、胶布等。

3. 实验药物：阿司匹林、消炎痛、吗啡等。

三、实验方法1. 实验分组：将30只大鼠随机分为5组，分别为对照组、阿司匹林组、消炎痛组、吗啡组和假手术组。

2. 建立疼痛模型：将大鼠进行麻醉后，进行皮肤切口，暴露坐骨神经，给予坐骨神经刺激，造成慢性疼痛模型。

3. 疼痛评分：采用热板法对大鼠进行疼痛评分，记录大鼠对热板刺激的反应时间。

4. 疼痛药物干预：对阿司匹林组、消炎痛组和吗啡组大鼠进行相应药物干预，观察疼痛评分的变化。

5. 数据统计：采用SPSS软件对实验数据进行统计分析。

四、实验结果1. 疼痛评分结果：与对照组相比，疼痛模型组大鼠的疼痛评分显著升高（P<0.05），表明疼痛模型建立成功。

2. 疼痛药物干预结果：阿司匹林组、消炎痛组和吗啡组大鼠的疼痛评分均显著低于疼痛模型组（P<0.05），表明阿司匹林、消炎痛和吗啡对疼痛有明显的缓解作用。

3. 疼痛药物干预效果比较：阿司匹林组和消炎痛组的疼痛评分差异无显著统计学意义（P>0.05），但吗啡组的疼痛评分显著低于阿司匹林组和消炎痛组（P<0.05），表明吗啡的镇痛效果优于阿司匹林和消炎痛。

1. 本研究通过建立慢性疼痛模型，成功观察到了大鼠对疼痛刺激的反应，为疼痛治疗提供了实验依据。

2. 阿司匹林、消炎痛和吗啡对疼痛有明显的缓解作用，其中吗啡的镇痛效果优于阿司匹林和消炎痛。

3. 本研究结果表明，疼痛药物干预在治疗慢性疼痛方面具有重要作用。

六、结论1. 本研究成功建立了慢性疼痛模型，为疼痛治疗提供了实验依据。

2. 阿司匹林、消炎痛和吗啡对疼痛有明显的缓解作用，其中吗啡的镇痛效果优于阿司匹林和消炎痛。

动物实验基本操作之五“分组与编号”动物实验之前，必须对实验动物进行随机分组和编号标记，这是做好实验和实验记录的前提。

一、随机分组（一）当分为二组时例：设有雄性Wistar大鼠12只，按体重大小依次编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法，分为甲、乙两组。

分组方法：假设所产生的点是随机数字表上第21行第31列的78，则从78开始，由上向下抄12个随机数字，如下：动物编号：1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12随机数字：78 38 69 57 91 0 37 45 66 82 65 41组别：乙乙甲甲甲乙甲甲乙乙甲甲现在以随机数字的奇数代表甲组，偶数代表乙组，则编号为3、4、5、7、8、11、12号分入甲组，而1、2、6、9、10号分人乙组。

因两组数字不等，继续用随机方法将甲组多余的一只调整给乙组，从上面最后一随机数字41，接下去抄一个数为62，以7除之（因甲组原分配7只）得6，即把原分配在甲组的第6个甲（即11号大鼠）调入乙组。

如果甲组多两个，则接下去抄两个数。

分别以8，7除之，余数即指要调入乙组的第几个甲，余此类推。

最后各组的鼠数就相等了。

调整后各组鼠的编号为：组别鼠的编号甲组3 4 5 7 8 12乙组1 2 6 9 10 11（二）当分为三组时例：设有雄性的SD大鼠12只，按体重大小依次编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法，分为A、B、C三组。

分组方法：假设所定的点是随机数字表第40行17列的08，则从08开始，自左到右抄12个随机数字：动物编号：1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12随机数字：08 27 01 50 15 29 39 39 43 79 69 10除3 余数：2 0 1 2 0 2 0 0 1 1 0 1组别：B C A B C B C C A A C A调整组别：B以3除各随机数字，若余数为l，即该鼠归A组；余数为2，归人B组；余数为3，归入C组。

第1篇一、实验目的1. 了解大鼠尿药实验的基本原理和方法。

2. 观察不同药物对大鼠尿液的影响，分析药物的代谢和排泄过程。

3. 掌握实验数据的收集、处理和分析方法。

二、实验材料1. 实验动物：健康雄性大鼠10只，体重200-250g。

2. 实验药物：某药物（剂量：10mg/kg体重）。

3. 仪器设备：电子天平、恒温恒湿箱、尿液分析仪、离心机、离心管、移液器等。

三、实验方法1. 实验分组：将大鼠随机分为两组，每组5只，分别为实验组和对照组。

2. 给药：实验组大鼠按照10mg/kg体重给药，对照组大鼠给予等体积的生理盐水。

3. 给药后观察：给药后观察大鼠的行为、活动、食欲等变化，记录给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时、12小时、24小时、48小时、72小时的尿液量。

4. 尿液收集：将大鼠放入代谢笼中，收集给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时、12小时、24小时、48小时、72小时的尿液，分别标记。

5. 尿液检测：使用尿液分析仪对收集的尿液进行检测，包括尿量、尿比重、尿蛋白、尿糖等指标。

6. 数据处理：将实验数据输入计算机，进行统计分析，包括尿量、尿比重、尿蛋白、尿糖等指标的均值、标准差、t检验等。

四、实验结果1. 尿量：实验组大鼠给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时、12小时、24小时、48小时、72小时的尿液量分别为（10.5±1.2）ml、（12.3±1.5）ml、（15.6±1.8）ml、（18.2±2.1）ml、（20.5±2.4）ml、（22.8±2.7）ml、（24.6±3.0）ml、（26.1±3.3）ml、（27.8±3.6）ml；对照组大鼠给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时、12小时、24小时、48小时、72小时的尿液量分别为（8.5±1.0）ml、（9.8±1.2）ml、（11.3±1.5）ml、（12.8±1.8）ml、（14.2±2.1）ml、（15.6±2.4）ml、（16.9±2.7）ml、（18.1±3.0）ml、（19.4±3.3）ml。

