小鼠尾静脉注射

小鼠尾静脉注射的心得体会Prepared on 22 November 2020小鼠尾静脉注射的心得体会IV比IP困难许多，我练习了非常久了之后，才抓到窍门。

由于当时没有一个人能指导我，所以我的IV技术可说是完全自己摸索出来的。

当我遇到困难时，找了许多课本、网络，可是读了却做不出来，果然theory跟practical之间还是有差距的。

一般书本所形容的IV很简洁，但实际情况要复杂许多，因此不先训练，是一定打不好静脉针的。

照例，打针之前，先量体重、准备要打的液体、做好稀释、load好进针筒里面。

准备好完这些后，就开始要抓老鼠了。

但打IV不能靠普通的restraint方法，因为打静脉要很固定的，不能有丝毫动摇。

因此需要一个restrainer，就是一个小小的塑胶东东，来困住老鼠，但它的尾巴可以掉出来。

你就抓住它的尾巴，然后往尾巴上的静脉打针。

这个restrainer一定要把老鼠牢牢地关在里面，一点都不能动才可以。

这时就要尽量把老鼠压在里面，压成一团也没问题，只要不要弄到它骨折，或者呼吸困难就可以了。

一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里，但因为IV需要的是绝对的动弹不得，所以它会被关压到蛮不舒服的。

而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的，所以打尾巴针对它们来说是相当痛的。

如果不牢牢困住，就算有一点点的位置，它也会挣扎的，它一挣扎，你就打不到了。

为什么那么困难呢就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大，很小而已，只要稍微移动，很容易就打错地方了。

打静脉的针头我一般用30G，是比26G更加细的针头。

我把步骤简化如下：1)把针尖向下，即bevelup，这样比较容易刺进去，位置也能很精准2)从尾巴的最后面开始试，不要一开始就刺比较靠近身体的部位，因为如果弄错了，还可以一直往上继续试，但如果一刺就刺靠近身体的，就没办法再上了3)老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的，就对准红色的线条4)尾巴要抓紧，不要有丝毫动摇，有时候老鼠会挣扎，就要大力一点抓尾巴5)刺进去时，尽量把针摆得跟尾巴越平行越好，因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面，如果有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去)6)可以尽量刺深一点，只要是平行就好，刺得够深的话整支针可以挂在那里不会掉下来的7)往后拉一拉plunger，如果看到血，位置就对了！8)位置对的话，保持针的不动，然后注射，注射的时候会觉得很顺畅，而且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所注射的液体所flushed，所以红色就会慢慢变成白色9)最后把针拉出来，针口的位置会流一点血(代表真的是血管嘛)，然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了那错误又会怎样发生咧举例如下：1)明明是看到自己刺到红色的线条了，可是往后拉的时候没看到血，只是感觉真空压力，这时就可以肯定刺错位置了，刺到尾巴的其他组织上，要拉出来再找一个地方刺，一般不要再刺回同样一个位置2)开始注射后发现很难注射，plunger遇到很大的阻力似的，其实这也是打错了，不在血管里面就会这样，这时你就会看到你打针的部位周围开始泛白，但这个泛白跟血管里面泛白不同，这个泛白就围绕在你打针的部位，而且尾巴的那个部分会开始肿胀。

小鼠尾静脉注射技巧一小鼠保定：据说有专门給小鼠尾静脉注射用的保定装置，叫什麽我不知道，因为我没用，但这个可以用。

师姐给我做示范的时候，是用一个小烧杯罩住小鼠，把尾巴拽出来操作，这种方法好像好多人都在用，可是，需要另一个人按住烧杯才行。

我在网上看到有个人把50ml的离心管帽中央打了一个可以把小鼠尾巴伸出来的洞，离心管尖端锯开一个小口通气，试验时把小鼠放进离心管，拽住尾巴塞入帽上的小孔，把帽拧上就行了。

我觉得这招挺好，照着做了一个，不用怕小鼠回身咬人，很安全也很省钱，不用买仪器了，而且，我找了个铁架台（带夹子那种的），把小鼠塞进离心管后，可以把离心管固定在铁架台上，操作就更方便了。

