下载文档原格式
实验动物基本操作技术动物饲养是实验动物基本操作技术的核心之一、在实验动物饲养过程中，需要关注以下几个方面的内容：1.饲料和水的供给：不同动物种类对饲料和水的需求有所差异，必须根据种类的需要提供合适的饮食。
同时，要保持饲料和水的干净卫生，定期更换。
2.温度和湿度的管理：动物对温度和湿度的适应能力有限，要提供适宜的环境温度和湿度，确保动物的舒适和安全。
3.条件和设备的维护：保持动物舍内的垃圾清理和消毒工作，保持动物舍的通风良好，还需定期检查设备的功能和安全性，确保工作的顺利进行。
4.动物健康监测：对饲养的动物进行定期体检，观察动物的行为和身体状况，及时发现问题并采取相应的处理措施。
标记是实验动物基本操作技术中另一个重要的环节。
通过给动物进行标记，可以对动物进行个体识别，以便进行个体差异的研究和实验的后续分析。
常用的标记方法包括：1.耳标和足环：适用于鸟类和其他较小的动物。
2.皮下植入芯片：适用于小鼠、大鼠等较大的实验动物，可以在动物身体中植入微型芯片，通过读卡器来读取个体信息。
3.颈环和颈圈：适用于大型鸟类和大型哺乳动物。
取材是实验动物基本操作技术中的重要环节，包括活体取材和死体解剖两种情况：1.活体取材：一些实验需要从活体动物中获得血液、组织、器官等样品，一般采用静脉采血或者穿刺取材的方式。
在实施这些操作时，需要注意动物的安全和舒适，确保操作程序正确。
2.死体解剖：一些实验需要对动物进行死体解剖，获得更加精确的样本。
在进行解剖时，需要注意解剖操作的规范化，防止交叉污染。
检查和观察是实验动物基本操作技术中必不可少的环节。
通过对实验动物进行检查和观察，可以了解动物的健康状况、行为和生理变化等信息，为后续实验数据的解释提供依据。
常用的观察方法包括：1.行为观察：观察动物的一般活动情况，包括精神状态、进食、排便和休息等行为。
2.体征观察：观察动物的体表情况，包括毛发的质量和数量、皮肤的颜色和温度变化等。
总之，实验动物基本操作技术是进行动物实验的基础，包括动物饲养、标记、取材、检查和观察等操作。
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验的基本操作技术
实验动物
实验动物(experimental animals)是指经过人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚，应用于科研、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。
这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。
一、常用实验动物的种类和特点
（一）狗(dog)属于哺乳纲、食肉目、犬科动物。
其嗅觉、视和听觉均很灵敏，对外界环境的适应能力强。
消化、循环和神经系统均发达，且与人类很相似。
适用于各类实验外科手术学的教学和临床科研工作，是复制休克、DIC、动脉粥样硬化等动物模型首选的动物之一，由于其价格较昂贵，教学实验中不如某些中小动物常用。
（二）家兔(rabbit) 属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食类动物。
品种有：青紫蓝兔（livor blue rabbit）、中国白兔（china white rabbit）、新西兰白兔和大耳白兔（maximus ear white rabbit）等。
具有性情温顺，对温度适应敏锐和便于静脉注射等特点，是教学实验中最常用的动物之一。
可用于血压、呼吸、泌尿等多种实验，还可用于体温实验和热原的研究与鉴定。
（三）大白鼠(rat) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。
其性情凶猛、喜欢啃咬、繁殖周期短、抗病能力较强、心血管反应敏锐。
用于水肿、休克、炎症、心功能不全、肾功能不全和应激反应等实验。
大鼠不能呕吐，故不能做催吐实验。
（四）小白鼠(mouse) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。
具有繁殖周期短、产仔多、生长快、体型小、温顺易捉、易于饲养等特点。
广泛应用于各种药物的毒理实验、药物筛选实验、生物药效学实验，以及癌症研究、营养学、遗传学、免疫性疾病研究等项实验。
（五）豚鼠(cavy) 属哺乳纲、啮齿目、豚鼠科类动物。
又名天丝鼠、荷兰猪。
其性情温顺，嗅觉和听觉较发达。
对某些病毒反应敏锐，易引起变态反应。
适用于药理学、营养学、各种传染病的实验研究。
细菌、病毒诊断学研究、过敏、变态反应性实验研究和内耳及听神经疾病研究。
也常用于离体心脏实验研究。
（六）蛙和蟾蜍(frog and toad ) 均属两栖纲、无尾目类动物。
常用于教学实验。
其心脏在离体后仍可有节律地跳动。
常用于心脏生理、药理和病生实验。
蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。
此外，蛙类还可用于水肿和肾功能不全的实验研究。
二、常用实验动物的品系
（一）按遗传学控制分类
1．近交系既纯系动物(I line animals)
经连续20代（或以上）的全同胞兄妹交配，（或者亲代与子代交配）而培养出来的遗传基因纯化的品系。
品系内所有个体都可追溯到起源于第20代或以后代数的一对共同祖先。
由于此种交配较为方便而多被采用。
Mouse、rat等一些实验动物的近交系的育成极大地促进了生物医学实验研究的发展，尤其对于肿瘤研究的进展起到了更为重要的作用。