一、实验背景近年来，随着人们生活水平的提高，酒精消费量逐年增加，酗酒问题日益严重。

酒精依赖已成为全球性的公共卫生问题，严重危害人类身心健康。

为了研究酒精依赖的成因和机制，本研究采用老鼠酗酒实验，探讨酒精依赖对老鼠神经系统的影响。

二、实验目的1. 观察酒精依赖对老鼠神经系统的影响；2. 分析酒精依赖对老鼠行为的影响；3. 探讨酒精依赖的神经生物学机制。

三、实验材料与方法1. 实验动物：选用健康雄性SD大鼠，体重200-220g，共40只，随机分为4组：对照组、低剂量组、中剂量组和高剂量组。

2. 实验分组：将40只大鼠随机分为4组，每组10只。

对照组给予普通饲料，低剂量组给予低剂量酒精饲料，中剂量组给予中剂量酒精饲料，高剂量组给予高剂量酒精饲料。

3. 实验过程：实验持续4周，每周记录大鼠的体重、饮食量、饮水量和酒精摄入量。

每周进行一次行为学测试，包括Morris水迷宫实验和悬管实验。

4. 数据处理：实验数据采用SPSS 22.0软件进行统计分析，组间比较采用单因素方差分析（One-way ANOVA），多重比较采用LSD法。

四、实验结果1. 体重变化：实验过程中，各实验组大鼠体重随酒精摄入量增加而逐渐下降，与对照组相比，高剂量组大鼠体重显著降低（P<0.05）。

2. 饮食量、饮水量和酒精摄入量：实验过程中，各实验组大鼠饮食量、饮水量和酒精摄入量均随酒精摄入量增加而增加，高剂量组大鼠饮食量、饮水量和酒精摄入量显著高于对照组（P<0.05）。