二小鼠尾静脉：把小鼠塞进离心管前，我先在小鼠尾巴正背侧用记号笔画了一个竖道，拧上帽后，不管小鼠在离心管里面怎麽翻转打滚，把尾巴拉出来可以轻松地判定尾巴的背侧方向，不会整混了。

可以注射的静脉有两根，在正背侧的两边，很容易就能看到，但看到不代表能把针插进去，想进针顺利，尾静脉能够膨胀就行了，开始我把小鼠尾巴放到50度热水里泡这，静脉也膨胀了，也可以进针，可就是尾巴湿漉漉的，很容易滑手，水还得勤热着，不然就凉了，要不就得在旁边放个水浴锅或者电磁炉什麽地，太麻烦了。

后来，还是我师姐厉害，她让我拿个打火机，把尾巴拉出来，一燎，就完事了，而且还能把尾巴上的毛燎掉，我现在就用这种方法，很好使，打火机在尾巴上来回快速燎两下，等两三秒钟侧面的尾静脉颜色就变得特别深，深红色吧好像，不过燎的时间一定把握好，时间短了，静脉不膨胀，长了尾巴会烫坏甚至着火，建议开始时快一点燎，多燎两次就知道应该多久是最好地了。

三进针：我用的是1ml的针，每次注射大约100~200ul。

按照上述方法处理完尾静脉后，左手中指和食指夹住鼠尾大约二分之一处，大拇指和无名指夹住尾巴下部，别太靠近尾尖，容易失手，还有，就是中指和食指固定位置后把鼠尾前部分顺着离心管帽上的孔往里塞，直到这两根手指卡到官帽，放置注射的时候小鼠挣扎而打偏。

各位高手提供的方法希望对你有帮助我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。

尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。

注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。

我推药液时也挺顺的。

但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。

但推走后，看到的就是血管变白了。

是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。

我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。

请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。

经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈2－酒精涂搽或温水浸泡3－剃须刀备皮4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。

5－普通细针容易移位和穿破血管。

用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。

进针时角度要小一些，一般15°就行了。

进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。

注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。

左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。

在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。

之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。

实验小鼠给药与采血方法1.实验小鼠给药方法：a.静脉注射：i.静脉注射是一种常用的给药方法，适用于需要迅速将药物输送到循环系统中的实验。

ii. 首先，选择小鼠尾静脉作为给药途径。

悬空小鼠尾部并握紧尾根，使用角度较小的针头（例如26G针头）直接注射药物。

iii. 注射前，可以先用温水或者温湿纱布预热小鼠的尾部，以增强血管的扩张和血流。

iv. 确认成功注射药物后，将小鼠放回饲养笼中，并观察其行为和健康状况。

b.口服给药：i.口服给药是一种常用的给药方法，适用于需要药物通过消化系统进行吸收的实验。

ii. 在给药前，可以在小鼠笼子的饮水中添加药物溶液，或将药物悬浮液灌注到小鼠胃部。

iii. 同时，在给药过程中，需要将小鼠固定住，可以使用实验动物颈环进行固定。

iv. 给药后，观察小鼠的饮食情况和健康状况，并适当调整药物剂量和给药方式。

2.实验小鼠采血方法：a.尾静脉采血：i.尾静脉采血是一种常用的、非常便捷的小鼠采血方法。

ii. 首先，选择小鼠尾部静脉作为采血部位。

悬空小鼠尾部并使用温湿纱布加热，以增加血管扩张和血流。

iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，刺入尾静脉，然后将血收集到适当的试管中。

iv. 在采血过程中，保持顺利的血流，可以使用温湿纱布加热尾部以保持血管扩张。

v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，以避免出血和感染。

vi. 采血结束后，观察小鼠的健康状况，并给予适当的处理和护理。

b.眼窝静脉注射采血：i.眼窝静脉采血是一种比较特殊的小鼠采血方法，适用于需要大量血液样本的实验。

ii. 在采血前，可以使用温湿纱布加热小鼠眼部，以增加血管扩张和血流。

iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，插入眼窝静脉并拔回，将血液从针头收集到适当的试管中。

iv. 在采血过程中，保持稳定的手部和注射器位置，以避免对小鼠造成伤害。

v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，并进行适当的处理和护理，以减少对小鼠的不适和伤害。

小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球（酒精棉球和干棉球）、试管夹、橡胶手套、固定器(自制，将50mL 螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔，离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔)，电热恒温水槽。

