贝类毒素

贝类毒素资料中文名称：贝类毒素英文名称：shellfish toxin定义：贝类动物因摄取有毒藻类而在体内积累的毒素。

一、生物学名称：贝类中毒是由一些浮游藻类合成的多种毒素而引起的，这些藻类（在大多数病例中为腰鞭毛虫，可引起赤潮）是贝类的食物。

这些毒素在贝类中蓄积，有时被代谢。

其中有20种毒素可引起麻痹性贝类中毒（PSP），它们都是蛤蚌毒素的衍生物。

而腹泻性贝类中毒（DSP）则大概是由一组高分子量的聚醚引起，这些聚醚包括冈田酸，甲藻毒素，pettenotoxins，和yessotoxin。

而一类叫做短菌毒素的聚醚可引起神经毒性贝类中毒（NSP）。

失忆性贝类中毒（ASP）是由特殊的氨基酸、软骨藻酸引起，它们是贝类污染物。

二、疾病名称：贝类中毒的类型：麻痹性贝类中毒（PSP）、腹泻性贝类中毒（DSP）、神经毒性贝类中毒（NSP）、失忆性贝类中毒（ASP）。

三、疾病特征：食用了被污染的贝类可以产生各种症状，这取决于毒素的种类、它们在贝类中的浓度、和食用被污染贝类的量。

在麻痹性贝类中毒的病例中，临床表现多为神经性的，包括麻刺感，烧灼感，麻木，嗜睡，语无伦次，和呼吸麻痹。

而DSP，NSP和ASP的症状更加不典型。

DSP一般表现为较轻微的胃肠道紊乱，如恶心、呕吐、腹泻、和腹痛并伴有寒战、头痛和发热。

NSP既有胃肠道症状又有神经症状，包括麻刺感和口唇、舌头、喉部麻木，肌肉痛，眩晕，冷热感觉颠倒，腹泻，和呕吐。

ASP表现为胃肠道紊乱（呕吐，腹泻，腹痛）和神经系统症状（辨物不清，记忆丧失，方向知觉的丧失，癫痫发作，昏迷）。

四、引起疾病的相关食物：所有的贝类（滤食性软体动物）都有潜在的毒性。

但是，PSP一般与贻贝(海虹)、蛤蜊、扇贝、和干贝有关；NSP与从佛罗里达海岸和墨西哥湾捕捞的贝类有关；DSP与贻贝(海虹)、牡蛎、和干贝有关，而ASP与贻贝(海虹)有关。

发病率：因为对贝类中毒的发生及其严重性没有比较好的统计学资料，所以没有办法得到这类疾病的真正发病率。

食品安全国家标准贝类中失忆性贝类毒素的测定1范围本标准适用于贝类及制品中失忆性贝类毒素的检测。

第一法为酶联免疫吸附法，适用于失忆性贝类毒素筛查检测；第二法为高效液相色谱法，适用于贝类可食部分及其制品（不包括盐渍制品）中软骨藻酸的常规检测；第三法为液相色谱-串联质谱法，适用于贝类可食部分及其制品（不包括盐渍制品）中软骨藻酸的确证。

第一法酶联免疫吸附法2 原理本方法测定基础是竞争性酶联免疫反应，酶标板上包被有针对软骨藻酸抗体的捕捉抗体，加入抗软骨藻酸抗体、标准液或样品溶液及软骨藻酸酶标记物，游离的失忆性贝类毒素与软骨藻酸酶标记物竞争软骨藻酸抗体，同时软骨藻酸抗体与捕捉抗体连接。