3. Morris水迷宫实验：实验结果显示，高剂量组大鼠在Morris水迷宫实验中，逃避潜伏期、错误次数和搜索时间均显著高于对照组（P<0.05），表明酒精依赖对老鼠的空间学习能力产生负面影响。

4. 悬管实验：实验结果显示，高剂量组大鼠在悬管实验中，悬管时间、悬管次数和悬管次数显著高于对照组（P<0.05），表明酒精依赖对老鼠的平衡能力产生负面影响。

一、实验目的1. 了解大鼠胃酸分泌的生理机制。

2. 掌握大鼠胃酸测定方法。

3. 分析不同实验条件下大鼠胃酸分泌量的变化。

二、实验材料1. 实验动物：成年雄性大鼠10只，体重约200-250g。

2. 仪器设备：胃液收集装置、电子天平、pH计、恒温培养箱、手术器械等。

3. 药品与试剂：盐酸、氢氧化钠、生理盐水、盐酸溶液、氢氧化钠溶液等。

三、实验方法1. 实验分组：将10只大鼠随机分为两组，每组5只，分别编号为A组（对照组）和B组（实验组）。

2. 实验前准备：a. 将大鼠置于恒温（25±1℃）的培养箱中适应环境，饲养3天。

b. 实验前24小时禁食禁水，保持大鼠空腹状态。

3. 胃液收集：a. 将大鼠麻醉后，用手术器械打开大鼠腹部，暴露胃部。

b. 将胃液收集装置插入大鼠胃内，收集胃液。

c. 收集胃液过程中，注意保持胃液温度恒定，避免温度过高或过低影响pH值。

4. 胃酸测定：a. 将收集到的胃液用pH计测定pH值。

b. 将测定结果记录在实验记录表中。

5. 实验组处理：a. 对B组大鼠进行实验操作，收集胃液。

b. 在实验过程中，给予B组大鼠适量盐酸溶液（浓度0.1mol/L），使其胃酸分泌增加。

c. 收集胃液，测定pH值。

6. 数据处理：a. 对实验数据进行统计分析，比较A组和B组大鼠胃酸分泌量的差异。

b. 计算A组和B组大鼠胃酸分泌量的平均值和标准差。

四、实验结果1. A组大鼠胃酸分泌量为（X±Y）mol/L，其中X为平均值，Y为标准差。

2. B组大鼠胃酸分泌量为（Z±W）mol/L，其中Z为平均值，W为标准差。

五、实验分析1. 实验结果表明，B组大鼠胃酸分泌量明显高于A组，说明盐酸溶液可以促进大鼠胃酸分泌。

2. 实验过程中，大鼠胃液pH值在正常范围内，说明实验条件符合要求。

六、实验结论通过本次实验，我们成功掌握了大鼠胃酸测定方法，并验证了盐酸溶液可以促进大鼠胃酸分泌的结论。

这为研究胃酸分泌的生理机制提供了实验依据。

一、实验目的1. 观察大鼠在不同缺氧环境下的生理反应，了解缺氧对大鼠的影响。

2. 探讨缺氧程度与大鼠生存时间的关系。

3. 分析缺氧对大鼠呼吸、循环、神经等系统的影响。

二、实验原理缺氧是指组织、细胞或器官在氧气供应不足的情况下，无法维持正常代谢和功能的现象。

本实验通过模拟不同缺氧环境，观察大鼠的生理反应，探讨缺氧对大鼠的影响。

三、实验材料1. 实验动物：健康成年大鼠10只，体重200-250g。

2. 实验设备：缺氧箱、呼吸机、心电图仪、血氧饱和度监测仪、电子天平、手术器械、生理盐水、缺氧气体（氮气）等。

3. 实验药品：氯化钠、葡萄糖、氯化钾、肝素钠等。

四、实验方法1. 实验分组：将10只大鼠随机分为5组，每组2只，分别为对照组、轻度缺氧组、中度缺氧组、重度缺氧组和极重度缺氧组。

2. 缺氧处理：将缺氧气体（氮气）充入缺氧箱，调整氧气浓度分别为21%、15%、10%、5%和2%。

将大鼠放入缺氧箱中，分别记录不同缺氧程度下大鼠的生存时间。

3. 生理指标检测：在缺氧处理过程中，每隔一定时间，使用呼吸机、心电图仪、血氧饱和度监测仪等设备，监测大鼠的呼吸频率、心率、血氧饱和度等生理指标。

4. 组织学观察：在实验结束时，取大鼠心脏、肝脏、肾脏等器官，进行组织学观察，分析缺氧对器官的影响。

五、实验结果1. 生存时间：随着缺氧程度的增加，大鼠的生存时间逐渐缩短。

极重度缺氧组大鼠的生存时间明显短于其他组。

2. 生理指标：随着缺氧程度的增加，大鼠的呼吸频率、心率逐渐加快，血氧饱和度逐渐降低。

3. 组织学观察：缺氧对大鼠的心脏、肝脏、肾脏等器官均产生不同程度的影响。

轻度缺氧组器官形态基本正常；中度缺氧组器官出现轻微变性；重度缺氧组器官出现明显变性；极重度缺氧组器官出现严重变性。

六、实验讨论1. 缺氧对大鼠的影响：缺氧可导致大鼠呼吸、循环、神经等系统功能障碍，严重时甚至危及生命。

2. 缺氧程度与生存时间的关系：缺氧程度越高，大鼠的生存时间越短。

睡眠剥夺是睡眠障碍的一种表现形式，指睡眠时间不足或睡眠质量下降，对个体身心健康产生不良影响。

近年来，睡眠剥夺对认知功能、情绪调节、内分泌系统等的影响逐渐引起广泛关注。

本研究旨在通过建立大鼠睡眠剥夺模型，探讨睡眠剥夺对大鼠认知功能的影响，为临床治疗提供理论依据。

二、实验材料与方法1. 实验动物选取体重140-150g的雄性SD大鼠30只，随机分为对照组（C组）和睡眠剥夺组（D组），每组15只。

2. 实验仪器大鼠睡眠剥夺装置、水迷宫、电子天平、电子体温计、电生理记录仪等。

3. 实验方法（1）睡眠剥夺模型的建立：采用“水上转盘法”建立大鼠睡眠剥夺模型。

具体操作如下：① 将大鼠放入剥夺箱内，适应4小时；② 启动动力装置，使转盘匀速转动，速度为6r/h；③ 大鼠在转盘上有一定的空间自由活动，但必须保持清醒，避免落水。

（2）实验分组及处理：① 对照组：大鼠在正常环境下生活，自由活动；② 睡眠剥夺组：进行睡眠剥夺实验，持续时间为21天。

4. 实验指标（1）认知功能测试：采用水迷宫实验评估大鼠的认知功能，包括逃避潜伏期、穿越平台次数等；（2）脑电图（EEG）记录：记录大鼠在睡眠剥夺过程中的脑电图变化；（3）血液指标检测：检测大鼠血清中5-色胺、5-噪乙酸、MDA、GSH、GSH-PX、SOD等指标。

1. 认知功能测试睡眠剥夺组大鼠的逃避潜伏期显著延长，穿越平台次数显著减少，与对照组相比，认知功能明显下降。

2. 脑电图（EEG）记录睡眠剥夺组大鼠的脑电图在睡眠剥夺过程中出现异常波形，如θ波、α波等，与对照组相比，睡眠剥夺组大鼠的脑电图波形变化明显。

3. 血液指标检测睡眠剥夺组大鼠血清中5-色胺、5-噪乙酸含量显著降低，MDA含量显著升高，GSH、GSH-PX、SOD活性显著降低，与对照组相比，血液指标发生显著变化。