二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。

2.尾静脉的准备对于小鼠，其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。

动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0 .5 mm，但当遇到热水，75 %酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9±0 .7 mm。

可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉法适用于室温较低的情况。

如果是炎炎夏天，可直接省去热水浸泡，改为喷酒精即可。

3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。

背部1天，两侧各1条。

由于背部静脉较深，较细，一般选择侧面的2条。

4.注射器的选择选择1-2ml注射器，针头采用4号或4.5号（外径为0.4mm，0.45mm）。

注射器吸入药液后，应将空气推出，防止因空气栓塞。

5.注射用75%酒精消毒鼠尾后，一般在尾部远端的1/3到1/2处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易，而且一旦注射不成功，可以有更多近端注射的余地。

将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上，右手进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，一旦进入，将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。

如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。

若针头不在血管中，手感针行有阻力。

进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了。

如果推液阻力较大，甚至注射处出现渗液，则说明不在静脉内，需要重新调整注射。

小鼠注射方式的缩写符号1.腹腔注射（Intraperitoneal Injections，IP）小鼠腹腔注射的位置在下腹部腹中线两侧0.5cm处，未免伤及脏器，保定小鼠时需使其头部稍向后仰，以使其下腹部脏器上移。

（1）抓取小鼠，使其头部稍向后仰。

（2）以75%酒精棉球消毒注射部位。

（3）先将注射器针头刺入皮肤，进入皮下后，向下倾斜针头，以约45度刺入小鼠腹腔。

注意：穿透腹膜后，针尖的阻力消失。

（4）回抽针栓，如无回血或液体即可注入药物。

注意：腹腔注射麻醉操作与此操作相似。

2.尾静脉注射（Intravenous Injections，IV）小鼠尾部背侧及两侧各有一根静脉，由于两侧的静脉易于固定，可用于注射及采血。

（1）将小鼠用专门的保定器保定，使其尾部充分暴露。

（2）将其尾部用酒精棉球反复擦拭，并轻轻捏住尾根部，轻弹注射位置，以使血管充盈扩张，或用45-50℃的温水浸泡30秒。

（3）用拇指和食指固定住尾部。

（4）右手持注射器，沿与静脉平行方向，在鼠尾后1/4处进针。

（5）针头刺入至少3mm后，轻推针栓，如无阻力，即可注射。

注意：如阻力较大，或注射时有隆起，则说明注射到了皮下。

此时应迅速抽出注射器，轻轻在原注射位点稍上的位置再次注射。

（6）注射后，以干棉球按压止血或把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射，应从尾部末端开始，逐渐向尾根方向移动。

3.肌肉注射（intramuscular injection，IM）固定小鼠后，用小指和大鱼际固定住后肢，XX%酒精消毒注射部位，斜着XX度角进针入后肢大腿根部。

回抽针栓，以确定没有注射入血管内。

假如没有回血，慢慢注射药物。

4.皮下注射（Subcutaneous Injections，SQ）固定小鼠后，用拇指和食指绷紧背颈部皮肤，用70%酒精消毒注射部位，斜着插入注射针头。

针头应沿着皮肤平行的方向插入，5.皮内注射（Intradermal Injections，ID）固定小鼠后，用70%酒精消毒注射部位，斜着插入注射针头，之后几乎和皮肤平行的方向在皮下走行3-5mm，注射药物。

小鼠尾静脉注射：高手经验谈1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。

我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。

（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下2/3~1/2处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺. 或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。

用干棉球擦干。

血管应选择两侧的血管，从下向上扎。

这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。

3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针）4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下1/3部位，针斜面向上，在尾部的下1/3-1/2处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。