没有结合的酶标记物在洗涤步骤中被除去。

将酶基质和显色剂加入到孔中并且孵育。

结合的酶标记物将无色的发色剂转化为蓝色的产物。

加入反应终止液后使颜色由蓝转变为黄色。

在450 nm测量微孔溶液的吸光度值，样品中的失忆性贝类毒素溶液与吸光度值成反比，按绘制的标准曲线定量计算。

3试剂和材料注: 除非另有说明，本方法所用试剂均为分析纯，水为GB/T 6682规定的一级水。

3.1无水甲醇（CH3OH）。

3.2 DA标准物质。

3.3 DA酶标记物。

3.4抗DA抗体。

3.5 包被有捕捉抗体的微孔板。

3.6基质（过氧化氢）/发色剂（四甲基联苯胺）。

3.7洗脱液：0.5％吐温20－PBS。

3.8反应终止液:6mol/L硫酸。

3.9半对数坐标纸。

3.10 商业化试剂盒若评价技术参数达到本标准的要求则也适合于本标准（附录A）。

4 仪器和设备4.1酶标仪：450 nm。

4.2 均质器。

4.3离心机：转速≥2000 转/分钟。

4.4微量加样器：50 μL, 100 μL，200 μL,1000 μL。

4.5 微量多通道加样器：50 μL～300 μL。

4.6 天平：感量为0.01 g。

4.7滤器：0.45 μm5 分析步骤5.1 试样制备5.1.1样品采集5.1.1.1分析样品要有充分的代表性，样品至少要10个以上，尽可能没有个体差异。

食品安全国家标准贝类中腹泻性贝类毒素的测定1范围本标准规定了贝类中腹泻性贝类毒素测定的小鼠生物法,酶联免疫吸附法和液相色谱-串联质谱法㊂本标准中小鼠生物法和酶联免疫吸附法适用于贝类及其制品中腹泻性贝类毒素的测定,液相色谱-串联质谱法适用于贝类可食部分及其制品(不包括盐渍制品)中腹泻性贝类毒素大田软海绵酸(O A)㊁鳍藻毒素-1(D T X-1)和鳍藻毒素-2(D T X-2)的测定㊂小鼠生物法2原理用丙酮提取贝类中腹泻性贝类毒素(D S P),经无水乙醚分配,减压蒸干后,再以含1%吐温-60的生理盐水为分散介质,制成D S P混悬液㊂将该混悬液注射入小鼠腹腔,观察小鼠存活情况,计算其毒力㊂3试剂和材料除非另有说明,本方法所用试剂均为分析纯,水为G B/T6682规定的一级水㊂3.1试剂3.1.1丙酮(C3H6O)㊂3.1.2无水乙醚(C4H10O)㊂3.1.3吐温-60(C64H126O26)㊂3.1.4氯化钠(N a C l)㊂3.2试剂配制3.2.1氯化钠溶液(0.85%):称取0.85g N a C l,加水溶解并定容至100m L㊂3.2.2吐温-60(1%):称取1.0g吐温-60,用氯化钠溶液(0.85%)溶解并定容至100m L㊂3.3材料3.3.1小鼠:体重为16g~20g的健康I C R品系雄性小鼠㊂3.3.2金属筛网:孔径约2mm㊂4仪器和设备4.1旋转蒸发器㊂4.2均质器㊂4.3天平:感量为0.1g㊂5分析步骤注:为避免毒素的危害,应戴手套进行操作㊂移液管及移液器吸头等用过的器材㊁废弃的提取液等应在次氯酸钠溶液(5%)浸泡1h以上以使毒素分解㊂对于动物实验过程中产生的污水㊁废弃物及动物尸体处理,应参照G B14925执行㊂5.1样品采集采取足够的贝类样品个数,并使贝肉达400g以上㊂远离实验室不能及时送检的样品,除了在常温下品质不会发生变化的,应将样品置于保温盒中冷冻送检,或采取必要措施保证其处于低温状态(0ħ~10ħ)送检㊂如为带壳样品,应开壳,去除水分后冷冻送检㊂5.2试样制备5.2.1生鲜带壳样品用清水彻底洗净贝类样品外表,切断闭壳肌,开壳,用清水淋洗内部去除泥沙及其他异物,取出贝肉㊂严禁以加热或药物方法开壳㊂注意不要破坏闭壳肌以外的组织,尤其是中肠腺(中肠腺又称消化盲囊,组织呈暗绿色或褐绿色)㊂将去壳贝肉置于孔径约2mm的金属筛网上,沥水5m i