四、讨论本研究采用“水上转盘法”建立大鼠睡眠剥夺模型，通过水迷宫实验、脑电图记录和血液指标检测等手段，探讨了睡眠剥夺对大鼠认知功能的影响。

大鼠随机数字法分组
随机化是指每个受试单位以概率均等的原则，随机地分配到实验组与对照组。

(一)配对设计配对设计是将受试对象按某些特征或条件配成对子，然后分别把每对中的两个受试对象随机分配到实验组与对照组(或不同处理组)。

这种设计的优点是能缩小受试对象间的个体差异，从而减少实验误差，提高实验效率。

受试对象配对的特征或条件，主要是指年龄、性别、体重、环境条件等非实验因素，不要以实验因素作为配对条件。

如在动物实验中，常把窝别或性别相同、原始体重相近的两头动物配成对子；在人群试验中，有时把性别相同、年龄相近、生活或工作条件相似的两人配成对子。

(二)完全随机设计完全随机设计是将实验对象完全随机地分配到实验组与对照组或几个对比组中去，其设计和统计处理都比较简单，但实验效率较低。

按实验的内容和要求。

各组例数可相等或不等。

(三)随机单位(区)组设计这种设计实际上是配对设计的扩大。

配对设计是将多方面条件近似的受试对象配成对子，而这种设计是将多方面条件相同或相近的受试对象组成单位组(亦称区组或配伍组)。

每个随机单位组的受试对象数目取决于处理的数目。

如果一个实验安排了四种不同处理，那么每个单位组就应有四个受试对象。

有多少个单位组，则每种处理就可以分配到多少个受试对象。

这种设计，各随机单位组的受试对象不仅数目相等，而且生物学特点也较均衡，缩小了组间差别，实验效率较高。

本研究旨在通过建立大鼠中风动物模型，观察和分析中风对大鼠神经系统的影响，探讨中风的治疗方法和机制。

通过实验，为临床中风疾病的治疗提供理论依据。

二、实验材料1. 实验动物：清洁级SD大鼠，体重180-220g，雌雄各半。

2. 实验试剂：肝素钠、生理盐水、抗凝剂、注射用阿托品、注射用利多卡因等。

3. 实验器材：手术显微镜、手术刀、手术剪、镊子、缝合针、注射器、注射针、实验动物笼、电子天平等。

三、实验方法1. 动物分组：将大鼠随机分为对照组和实验组，每组10只。

2. 模型建立：采用线栓法建立大鼠中风动物模型。

实验组大鼠进行线栓法操作，对照组大鼠进行假手术操作。

（1）麻醉：将大鼠进行全身麻醉，麻醉药物为2%戊巴比妥钠，剂量为50mg/kg。

（2）线栓法操作：在麻醉状态下，将大鼠固定于手术台，剪开颈部皮肤，暴露出颈动脉。

用线栓通过颈动脉插入大脑中动脉，直至阻塞大脑中动脉。

（3）缝合：缝合颈部皮肤，放置引流管，进行抗感染治疗。

3. 观察指标：（1）神经功能缺损评分：采用神经功能缺损评分量表对大鼠进行评分，包括运动功能、感觉功能、平衡功能等。

（2）脑组织病理学观察：取大鼠脑组织，进行苏木精-伊红染色，观察脑组织形态学变化。

（3）脑组织神经递质检测：采用酶联免疫吸附法检测大鼠脑组织中神经递质水平。

4. 实验分组：（1）实验组：采用不同药物干预，观察对大鼠中风的影响。

（2）对照组：给予生理盐水处理，作为空白对照。

1. 神经功能缺损评分：实验组大鼠神经功能缺损评分显著低于对照组，说明药物干预对大鼠中风具有一定的治疗作用。

2. 脑组织病理学观察：实验组大鼠脑组织病理学变化较对照组轻，说明药物干预对大鼠脑组织具有一定的保护作用。

3. 脑组织神经递质检测：实验组大鼠脑组织中神经递质水平显著高于对照组，说明药物干预对大鼠神经递质具有一定的调节作用。

五、讨论本研究通过线栓法建立大鼠中风动物模型，观察和分析中风对大鼠神经系统的影响，探讨中风的治疗方法和机制。

第1篇实验名称：某新型药物对大鼠心血管系统影响的临床试验实验目的：评估某新型药物对大鼠心血管系统的影响，为该药物的临床应用提供依据。

实验时间：2023年3月1日至2023年4月30日实验地点：某医科大学实验动物中心实验动物：SPF级雄性SD大鼠60只，体重200-220g，随机分为实验组和对照组，每组30只。

实验材料：1. 新型药物：某新型心血管药物，剂量为100mg/kg体重。

2. 对照药物：安慰剂，剂量为100mg/kg体重。

3. 实验仪器：血压计、心电图机、电子分析天平、离心机、恒温水浴锅等。

实验方法：1. 实验动物适应性饲养：将实验动物分为实验组和对照组，每组30只，适应性饲养1周，观察动物的生长发育情况。

2. 实验药物给药：实验组大鼠按100mg/kg体重给予新型药物，对照组大鼠给予安慰剂，连续给药4周。

3. 实验指标检测：a. 血压检测：实验开始前和实验结束后，采用血压计检测大鼠的收缩压和舒张压。

b. 心电图检测：实验开始前和实验结束后，采用心电图机检测大鼠的心电图，观察心率、心律、ST段和T波等指标。

c. 血液生化指标检测：实验开始前和实验结束后，采集大鼠血液，检测血清中的肌酸激酶、乳酸脱氢酶、甘油三酯、胆固醇等指标。

d. 组织病理学检测：实验结束后，处死大鼠，取心脏、肝脏、肾脏等组织，进行组织病理学检测。

实验结果：1. 血压检测：实验组大鼠的收缩压和舒张压较对照组显著降低（P<0.05）。

2. 心电图检测：实验组大鼠的心率、心律、ST段和T波等指标与对照组无显著差异（P>0.05）。

3. 血液生化指标检测：实验组大鼠的肌酸激酶、乳酸脱氢酶、甘油三酯、胆固醇等指标较对照组显著降低（P<0.05）。

4. 组织病理学检测：实验组大鼠的心脏、肝脏、肾脏等组织未见明显病变。

实验结论：1. 某新型药物对大鼠心血管系统具有显著的降压作用。

2. 某新型药物对大鼠心脏、肝脏、肾脏等组织无明显毒副作用。

一、实验背景近年来，关于饥饿与长寿的研究日益受到关注。

许多研究表明，适度限制食物摄入可能有助于延长寿命。

本实验旨在探究饥饿对老鼠寿命的影响，为人类抗衰老研究提供参考。

二、实验目的1. 观察饥饿对老鼠寿命的影响；2. 分析饥饿状态下老鼠生理、生化指标的变化；3. 探讨饥饿对老鼠寿命的影响机制。

三、实验材料与方法1. 实验动物：健康雄性SD大鼠，体重（180±20）g，共60只。

2. 实验分组：将60只大鼠随机分为三组，每组20只，分别为：A组：正常饮食组；B组：饥饿组（食物摄入量减少至正常饮食量的50%）；C组：禁食组（食物摄入量减少至正常饮食量的20%）。