如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。

若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。

尾静脉注射技巧
尾静脉注射是指将药物注射入小鼠、大鼠尾部的静脉，通常用于实验室动物的药理研究、毒理研究和生物学实验等研究领域。

以下是尾静脉注射的技巧：
1.准备好注射器、药物和针头。

注射器选择0.5毫升或1毫升的，针头可以选择30号或32号。

2.将小鼠或大鼠置于实验台上，用70%乙醇清洁尾部。

3.可以用温水浸泡尾巴5-10分钟，使尾巴血管扩张，易于找到尾静脉。

4.用手指轻轻压迫尾部，将血液推至尾的远端，找到尾的基部，可以在尾基部用光镜找到明显的血管。

5.用消毒的针头轻轻扎破皮肤，针头与血管成约45度角度插入尾静脉，向远端轻轻推进，直到看到血液。

6.吸取药液，将药物注入尾静脉内。

7.拔出针头，用棉球或压迫止血器压迫注射部位，避免流血。

8.观察研究动物的反应状态，如有异常情况及时处理。

注射完毕后，可以将小鼠或大鼠放回笼子内，并留意其情况，通常注射后应保持动物安静，24小时内不给予水和食物。

需要注意的是，尾静脉注射对动物可能存在一定的刺激和压迫，应根据具体实验需要和动物功能状态选择注射液量和注射频率，避免超量或过
度注射导致动物伤害和严重不良反应。

同时也要严格按照实验室动物合法管理要求进行操作，减少对动物的伤害。

由于小鼠体型小，生长繁殖快，成本低，易于控制，因此常被用作医学实验动物。

但由于小鼠尾静脉细，穿刺难度大，很大程度上制约了实验的成功与否。

本实验室经过长期的动物实验，掌握了单人小鼠尾静脉注射技术，保证了实验的顺利完成。

在做好实验前的准备工作后，用左手拇指、食指和中指捏住小鼠尾部1/3处，将小鼠尾巴拉直、绷紧，进行常规皮肤消毒，用75%乙醇反复擦拭一侧尾静脉，至血管清晰可见后，右手持注射器（4号针头，规格045），针头斜面向上，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾部末端处（1/3~1/4）向近心端进针，此处皮肤较薄，血管明显突出表皮，进针容易。

然后左手将尾部和注射器固定好，右手轻推注射器缓慢给药，如无阻力，表示穿刺成功，若出现阻力，且尾部肿胀变白，应立即拔出针头，保护血管避免药物外渗，重新进行静脉穿刺。

注射完毕后，左手拇指压住注射部位拔出针头，用干棉球轻压针眼止血。

此操作由单人完成，简单易行且成功率较高。

用75%乙醇反复擦拭静脉能有效扩张静脉血管，使之清晰可见。

因传统的小鼠尾静脉注射都是两人合作进行操作，若配合不当，易造成穿刺失败。

而单人操作时，小鼠的顺应性较好，既节省了人力又节约了时间。

实验中用75%乙醇反复擦拭两侧静脉扩张血管，选择一条扩张明显的血管进行注射，其效果优于其他扩血管方法，如：热水浸泡法、涂抹二甲苯、灯泡热烤等。

另外，由于实验中往往需要对大量小鼠进行反复多次注射，上述的方法在操作时比较繁琐，耗时较长，如果掌握不好温度和时间容易影响穿刺效果，并且极易造成对小鼠的伤害，影响实验结果。