n㊂将贝肉剪碎㊂5.2.2冷冻样品在室温下使冷冻样品融化呈半冷冻状态㊂带壳冷冻的样品按5.2.1方法清洗㊁开壳㊁淋洗取肉,除去贝肉外部附着的冰片,抹去水分㊂将贝肉剪碎㊂5.3试样提取称取200g剪碎的贝肉试样置于均质杯中,按体积比加3倍量丙酮后均质2m i n以上㊂将均质好的物质倒入布氏漏斗中抽滤,收集滤液㊂分别用残渣2倍量的丙酮再清洗残渣两次,滤液与上述滤液合并㊂将滤液移入500m L的圆底烧瓶中,56ħʃ1ħ下,减压浓缩去除丙酮直至在液体表面分离出油状物㊂用100m L~200m L无水乙醚溶解油状物,倒入分液漏斗内,再用少量无水乙醚清洗圆底烧瓶,合并倒入分液漏斗内,以少量的水洗下粘壁部分,轻轻振荡(不能生成乳浊液),静置分层后去除水层(下层)㊂用相当乙醚半量的水洗乙醚层两次,去除水层,再将乙醚层移入250m L或500m L的圆底烧瓶中,于35ħʃ1ħ减压浓缩去除乙醚㊂用少量无水乙醚将浓缩物移入50m L或100m L圆底烧瓶中,再次减压浓缩去除乙醚㊂用1%吐温-60的生理盐水将全部浓缩物转移至刻度试管中稀释到10m L,充分振摇,制成均匀混悬液㊂1m L该混悬液相当于20g试样,以此混悬液为试验原液㊂以试验原液注射小鼠,当24h内2只或3只小鼠死亡时,需振荡试验原液使成均匀混悬液,用1%吐温-60生理盐水按表1逐步稀释成4倍或16倍的稀释液,充分混匀,按表1注射小鼠㊂5.4小鼠试验选择16g~20g健康I C R雄性小鼠6只,随机分为实验组和溶剂对照组两组,每组3只㊂实验组将腹腔注射试验原液或其稀释液,溶剂对照组将腹腔注射1%吐温-60生理盐水㊂分别取1m L待测液或1%吐温-60生理盐水腹腔注射小鼠㊂注射过程中若有提取液溢出,须将该只小鼠丢弃,并重新注射一只小鼠㊂仔细观察并记录死亡时间㊂死亡时间计算从注射完毕开始至小鼠停止呼吸(小鼠呼出最后一口气止)为止㊂存活动物应连续观察24h㊂观察时限24h内,在溶剂对照组小鼠正常的情况下,实验组若出现2只或3只小鼠死亡,则按表1进一步实验,以确定一组3只小鼠中死亡2只或2只以上的最小染毒量或最大稀释度㊂表1注射量㊁稀释度与毒力的关系注射液注射量m L相对应的试样量g毒力MU/g试验原液11.0200.05试验原液20.5100.14倍稀释液11.050.24倍稀释液20.52.50.416倍稀释液11.01.250.816倍稀释液20.50.6251.66分析结果的表述观察时限24h内,在溶剂对照组小鼠正常情况下,若实验组无小鼠死亡或仅有1只小鼠死亡,则报告样品中D S P毒力为:<0.05MU/g㊂观察时限24h内,在溶剂对照组小鼠正常情况下,若实验组有2只或3只小鼠死亡,则按5.4进行动物实验,并根据表1计算样品中D S P毒力,报告样品中D S P毒力为:ˑˑˑMU/g㊂酶联免疫吸附法7原理根据竞争性酶联免疫反应,游离的腹泻性贝类毒素与其酶标记物竞争腹泻性贝类毒素抗体㊂没有被结合的酶标记物在洗涤步骤中被除去㊂将酶底物和显色剂加入到孔中并且孵育㊂结合的酶标记物将无色的发色剂转化为蓝色的产物㊂加入反应终止液后使颜色由蓝转变为黄色㊂用酶标仪在450n m波长下测量微孔溶液的吸光度值,试样中的腹泻性贝类毒素含量与吸光度值成反比,按绘制的标准曲线定量计算㊂8试剂和材料除非另有说明,本方法所用试剂均为分析纯,水为G B/T6682规定的一级水㊂8.1试剂8.1.1甲醇(C H3O H)㊂8.1.2十二水合磷酸氢二钠(N a2H P O4㊃12H2O)㊂8.1.3氯化钠(N a C l)㊂8.1.4氯化钾(K C l)㊂8.1.5磷酸二氢钾(K H2P O4)㊂8.1.6吐温-20(C58H114O26)㊂8.1.7牛血清白蛋白(B S A)㊂8.1.8酶标记物㊂8.1.9过氧化氢(H2O2)㊂8.1.103,3,5,5-四甲基联苯胺(TM B,C16H20N2)㊂8.1.11硫酸(H2S O4)㊂8.2试剂配制8.2.1甲醇溶液(90%):量取90m