3. 实验方法：1）实验期间，A组大鼠保持正常饮食，B组、C组大鼠分别按上述方法减少食物摄入量；2）每周记录各组大鼠体重、进食量等指标；3）实验结束时，对各组大鼠进行生理、生化指标检测，包括肝糖原含量、抗氧化酶活性、血清中炎症因子等；4）统计各组大鼠的存活率，分析饥饿对老鼠寿命的影响。

四、实验结果1. 体重变化：实验期间，A组大鼠体重逐渐增加，B组、C组大鼠体重增长明显减缓。

实验结束时，A组大鼠平均体重为（250±30）g，B组大鼠平均体重为（210±25）g，C组大鼠平均体重为（190±20）g。

2. 进食量变化：实验期间，A组大鼠进食量保持稳定，B组、C组大鼠进食量逐渐减少。

实验结束时，A组大鼠平均进食量为（30±5）g，B组大鼠平均进食量为（20±4）g，C组大鼠平均进食量为（15±3）g。

3. 生理、生化指标变化：1）肝糖原含量：A组大鼠肝糖原含量较高，B组、C组大鼠肝糖原含量明显降低。

实验结束时，A组大鼠肝糖原含量为（10.5±1.2）mg/g，B组大鼠肝糖原含量为（8.2±1.0）mg/g，C组大鼠肝糖原含量为（6.8±0.9）mg/g；2）抗氧化酶活性：A组大鼠抗氧化酶活性较高，B组、C组大鼠抗氧化酶活性明显降低。

第1篇一、实验目的本研究旨在通过一系列经典的大鼠智力测试方法，评估大鼠的学习和记忆能力，探讨大鼠的认知功能，为进一步研究大脑认知机制提供实验依据。

二、实验材料1. 实验动物：清洁级SD大鼠，体重150-200g，雌雄各半。

2. 实验设备：迷宫、水迷宫、T迷宫、Y迷宫、跳台迷宫等。

3. 实验试剂：1%生理盐水、2%戊巴比妥钠、0.5%氯化钠溶液等。

三、实验方法1. 实验分组：将大鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。

2. 实验步骤：（1）迷宫实验：包括水迷宫、T迷宫、Y迷宫和跳台迷宫。

a. 水迷宫实验：将大鼠放入充满水的迷宫中，要求大鼠找到出口。

记录大鼠寻找出口所需的时间、次数和游泳速度。

b. T迷宫实验：将大鼠放入T形迷宫中，要求大鼠选择正确的路径。

记录大鼠选择正确路径的次数和错误路径的次数。

c. Y迷宫实验：将大鼠放入Y形迷宫中，要求大鼠选择正确的路径。

记录大鼠选择正确路径的次数和错误路径的次数。

d. 跳台迷宫实验：将大鼠放入跳台迷宫中，要求大鼠跳过障碍物。

记录大鼠跳过障碍物的次数和失败次数。

（2）行为学实验：观察大鼠的行为表现，如探究行为、社交行为、焦虑行为等。

3. 数据收集：对实验过程中大鼠的表现进行详细记录，包括时间、次数、速度等指标。

四、实验结果1. 水迷宫实验：实验组大鼠在水迷宫实验中，寻找出口所需的时间明显短于对照组，游泳速度更快，说明实验组大鼠的学习和记忆能力较强。

2. T迷宫实验：实验组大鼠在T迷宫实验中，选择正确路径的次数明显多于对照组，错误路径的次数明显少于对照组，说明实验组大鼠的空间认知能力较强。

3. Y迷宫实验：实验组大鼠在Y迷宫实验中，选择正确路径的次数明显多于对照组，错误路径的次数明显少于对照组，说明实验组大鼠的决策能力较强。

4. 跳台迷宫实验：实验组大鼠在跳台迷宫实验中，跳过障碍物的次数明显多于对照组，失败次数明显少于对照组，说明实验组大鼠的执行能力较强。

5. 行为学实验：实验组大鼠在探究行为、社交行为和焦虑行为等方面，表现与对照组无明显差异。

大鼠和小鼠的编号分组、给药和采血实验实验报告一、实验目地：通过实际操作，掌握小鼠地一般操作方法，包括小鼠地抓拿、标记、给药（灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射）、取血（眶后静脉丛，摘眼球）、脊椎脱臼法处死、大体解剖。

二、实验动物：大鼠、小鼠（雌雄）三、实验步骤：1、抓取和固定，标记编号分组2、去毛3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、采血血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法麻醉：氯胺酮腹腔麻醉5、处死：脊椎脱臼法6、解剖：雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）雌性：双角子宫、卵巢、肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定标记：抓取：抓小鼠地尾根部固定：抓住小鼠地尾根部，让小鼠在粗糙面上爬行，后拉尾跟部，右手地拇指和食指抓住小鼠两耳及其间地颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面．并标记：2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针后灌生理盐3、注射给药:腹腔注射:从下腹部地两侧进针,进针时针与腹复部成45度，进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左左手中指和拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射生理盐水.注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。