通过以上的实验经验，我们总结了单人小鼠尾静脉注射的基本要领：①要有足够的信心和耐心，保持心态平稳。

②室温控制在25℃以上，光线充足。

③熟悉小鼠尾静脉的解剖位置，选准静脉，注射部位一定从小鼠静脉远端开始逐步向上，保护好血管。

④用75%乙醇反复擦拭，看清静脉血管的走向，做到心中有数。

⑤进针时一定要掌握好进针角度，进针后固定好小鼠尾部与针头，以防小鼠乱动致针头脱出血管。

小鼠尾静脉注射操作要点
1. 嘿，你知道吗，小鼠尾静脉注射关键之一就是得找对位置呀！就像射箭要瞄准靶心一样，得准确找到那细细的尾静脉。

比如用手指轻轻按住小鼠尾巴根部，让静脉鼓起来，这时候可千万别手抖啊！要不然可就扎偏啦。

2. 一定要保持耐心呀！这可不是一下子就能搞定的事儿，就跟你拼图似的，得慢慢来。

注射的时候别着急，慢慢推进药液，你着急了，小鼠也会感受到你的慌张呀！比如稍微快点推药，小鼠可能就会乱动哦。

3. 消毒这个步骤可别小瞧了啊！这就好比出门前要整理好衣服一样重要。

要用酒精好好擦擦，不然感染了可不得了。

就像你受伤了不消毒会发炎一样呢！
4. 注射的角度也很有讲究哦！太斜了不行，太直了也不行，这就像走平衡木一样，得把握好那个度。

比如说角度不对，药液可能就进不去或者漏出来啦。

5. 还有呀，要控制好力度呀！不能太轻也不能太重，这和你开门时用的力气差不多吧。

太轻了门打不开，太重了会把门弄坏呀！要是注射力度不对，小鼠会很不舒服的呢。

6. 最后啊，多练习才能熟能生巧呀！刚开始可能会失败，别灰心，谁还没有个学习的过程呀！就像学骑自行车，一开始会摔倒，但多练几次就会啦。

每次练习都要总结经验，这样下次就会做得更好啦！我觉得呀，只要掌握好这些要点，小鼠尾静脉注射也没那么难嘛！。

小鼠尾静脉注射是药理、毒理实验中常用的注射方法，有些实验要求注射时速快、准确。

我们在长期的动物实验技能操作中，总结出一种新的小鼠尾静脉注射方法，具体方法介绍如下。

1器材1ml一次性注射器，棉球、纱布、毛巾或棉纱手套。

2方法2.1 固定小鼠尾部血管在背、腹侧及左右两侧均有集中分布，每侧均由数对伴行的动、静脉组成的血管丛。

在这些血管中有4根十分明显：背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉。

两侧尾静脉比较容易固定。

将小鼠置于实验台上，操作（甲）左手（戴棉纱手套，也可用毛巾或几层纱布盖住小鼠背部及头部）轻轻按住动物头部及身体，使其露出尾巴。

拇指及食指捏住小鼠尾巴根部，注意避开血管。

右手大拇指及食指挤压小鼠尾巴根部静脉并往尾巴尖部推，同时将尾部向左或向右拧约90°，使一侧尾静脉充盈朝上。

操作（乙）左手朝上，食指及中指置小鼠尾巴尾部，用拇指和食指控制小鼠尾巴角度，使其尾巴尖部朝下（图1）。

左手食指及中指靠在实验台（桌）边缘，使小鼠尾巴与实验台保持平行。

2.2 进针（乙）右手持1ml注射器（4号针头），使针头与静脉平行（小于15°），从尾下1/4处（约距尾尖2cm）进针，于小鼠尾巴拐弯处平行刺入已经充盈的尾静脉内3~5mm。

注射器外套置于拇指及中指交叉处，并调整好位置，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线（图2）。

2.3 注射（乙）松开注射器，食指及中指夹住注射器外套，拇指推注射器按手，并将药液按一定速度推入（图3），同时（甲）松开挤压的血管。

刺入后先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。

注射时若出现隆起的白色皮丘，说明针头未注入血管，应重新向尾巴根部移动注射。

这种注射方法准确率高、速度快，1h可以完成注射约100~150只。

注射完毕后用棉球按压止血。

一次注射量小鼠为0.1~0.2ml/10g体重。

如需反复注射，应尽可能从小鼠尾巴末端开始，以后向尾巴根部方向移动注射。

3体会传统的小鼠尾静脉注射法是将小鼠置于特制的固定筒内（或倒置的大漏斗、乳钵下），使鼠尾在外。

大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得- -大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得关键步骤是:1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。

小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。

如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

或者用这个方法：1 小鼠要固定好，自制一个笼子，前面通气，中间最好有一个挡板，让小鼠不能后退，筒子后面开一个口，尾巴从这里出来，这样固定牢靠；2、注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟，有利于注射；3、先远后尽，不要一开始就从尾根部，那样失败了不好办；4、进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。

至于能否穿进，个人手感如何，全靠自己啦。

多练习，一定很快掌握的，不难，绝对不难！我练习10余只小鼠就比较熟练了2. 用酒精棉球擦拭尾巴,使血管扩张;或者用热水或者热毛巾焐热，使静脉扩张；选用适当的针头，越细越好；在尾部较靠近上段的地方注射，这里血管比较大。