L甲醇,加入10m L水,混合均匀㊂8.2.2磷酸盐缓冲液(P B S溶液,p H7.4):分别称取磷酸二氢钾0.20g㊁十二水合磷酸氢二钠2.90g㊁氯化钠8.00g㊁氯化钾0.20g,加水溶解并定容至1000m L㊂8.2.3酶标记物稀释液:称取1.0g B S A,加P B S溶液溶解并定容至1000m L㊂8.2.4酶标记物工作液:用酶标记物稀释液将酶标记物稀释至工作浓度㊂8.2.5洗脱液:吸取0.5m L吐温-20加入P B S溶液中,并稀释至1000m L㊂8.2.6硫酸溶液(1m o l/L):吸取53.2m L硫酸,缓缓加至900m L水中,并用水稀释至1000m L㊂8.3标准品大田软海绵酸(O A,C44H68O13,C A S号78111-17-8)标准溶液㊂8.4标准溶液配制标准系列工作液:将大田软海绵酸标准溶液用P B S溶液稀释,配制成浓度分别为0μg/L㊁5μg/L㊁10μg/L㊁25μg/L㊁50μg/L㊁100μg/L㊁150μg/L和200μg/L的D S P标准系列工作液㊂现用现配㊂8.5材料包被有腹泻性贝类毒素抗体的微孔板㊂注:商业化试剂盒若评价技术参数达到本标准的要求则也适合于本标准,参见附录A㊂9仪器和设备9.1酶标仪㊂9.2均质器㊂9.3离心机:转速ȡ6000r/m i n㊂10分析步骤10.1样品采集同5.1㊂10.2试样制备同5.2㊂10.3 试样提取将剪碎的试样均质,准确称取10g (精确至0.1g ),加入50m L 甲醇溶液(90%),均质1m i n ~2m i n ,6000r /m i n 离心10m i n ,转移出上清液,根据上清液体积加入2倍体积的P B S 溶液,混合均匀,吸取50μL 试样稀释液进行测定㊂10.4 测定将包被有腹泻性贝类毒素抗体的微孔条插入微孔架并做好标记,其中包括空白对照孔㊁标准液孔和样液孔,分别做平行孔㊂向空白对照孔加入50μLP B S 溶液,标准液孔加入50μL 腹泻性贝类毒素标准系列工作液,样液孔加入50μL 样液㊂加入50μL 腹泻性贝类毒素酶标记物至每个微孔,迅速充分混合,22ħ~25ħ避光孵育10m i n ㊂孵育结束后,倒去孔中液体,每个微孔注入250μL 洗脱液冲洗,翻转微孔板,倾去孔内液体,再重复以上洗板操作4次,在吸水纸上拍干㊂每孔加50μL 过氧化氢和T M B ,充分混合,室温避光孵育6m i n ㊂每孔加入50μL 硫酸溶液(1m o l /L )迅速混匀,终止反应,在10m i n 内测量并记录450n m 波长下的吸光度值㊂若提取液经测定后的质量浓度超出标准曲线的线性范围,应适当稀释后重新测定㊂10.5 标准曲线的制作以腹泻性贝类毒素标准工作液质量浓度以10为底的对数值为横坐标,以式(1)计算的标准液的百分比吸光度值为纵坐标,绘制标准曲线㊂腹泻性贝类毒素标准液或样液的百分比吸光度值按式(1)计算:A =SS 0ˑ100%(1)式中:A百分比吸光度值;S腹泻性贝类毒素标准液或样液的平均吸光度值;S 0 0μg/L 的腹泻性贝类毒素标准液的平均吸光度值㊂11 分析结果的表述试样中腹泻性贝类毒素的含量按式(2)计算:X =ρˑV ˑf m(2)式中:X 试样中腹泻性贝类毒素的含量,单位为微克每克(μg /g );ρ 由标准曲线得到的试样待测液中腹泻性贝类毒素的质量浓度,单位为微克每毫升(μg /m L );V 试样提取液的体积,单位为毫升(m L );f稀释倍数;m 试样的称样量,单位为克(g)㊂注:任何腹泻性贝类毒素含量大于16μg/100g 的样品即被认为是有害的,对人类食用不安全㊂12 其他本方法的定量限为10μg /k g㊂液相色谱-串联质谱法13原理试样经甲醇提取,碱性条件下水解释放出酯化态腹泻性贝类毒素,液相色谱分离,串联质谱法测定,以基质标准曲线进行外标法定量㊂14试剂和材料除非另有说明,本方法所用试剂均为优级纯,水为G