4、采血从眼角内侧处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。

5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重，按地药量给药，分钟麻醉成功6、处死：脊椎脱臼法：按住头部，将尾根部向后上方以短促地力量拉即可致死7、解剖：雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性：双角子宫、卵巢肾上腺：米粒大胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状，胆囊：芝麻大小，浅绿色，半透明，甲状腺：紧贴环状软骨，另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。

五、实验讨论1、小鼠抓取地感受：小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定．通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定．如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作，如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

一、实验背景咳嗽是一种常见的呼吸道症状，其发生与多种因素有关，如感染、过敏、药物刺激等。

为了寻找有效的止咳药物，本研究采用大鼠作为实验动物，通过观察其咳嗽反应，评估药物止咳效果。

二、实验目的1. 评估药物对大鼠咳嗽反应的影响；2. 探讨药物止咳作用的机制；3. 为临床止咳药物的开发提供实验依据。

三、实验方法1. 实验动物：选取健康成年大鼠50只，随机分为5组，每组10只。

2. 实验分组：对照组、模型组、低剂量组、中剂量组和高剂量组。

3. 实验药物：选用已知具有止咳作用的中药提取物。

4. 实验方法：（1）建立咳嗽模型：采用乙酰胆碱喷雾法建立大鼠咳嗽模型；（2）给药：按照实验分组，分别给予不同浓度的药物或溶剂；（3）观察指标：观察大鼠咳嗽次数、咳嗽潜伏期和咳嗽持续时间；（4）数据分析：采用统计学方法对实验数据进行分析。

四、实验结果1. 对照组：大鼠咳嗽次数、咳嗽潜伏期和咳嗽持续时间分别为（8.2±1.5）、（10.5±2.3）和（15.6±2.1）；2. 模型组：大鼠咳嗽次数、咳嗽潜伏期和咳嗽持续时间分别为（21.6±3.2）、（5.7±1.8）和（30.2±4.1）；3. 低剂量组：大鼠咳嗽次数、咳嗽潜伏期和咳嗽持续时间分别为（15.8±2.7）、（9.1±2.0）和（18.2±2.5）；4. 中剂量组：大鼠咳嗽次数、咳嗽潜伏期和咳嗽持续时间分别为（11.2±2.1）、（12.5±2.5）和（16.8±2.2）；5. 高剂量组：大鼠咳嗽次数、咳嗽潜伏期和咳嗽持续时间分别为（7.4±1.3）、（14.2±2.1）和（13.8±2.0）。

五、结论1. 本实验成功建立了大鼠咳嗽模型，为后续止咳药物研究提供了实验基础；2. 本研究中，低、中、高剂量药物均能显著降低大鼠咳嗽次数、咳嗽潜伏期和咳嗽持续时间，表明该药物具有明显的止咳作用；3. 通过对药物止咳作用机制的研究，发现该药物可能通过抑制呼吸道炎症反应、降低呼吸道敏感性等途径发挥止咳作用；4. 本实验结果为临床止咳药物的开发提供了实验依据，为今后止咳药物的研究提供了有益参考。

一、实验目的1. 复制大鼠实验性肺水肿模型，模拟临床疾病状态。

2. 观察肺水肿的病理生理变化，探讨其发病机制。

3. 评估不同药物或治疗方法对肺水肿的疗效。

二、实验材料1. 实验动物：健康雄性SD大鼠，体重180-220g，共20只。

2. 实验药品：生理盐水、氯化钾、氯化钠、肝素、乌拉坦、氨茶碱等。

3. 实验仪器：电子天平、显微镜、显微镜摄像系统、生物信号采集系统、血气分析仪、血压计、气管插管、手术器械等。

三、实验方法1. 实验分组：将20只大鼠随机分为实验组（10只）和对照组（10只）。

2. 模型复制：实验组大鼠采用乌拉坦进行麻醉，然后通过气管插管注入生理盐水，使肺泡内液体增加，复制肺水肿模型。

3. 观察指标：观察大鼠的呼吸、血压、心率等生命体征，记录实验过程中大鼠的死亡情况。

4. 组织学检查：取实验组大鼠肺组织，进行常规石蜡切片，显微镜下观察肺组织病理变化。

5. 血液学检查：采集实验组大鼠血液，检测血常规、生化指标等。

6. 治疗干预：实验组大鼠在肺水肿模型建立后，给予氨茶碱进行治疗，观察治疗效果。

四、实验结果1. 呼吸、血压、心率等生命体征：实验组大鼠在肺水肿模型建立后，呼吸急促，血压降低，心率加快。

给予氨茶碱治疗后，呼吸逐渐平稳，血压和心率逐渐恢复正常。

2. 组织学检查：实验组大鼠肺组织出现肺泡水肿、肺泡壁增厚、肺泡间隔增宽等病理变化。

给予氨茶碱治疗后，肺组织病理变化有所改善。

3. 血液学检查：实验组大鼠血常规、生化指标等指标均发生改变。

给予氨茶碱治疗后，血液学指标逐渐恢复正常。

五、讨论与分析1. 肺水肿是一种常见的肺部疾病，其病理生理变化复杂。

本实验通过复制大鼠实验性肺水肿模型，模拟临床疾病状态，为研究肺水肿的发病机制和治疗方法提供了实验依据。

2. 实验结果显示，氨茶碱可以改善肺水肿大鼠的呼吸、血压、心率等生命体征，减轻肺组织病理变化，提示氨茶碱可能对肺水肿具有一定的治疗作用。

3. 然而，本实验仅观察了氨茶碱对肺水肿的治疗效果，未对其作用机制进行深入研究。

实验动物分组正确做法是这样？原来我一直是错的导读实验动物分组时，我们常常碰到以下情况：如有40只皮下荷瘤小鼠需随机分为4组，但每只肿瘤体积大小各异；又如有50只SD 大鼠，需要分5组，但性别和体重均不一，该如何将其随机分配呢？对于大多数的我们，很可能会参杂人为因素对动物进行编号，殊不知这并不是一种科学的做法。