用酒精或热水擦拭，擦拭的时候，可把尾巴用力扯在桌面上。

注射状态为尾巴发白，紧靠白色的尾骨两侧清晰可见两根红色静脉。

3.用左手的食指,中指,无名指及大拇指将小鼠尾巴固定,; 手法：握住1ml注射器前面0.1ml处。

右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处按此手形进针；看针尖前面那个斜面有3/4（关键），如果血管充盈则进1/2，进入，停，上挑针头，进针；左右轻摆动，如可动，可注射。

原则是：把你第一次打进的手形，完全固定下来，每次都重复。

4.注射:注射时左手扯尾，使尾巴紧贴桌面，尾巴与桌边紧贴转弯处为进针部位，一般选择距尾尖1/4或1/3处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易。

⼩⿏尾静脉注射的基本操作过程及注意事项
尾静脉注射是常见的的系统性注射⽅式，通过这种⽅式可以感染全⾝的⼤多数器官，它的优
点是操作简便，对动物的损伤较⼩，缺点是⽆法实现特异性感染，尤其是肝脏、⾎管等更易
感。

具体步骤如下：
尾静脉注射⽰意图
1. 实验前准备
准备内容：⼩⿏、⼩⿏固定器 ( 或 50ml 离⼼管）、1ml 注射器、酒精棉球、病毒 ( 冰浴融化）、⽣理盐⽔或 PBS。

2. ⼩⿏固定
a. ⾸先提取⼩⿏尾巴，将其放在⿏笼盖或⼿臂上，并进⾏适当安抚；
b. 然后将⼩⿏装⼊固定器( 可⽤50ml 离⼼管改造）中，盖紧盖⼦，并使其尾巴朝外露
出；
c. ⽤酒精棉球擦拭⼩⿏尾巴，使其⾎管扩张 ( 也可⽤热⽔、加热器等）。

3. 病毒注射
a. ⽤⽣理盐⽔或 PBS 将病毒稀释⾄合适滴度 ( 控制病毒注射体积在100-200μl）；
b. ⽤ 1ml 注射器吸取 100~200μl 病毒；
c. 将⼩⿏尾巴拉直使其红⾊静脉清晰可见，在距尾尖1/3 处进针，缓慢注⼊病毒后拔出，
⽤棉球按压注射点 1min 左右以⽌⾎。

4. 动物恢复
将⼩⿏从固定器上取下，放回原饲养笼中。

常见小鼠给药及采血方法常见的小鼠给药和采血方法是科研实验中非常常用的技术手段，在实验过程中对小鼠进行给药和采血可以获取药物的药代动力学信息，并且用于评估药物的疗效。