B/T6682规定的一级水㊂14.1试剂14.1.1甲醇(C H3O H):色谱纯㊂14.1.2乙腈(C H3C N):色谱纯㊂14.1.3氨水(N H3㊃H2O)㊂14.1.4氢氧化钠(N a O H)㊂14.1.5盐酸(H C l)14.1.6甲酸铵(N H4C O O H):色谱纯㊂14.1.7甲酸(H C O O H):色谱纯㊂14.2试剂配制14.2.1甲醇溶液(30%):量取30m L甲醇,用水稀释至100m L㊂14.2.2甲醇溶液(20%):量取20m L甲醇,用水稀释至100m L㊂14.2.3氨水-甲醇溶液(0.3%):吸取0.3m L氨水,用甲醇稀释至100m L㊂14.2.4氢氧化钠溶液(2.5m o l/L):准确称取50g氢氧化钠,用水溶解并稀释至500m L㊂14.2.5盐酸溶液(2.5m o l/L):准确量取104.5m L盐酸,用水稀释至500m L㊂14.2.6流动相A[甲酸铵溶液(2mm o l/L)]:准确称取126m g甲酸铵,用50m L水将其全部溶解,加入2m L甲酸,加水定容至1000m L,室温下可保存48h㊂14.2.7流动相B[乙腈-甲酸铵溶液(2mm o l/L)(95+5)]:准确称取126m g甲酸铵,用30m L水溶解,加入2m L甲酸,加水稀释至50m L,再加入950m L乙腈,室温下可保存48h㊂14.3标准品14.3.1大田软海绵酸(O A,C44H68O13,C A S号78111-17-8)标准溶液:14.24μg/m L,或经国家认证并授予标准物质证书的一定浓度的O A标准溶液㊂14.3.2鳍藻毒素-1(D T X-1,C45H70O13,C A S号81720-10-7)标准溶液:15.15μg/m L,或经国家认证并授予标准物质证书的一定浓度的D T X-1标准溶液㊂14.3.3鳍藻毒素-2(D T X-2,C44H68O13,C A S号139933-46-3)标准溶液:7.80μg/m L,或经国家认证并授予标准物质证书的一定浓度的D T X-2标准溶液㊂14.4标准溶液配制14.4.1腹泻性贝类毒素混合标准中间液:分别吸取适量的各腹泻性贝类毒素标准溶液于5m L棕色容量瓶中,用甲醇稀释并定容,使各腹泻性贝类毒素浓度分别为:O A1.0μg/m L,D T X-11.0μg/m L,D T X-21.0μg/m L㊂-18ħ以下避光保存,保存期1个月㊂14.4.2腹泻性贝类毒素基质标准系列工作液:取5份空白试样,分别加入适量上述各浓度腹泻性贝类毒素混合标准中间液,按与试样相同的分析步骤处理,制成O A㊁D T X-1㊁D T X-2的质量浓度为0.8n g/ m L㊁1.6n g/m L㊁4.0n g/m L㊁8.0n g/m L和16.0n g/m L的基质标准系列工作液,过0.22μm的有机相微孔滤膜后备用㊂14.5材料14.5.1固相萃取柱:硅胶表面修饰苯乙烯二乙烯基苯聚合物型固相萃取柱,60m g/3m L,或性能相当者㊂使用前依次用1m L甲醇㊁1m L甲醇溶液(30%)活化㊂14.5.2微孔滤膜:0.22μm,有机相㊂15仪器和设备15.1液相色谱-串联质谱仪:配电喷雾离子源㊂15.2天平:感量为0.01g㊂15.3组织均质器:转速ȡ10000r/m i n㊂15.4涡旋振荡器㊂15.5离心机:转速ȡ8000r/m i n㊂15.6超声波清洗器㊂15.7恒温干燥箱㊂15.8固相萃取装置㊂15.9真空泵㊂15.10氮吹仪㊂15.11p H计㊂16分析步骤16.1样品采集同5.1㊂16.2试样制备同5.2㊂16.3试样提取16.3.1腹泻性贝类毒素提取将剪碎的试样均质,准确称取2g(精确至0.01g)于50m L具塞离心管中,加入9m L甲醇,涡旋混合1m i n,超声提取10m