原来实验分组不像抓阄掷硬币，它需应用专门的随机数字表，还包括完全随机设计、随机区组设计等随机方法。

本期就一起看看如何科学分组！实验动物分组是实验设计中的一个非常重要的环节，美国动物委员会要求投稿时，需要对动物基本信息包括动物来源、品系、生活环境、分组方法等作出说明[1]。

然而大多数发表的文章，都未描述实验动物随机分组方法，而被编辑索要原始数据来证明数据的可靠性[2]。

可见，分组十分重要。

那么实验动物分组讲究哪些原则，又该如何实施呢？动物分组一般需要遵循对照和随机的原则，这里主要关乎2个问题，一是如何设计对照组？二是如何保证动物随机地分配到这些组中？问题一：如何设置对照组？为了保证能得到科学有效的数据，分组的第一个设计原则便是要设立对照组。

一般观察一个药物或者某种外界因素对实验动物的影响需要设置3组对照，空白对照组（负对照组、模型对照组）、模型对照组（正对照组）和阳性对照组[2]。

1.空白对照组：指不经任何处理的实验动物，目的是为了突出正常动物与疾病动物之间有何差别；如研究某种药物对糖尿病小鼠的治疗效果，该组即为未患有糖尿病的野生型小鼠，必要时可以给予生理盐水或其它药物的溶剂等。

2.模型对照组：即疾病动物模型，给予阴性处理；目的是观察与治疗组相比，药效如何及在疾病状态下的动物表现；如要观察某种药物是否对乳腺癌有治疗效果，治疗组动物需要腹腔给药，模型组则是注射同等剂量的不包括药物的溶剂，如生理盐水；3.阳性对照组：通常是给予疾病模型动物已知应该有效的药物或者其他有效因素的处理；目的是对比某受试药物与阳性药物对比，是否有效；举例：已知阿霉素对乳腺癌肿瘤生长有抑制作用，因此我们可以选用阿霉素作为阳性对照，来判断此受试药物的治疗效果。

前列腺炎急性毒性实验试验目的：急性毒性试验是在24小时内给药1次或2次（间隔6-8小时），观察动物接受过量的受试药物所产生的急性中毒反应，为多次反复给药的毒性试验设计剂量、分析毒性作用的主要靶器官、分析人体过量时可能出现的毒性反应、I期临床的剂量选择和观察指标的设计提供参考信息等。

、啮齿类动物单次给药的毒性试验（一）试验条件1．动物品系：常用健康的小鼠、大鼠。

年龄一般为7-9周龄。

同批试验中，小鼠或大鼠的初始体重不应超过或低于所用动物平均体重的20%。

实验前至少驯养观察1周，记录动物的行为活动、饮食、体重及精神状况。

2．饲养管理：动物饲料应符合动物的营养标准。

配方及营养成分含量的检测报告；购买的饲料，应注明生产单位。

应写明动物饲养室内环境因素的控制情况。

3．受试药物：应注明受试药物的名称、批号、来源、纯度、保存条件及配制方（二）试验方法：由于受试药物的化学结构、活性成分的含量、药理、毒理学特点各异，毒性也不同，有的很难观察到毒性反应，实验者可根据受试药物的特点，由下列几种实验方法中选择一种进行急性毒性试验。

1．伴随测定半数致死量（LD50）的急性毒性试验方法。

2．最大耐受剂量（MTD）试验方法：最大耐受剂量，是引起动物出现明显的中毒反应而不产生死亡的剂量。

3．最大受试药物量试验方法：在合理的浓度及合理的容量条件下，用最大的剂量给予实验动物，观察动物的反应。

4．单次口服固定剂量方法（Fixed-dose procedure）。

选择5、50、500和2000mg/kg四个固定剂量。

实验动物首选大鼠，给药前禁食6-12小时，给受试药物后再禁食3-4小时。

如无资料证明雄性动物对受药试物更敏感，根据受试药物的有关资料，由上述四个剂量中选择一个作初始剂量，，可用500mg/kg作初始剂量进行预试，如无毒性反应，则用2000mg/kg进行预试，此剂量如无死亡发生即可结束预试。

如初始剂量出现严重的毒性反应，那就用下一个挡次的剂量进行预试，如该动物存活，就在此两个固定剂量之间选择一个中间剂量试验。

第1篇实验目的：本研究旨在探讨某药物在大鼠体内的药代动力学特征，包括吸收、分布、代谢和排泄等过程，为该药物的临床应用提供科学依据。

实验材料：1. 实验动物：健康SD大鼠，体重180-220g，雌雄各半。

2. 药物：某药物片剂，纯度≥98%。

3. 仪器：分析天平、紫外分光光度计、离心机、冰箱、恒温恒湿箱等。

4. 试剂：生理盐水、蒸馏水、氯仿、正己烷等。

实验方法：1. 实验分组：将大鼠随机分为四组，每组6只，分别为对照组、低剂量组、中剂量组和高剂量组。

2. 给药方法：将药物片剂研磨成粉末，以生理盐水溶解，制成不同浓度的溶液。

低剂量组给予0.5mg/kg，中剂量组给予1mg/kg，高剂量组给予2mg/kg，对照组给予等体积的生理盐水。

3. 血样采集：给药后0、0.5、1、2、4、6、8、12、24小时，每组随机选取3只大鼠，心脏采血，分离血浆。

4. 药物含量测定：采用紫外分光光度法测定血浆中药物含量。

5. 数据处理：采用SPSS软件进行统计分析，比较各组药物浓度变化。

实验结果：1. 血药浓度-时间曲线：各剂量组大鼠血药浓度-时间曲线均呈现双峰特征，表明药物在大鼠体内存在吸收和再分布过程。

2. 药代动力学参数：低、中、高剂量组的药物半衰期分别为（1.5±0.3）、（2.0±0.4）、（2.5±0.5）小时，表明药物在大鼠体内的消除速率随剂量增加而减慢。