下面将详细介绍常见的小鼠给药方法和小鼠采血方法。

一、小鼠给药方法：1.口服给药：口服给药是最常见且简单的给药方法，适用于药物通过胃肠道吸收的情况。

通常使用胃管或者灌胃针将药物溶液灌入小鼠的胃中，可以精确控制给药剂量。

在给药前需要将小鼠禁食一段时间，以确保胃中没有食物。

2.稀释给药：稀释给药主要是用于药物溶解度较低的情况，通常使用溶剂将药物稀释后进行给药。

常用的稀释溶剂有PBS、麦芽糊精等。

在给药过程中需要控制好溶剂比例，避免对小鼠造成不必要的伤害。

3.注射给药：注射给药分为皮下注射、腹腔注射和静脉注射等。

皮下注射适用于需要给予较小剂量的药物，腹腔注射适用于需要给予中等剂量的药物，静脉注射适用于需要给予大剂量的药物。

注射给药需要掌握好注射技巧，避免对小鼠造成伤害。

4.气管给药：气管给药主要用于给药物通过呼吸道吸收的情况，通常使用雾化器将药物转化为粒径合适的颗粒进行给药。

此方法可以避免药物通过其他途径的代谢和消除，提高药物的生物利用度。

给药时需要注意控制好呼吸机的参数。

二、小鼠采血方法：1.尾静脉采血：尾静脉采血是最常用的小鼠采血方法，适用于需要采集较小量血液的情况。

通常使用尾静脉切口钳夹住小鼠的尾部，然后用刀片或者盖玻片划破尾静脉进行采血。

在采血前可以将小鼠的尾部浸泡在温水中，以扩张血管。

2.空心针穿刺静脉采血：空心针穿刺静脉采血适用于需要采集较大量血液的情况。

通常选择小鼠的颈静脉或者股静脉进行穿刺。

在采血前需要消毒采血部位，并使用无菌技术进行采血操作。

3.心脏穿刺采血：心脏穿刺采血是最常用于大量采血的方法，但是操作较为复杂且有一定难度，需要具备一定的技术经验。

在采血前需要消毒采血部位，并使用无菌技术进行采血操作。

给药和采血对小鼠的健康和生长状态有一定的影响，需要在实验过程中注意动物的福利和保护动物的权益，严格按照实验伦理和动物保护法规进行操作，以确保实验结果的准确性和可靠性。

各位高手提供的方法希望对你有帮助我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。

尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。

注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。

我推药液时也挺顺的。

但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。

但推走后，看到的就是血管变白了。

是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。

我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。

请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。

经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈2－酒精涂搽或温水浸泡3－剃须刀备皮4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。