人们曾习惯用“纯种”称呼近交系。
2．封闭群动物(blocking nest animals)
以非近亲交配方式进行繁殖生产的实验动物种群，在不从外部引入新个体的条件下，至少连续繁殖4代以上，称为一个封闭群，或叫远交群。
常见的blocking nest animals有：NIH mouse、Wistar rat、Hartley cavy和新西兰白兔等。
Blocking nest animals具有较强的繁殖力和生命力，对疾病抵抗力强，寿命长，生产成本低等优点。
因而广泛应用于教学与科研实验中。
3．杂交一代动物(cross uni-generation animals)
两个不同近交系杂交所产生的第一代动物称为cross uni-generation animals或F1代。
它既有近交系动物（inbred line Animals）的特点，又具有杂交的优势。
Cross uni-generation animals 生命力旺盛，繁殖率高，生长快、体质健壮，抗病力强。
它与inbred line animals有同样的实验效果。
又称为系统杂交性动物（system crossability animals）。
4．突变品系动物(mutational strain animals)
育种过程中，出于单个基因的突变，或将某个基因导入，或通过多次回交“留种”，而建立一个同类突变品系（mutational strain）。
此类个体具有同样遗传缺陷或病态。
如肥胖症、侏儒症、肌萎缩、白内障、视网膜退化、无毛等等，现己培养成的自然具有某些病的mutational strain有：白血病鼠、糖尿病鼠、肿瘤鼠、贫血鼠、高血压鼠和裸鼠(无胸腺无毛)等等，这些品系的动物对于研究相应疾病的防治具有很重要的价值。
5．非纯系动物(no-sheer series)
一般是指任意交配繁殖的杂种动物。
此类动物具有生命力旺盛、适应性强、繁殖率高、生长快、易于饲养管理等优点。
其缺点是个体差异大、反应性不规则、实验结果的重复性差。
由于其中包含有最敏感的与最不敏感的两种极端的个体，因此适用于筛选性实验。
杂种动物比较经济、教学实验中最常用。
（二）按微生物控制分类
根据实验动物所携带其它生命体的情况，目前我国将实验动物分为四个等级，即一级：普通动物；二级：清洁动物；三级：无特定病原体动物(SPF动物)；四级：无菌动物(GF动物)和悉生动物（GN动物）。
1．普通动物（common animals）：饲养在开放环境中，未经积极的微生物控制，不携带人兽共患病和动物烈性传染病病原体的动物。
2．清洁动物（clearing animals）：是除一级动物应排除的病原外，不携带对动物危害大和对科学研究干扰大的病原体的动物。
3．无特定病原体动物(SPF动物)
无特定病原体动物简称SPF动物：是指除一、二级动物应排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原体实验动物。
4．无菌动物（GF）
是指体表、体内任何部位均检不出微生物、寄生虫的实验动物。
此种动物系在无菌条件下剖腹取出。
在无菌、恒温、恒湿的条件下饲养。
食物与饮料全部无菌。
5．悉生动物（GN）
是指在无菌动物体内，移入一种或几种已知微生物后的动物。
悉生动物繁殖饲养条件复杂、价格昂贵，故不适用于教学，但对某些生物医学研究具有重要的意义。
普通动物和清洁动物因价格较低，常常用于教学实验。
实验动物的选择
一、种属的选择( genus excerpt)
根据不同的实验目的，选择相应的种属。
不同种属的动物对于同一疾病的刺激是有不同的反应程度的。
例如在进行过敏反应或变态反应实验时，应首选豚鼠，而做发热、热原检定、解热药的实验时应选择家兔、犬。
家免、大白鼠常用于高血压研究、小白鼠则宜进行各类肿瘤的实验研究。
总之，在选用实验动物时，应尽可能选择其结构、功能和代谢特点接近于人类的动物。
二、品系的选择(strain excerpt)
同一种动物的不同品系，对同一致病刺激物的反应也不同。
如津白II号小鼠容易致癌，而津白I号小鼠就不易致癌。
三、个体的选择(individual excerpt)
同一品系的动物，对同一致病刺激物的反应也存在着个体差异，而这种个体差异往往与动物的年龄(age)、性别(sex)、生理状态(physiological condition)和健康情况(health condition)有关。
l. Age 根据实验要求选择适龄的动物。
一般幼年动物较成年动物敏感，急性实验选用成年动物，慢性实验最好选用年轻一些的动物，减少同一批动物的年龄差别，可以增加实验结果的正确性。
2. Sex 不同性别的实验动物对同一致病因素的反应也不同。
在实验研究中，应根据不同的实验来选择动物的性别。
如对动物性别无特殊要求，也应在各组中选用雌雄各半。
3. Physiological condition 在选择个体时，应考虑动物的特殊生理状态。
一般妊娠、哺乳期的动物不应选择。
4. Health condition 实验动物的健康状态，是实验能否成功的基本保障。
实验证明，动物处于衰弱、饥饿、寒冷、炎热、疾病等情况下，实验结果很不稳定。
所以，健康状况不好的动物，不能用来作实验。
判断动物是否健康，应掌握以下原则：
1.一般状态发育良好，反应灵活，食欲好，眼睛有神，不打喷嚏，鼻粘膜无分泌物等。
2．皮毛颜色动物皮毛要光洁柔软，无脱毛、蓬乱和真菌感染的现象。
3．腹部呼吸动物腹部呼吸均匀，无膨大隆起的现象，肛门无稀便无分泌物。
4．爪趾特征动物无咬伤、溃疡、结痂等情况。