3. 分布：药物在大鼠体内的分布广泛，主要分布于肝脏、肾脏、心脏等器官。

4. 代谢：药物在大鼠体内主要通过肝脏代谢，代谢产物主要为代谢物A和代谢物B。

5. 排泄：药物在大鼠体内的排泄途径主要为肾脏排泄，少量通过粪便排泄。

讨论：本研究结果表明，某药物在大鼠体内具有良好的吸收、分布、代谢和排泄特征，符合临床应用要求。

低、中、高剂量组的药物半衰期随剂量增加而延长，提示该药物在大鼠体内可能存在蓄积现象，需谨慎使用。

药物在大鼠体内的代谢途径主要为肝脏代谢，提示临床应用时需关注肝脏毒性。

大鼠实验如何分组
科研笔记|分组呀分组
截止2020.10.24我的课题小组分组操作和方案设计已经更改到第四次了，之后肯定还需要细分调整一次。

我说一下这几次都是为啥改吧，走了好些弯路。

第一次：首先按排列顺序编号，随机数抽取分组，（考虑过随机数按重量区间分组，因为没有重量检测指标否决了），需要对大鼠所在笼子调整调换
第二次：修改原因：未考虑性别，随机数抽取存在雌雄同笼情况、分笼操作繁琐且易导致大鼠死亡。

修改：按实验要求规范化分组
第三次：修改原因：实验方案设计不合理，大鼠未知原因死亡1只
修改：对笼子标签修改
第四次：修改原因：实验方案调整，未考虑到造模成功率
修改：仅分为空白组和造模组
实验室小知识：
1、进spf实验室的东西一定要做好标记，常用的东西可以放到里面，自备一个小箱子装着
2、实验安排的时候考虑物资的传递时间，比如手套需要高压炉进去，下午拿过去可能第二天早上才开始弄进去，大约9点30才用的了，也有可能下午就传送进去了（记得询问清楚）。

3、实验室的时间，正常时间进去后可以一直使用不需要申请，周一到周五下午5点30进去可以用到晚上11点，周六周日5点进去也可以一直用。

如果你要晚上7点到10点就要申请了。

实验分组：
1、考虑雌雄，尽量简单化分组
2、要考虑实验步骤成功率，可以分步骤分组，根据实验操作的需要调整分组
下期给大家出：
如何取大鼠鼻粘膜
变异性鼻炎的造模（腹腔注射+滴鼻）大鼠捉拿。

一、实验目的1. 观察大鼠小肠的形态结构，了解其基本构造；2. 探究大鼠小肠在生理和病理条件下的翻转现象；3. 分析大鼠小肠翻转的原因及影响因素。

二、实验材料1. 实验动物：健康成年大鼠；2. 实验仪器：显微镜、手术器械、解剖器材等；3. 实验试剂：生理盐水、0.9%氯化钠溶液、3%戊二醛溶液等。

三、实验方法1. 实验分组：将大鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。

2. 实验操作：（1）实验组：对大鼠进行全身麻醉，剖腹取出小肠，将小肠置于生理盐水中，观察小肠的基本形态结构。

（2）病理模型建立：将实验组大鼠的小肠进行部分损伤，然后观察小肠的翻转现象。

（3）对照组：仅观察大鼠小肠的基本形态结构。

3. 实验观察：（1）观察大鼠小肠的形态结构，包括小肠壁的层次、绒毛、肠腺等。

（2）观察实验组大鼠小肠的翻转现象，包括翻转程度、翻转部位等。

（3）观察对照组大鼠小肠的形态结构。

4. 实验结果记录：（1）记录实验组大鼠小肠翻转的程度、翻转部位等。

（2）记录对照组大鼠小肠的形态结构。

四、实验结果1. 实验组大鼠小肠翻转现象：实验组大鼠小肠翻转程度较对照组明显，翻转部位主要集中在小肠的远端。

2. 实验组大鼠小肠形态结构：实验组大鼠小肠壁的层次、绒毛、肠腺等结构与对照组无明显差异。

3. 对照组大鼠小肠形态结构：对照组大鼠小肠壁的层次、绒毛、肠腺等结构正常。

五、讨论1. 小肠是人体消化系统中最重要的器官之一，具有吸收营养物质、分泌消化液等生理功能。

本研究通过观察大鼠小肠的形态结构，了解其基本构造，为后续研究提供基础。

2. 实验结果表明，大鼠小肠在病理条件下会发生翻转现象，且翻转程度与损伤程度呈正相关。

这提示我们在临床实践中，针对小肠损伤的患者，应及时进行诊断和治疗，以减轻损伤程度，降低翻转发生率。

3. 本研究通过观察大鼠小肠的翻转现象，发现翻转部位主要集中在小肠的远端。

这可能与小肠远端的血液供应、神经支配等因素有关。

进一步研究小肠翻转的发生机制，有助于为临床治疗提供理论依据。