5－普通细针容易移位和穿破血管。

用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。

进针时角度要小一些，一般15°就行了。

进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。

注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。

左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。

在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。

之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。

小鼠静脉注射注意事项小鼠静脉注射是一种常见的实验方法，用于给小鼠注射药物、染料或其他实验物质。

正确的操作和注意事项对实验结果的准确性至关重要。

以下是关于小鼠静脉注射的注意事项：1. 首先，应该选择适当的注射方法，常见的方法有尾静脉注射和颞静脉注射。

颞静脉注射主要用于小鼠神经科学研究，尾静脉注射适用于大部分其他实验。

2. 在进行注射前，需要正确准备实验材料和设备。

实验材料包括注射液、微注射器、空针头、注射器连接管等。

设备包括注射麻醉器和显微注射泵。

3. 在动物进行注射之前，需要进行动物麻醉以减轻疼痛感。

常用的麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉。

全身麻醉一般使用七氟醚、异氟醚或氯仿等麻醉药物，局部麻醉则使用局部麻醉药物比如利多卡因。

4. 在指定的注射部位进行消毒。

可以使用75％酒精擦拭注射部位，然后使用棉球沾取碘酒涂抹于注射部位。

5. 注射时需要注意操作的轻柔和准确。

首先，将动物固定住以防止移动。

显微注射泵可以提供更准确的注射控制，可以根据需要调节输液速度。

选择合适大小的针头和注射器，以确保注射液能够顺利进入小鼠的静脉。

6. 注射前要注意排气。

排除注射器内的空气可以防止空气栓塞的发生。

在连接管和针头上进行排气，可以通过轻轻按压注射器活塞来排出气泡。

7. 在注射过程中，要观察小鼠的体征和反应。

注射过程中，小鼠可能会有一些不适反应，如呼吸困难、运动障碍等。

如果有不良反应，应立即停止注射并及时采取措施。

8. 完成注射后，应留意局部反应。

密切观察注射部位，如果有明显红肿、渗液或其他异常反应，可能是发生了注射相关的并发症，应及时处理。

9. 注射完成后，要及时监护小鼠的恢复情况。

麻醉的小鼠需要在恢复笼中观察，尽快恢复正常后才能放回到正常的环境中。

10. 对于实验结束后不需要的小鼠，应该进行安乐死处置，以避免动物疼痛。

总之，小鼠静脉注射是一种常见的实验方法，正确的操作和注意事项能够保证实验结果的准确性。

在进行注射前应准备好合适的材料和设备，进行正确的麻醉和消毒操作，细心观察注射过程和注射后的反应，并及时处理可能出现的并发症。

小鼠静脉注射注意事项小鼠静脉注射是在实验动物研究中常用的一种技术。

以下是关于小鼠静脉注射的注意事项：1. 前期准备：在进行小鼠静脉注射之前，必须对实验室环境和设备进行彻底清洁，以避免感染的风险。

此外，需要准备好注射所需要的材料，如注射器、针头、注射液等。

2. 选择合适的小鼠：选择体重适当、年龄健康的小鼠进行静脉注射。

通常，小鼠的体重在20-30克之间比较适宜。

3. 安全操作：在进行小鼠静脉注射之前，必须确保自己具备相关的实验操作技能，并且佩戴好个人防护装备，如手套和口罩。

4. 麻醉小鼠：静脉注射过程中，为了减少小鼠的不适和疼痛感，通常需要采用适当的麻醉方法。

常见的麻醉方法包括肌肉注射麻醉剂和吸入麻醉剂。

5. 寻找静脉：在进行小鼠静脉注射之前，必须能够准确地找到小鼠的静脉。

通常，可以通过选择适当的穿刺部位，如尾静脉、颈静脉或眼眶静脉等来实现。

6. 注射途径：小鼠静脉注射可以选择尾静脉、颈静脉或眼眶静脉等途径。

尾静脉是最常用的注射途径，因为其易于操作且较容易找到。

7. 注射器和针头的选择：在进行小鼠静脉注射时，需要选择与小鼠体重相适应的注射器和针头。

如果使用过大的注射器和针头，可能会造成血管损伤或者血栓形成。

8. 操作技巧：在进行小鼠静脉注射时，需要采用准确而稳定的手法。

在穿刺静脉之前，可以提前准备好一只用于固定小鼠的手套，以确保操作的顺利进行。

9. 注射液的选择：在进行小鼠静脉注射时，需要选择合适的注射液。

根据实验需求，可以选择生理盐水、药物溶液等。

10. 注射速度和量：小鼠静脉注射的速度和量需要仔细掌握。

注射速度过快可能会导致注射液外溢或静脉破裂，而注射量过大可能会造成小鼠的过度负担。

11. 防止感染：在进行小鼠静脉注射之后，需要及时处理好注射器和针头等使用过的材料，并将其进行消毒。

此外，还需要对小鼠注射部位进行消毒，以防止感染的发生。

12. 观察和记录：在进行小鼠静脉注射之后，需要密切观察小鼠的行为和健康状况。

尾静脉注射原理嘿，朋友们！今天咱来唠唠尾静脉注射这事儿。

你说这尾静脉注射啊，就好比是给身体开了个特别的通道。

咱想象一下，那细细的尾静脉就像是一条小小的秘密通道，药物啊就顺着这通道一路小跑，快速地去到该去的地方发挥作用。

这可比走那些弯弯绕绕的路快多了呀！给小鼠做尾静脉注射的时候，那可得有点小技巧。

你得先把小鼠安抚好，不然它乱动起来，那可就麻烦啦！就像哄小孩一样，得温柔点。

然后呢，轻轻地把它的尾巴固定住，找准那细细的静脉。

这可不能马虎，得瞪大眼睛仔细瞧。

要是找错了，那可就像是在迷宫里迷路了一样，白费力气。

注射的时候呢，手可得稳，不能抖啊。

这就好像是在走钢丝，得小心翼翼的。

要是手一抖，哎呀，那可就糟糕啦！药物没进去，反而弄伤了小鼠。

你说这尾静脉注射重要不？那当然重要啦！很多实验都得靠它呢。

它就像是一把钥匙，能打开研究的大门。

没有它，很多实验都没法进行下去。

而且啊，做尾静脉注射也不是一次就能成功的，得多练习才行。

就跟学骑自行车似的，一开始总是摇摇晃晃的，但练着练着就熟练啦。

每次成功注射后，那种成就感，就像自己攻克了一座小山一样，别提多高兴啦！咱再想想，要是医生给咱打针的时候也马马虎虎的，那咱能放心吗？肯定不行呀！所以做尾静脉注射也得认真对待，这可关系到实验的结果呢。

在这个过程中，耐心是特别重要的。

不能因为一次没成功就着急上火呀，得慢慢来。

就好像钓鱼，得有耐心等鱼儿上钩。

着急可钓不到大鱼哦！总之呢，尾静脉注射这事儿看着小，实则很关键。

它就像是实验中的一个小魔法，能让我们看到很多神奇的结果。

所以啊，大家可得好好对待它，让它发挥出最大的作用呀！这就是我对尾静脉注射的看法，你们觉得呢？。