i n,8000r/m i n下离心5m i n,移出上清液于20m L刻度玻璃管中㊂残渣中加入9m L甲醇,重复提取一次,合并提取液,用甲醇定容至20m L㊂16.3.2酯化态腹泻性贝类毒素水解释放准确吸取提取液1m L置于螺纹口样品瓶中,加入氢氧化钠溶液(2.5m o l/L)125μL,混匀后用密封膜将瓶密封,于76ħ下温育40m i n,冷至室温后,加入盐酸溶液(2.5m o l/L)125μL并混匀,所得水解液(1.25m L相当于0.1g试样)可直接过0.22μm有机相微孔滤膜后,供液相色谱-串联质谱测定,或者必要时进行净化处理㊂16.4试样净化所得水解液用3m L水稀释,涡旋混匀后,移入已预活化的聚合物型固相萃取柱,待液体以1m L/ m i n的流速流出后,再用1m L甲醇溶液(20%)淋洗,弃去流出液,保持抽气2m i n,最后用1m L氨水-甲醇溶液(0.3%)洗脱,保持抽气2m i n,收集洗脱液,用甲醇定容至1m L(相当于0.1g试样),过0.22μm的有机相微孔滤膜后,供液相色谱-串联质谱测定㊂16.5空白试验除不加试样外,采用与试样相同的操作步骤,得到空白溶液㊂16.6仪器参考条件16.6.1液相色谱参考条件:a)色谱柱:C18柱,柱长100mm,内径2.1mm,粒径3.5μm,或性能相当者;b)流速:0.2m L/m i n;c)柱温:35ħ;d)进样量:10μL;e)流动相:流动相A为甲酸铵溶液(2mm o l/L),B为乙腈+甲酸铵溶液(2mm o l/L)(95+5),梯度洗脱,梯度洗脱条件见表2㊂表2流动相梯度洗脱条件时间/m i n A/%B/%0.070301.070303.010906.010906.170308.0703016.6.2质谱参考条件a)离子源:电喷雾离子源;b)扫描模式:负离子扫描;c)检测方式:多反应监测模式,O A㊁D T X-1㊁D T X-2母离子㊁子离子及去簇电压和碰撞能见表3;d)电喷雾电压(I S):-4000V;e)雾化气压力(G S1):414k P a;f)气帘气压力(C U R):104k P a;g)碰撞气压力(C A D):83k P a;h)辅助气流速(G S2):70L/m i n;i)离子源温度(T E M):550ħ㊂表3腹泻性贝类毒素多反应监测模式下母离子㊁子离子㊁去簇电压和碰撞能量目标化合物母离子m/z子离子m/z去簇电压V碰撞能量e V大田软海绵酸(O A)803255.3*-130-65 113.1-130-90鳍藻毒素-1(D T X-1)817255.2*-90-48 150.8-90-48鳍藻毒素-2(D T X-2)803255.0*113.0-130-130-65-90*代表定量离子㊂16.7基质校正标准曲线的制作将基质标准系列工作液分别注入液相色谱-串联质谱仪中,测定相应的峰面积,以标准工作液的质量浓度为横坐标,以峰面积为纵坐标,绘制标准曲线㊂腹泻性贝类毒素标准溶液的多反应监测色谱图参见图C.1㊂16.8试样溶液的测定将试样溶液注入液相色谱-串联质谱仪中,得到峰面积,根据基质标准曲线得到试样溶液中腹泻性贝类毒素的质量浓度㊂在同样测试条件下,试样溶液中腹泻性贝类毒素的保留时间与基质标准工作液中腹泻性贝类毒素的保留时间之间的偏差在ʃ2.5%以内,且试样溶液中腹泻性贝类毒素的定性离子的相对丰度应与质量浓度相近的基质标准工作液中腹泻性贝类毒素的定性离子的相对丰度一致,其丰度比偏差应符合表4要求,则可判定试样溶液中存在被测化合物㊂表4定性离子相对丰度的最大允许偏差定性离子相对丰度>50%>20%~50%>10%~20%ɤ10%允许的相对偏差ʃ20%ʃ25%ʃ30%ʃ50%17分析结果的表述17.1试样中腹泻性贝类毒素的含量按式(3)计算:X i=ρiˑVˑ1000mˑ1000(3)式中:X i 试样中腹泻性贝类毒素的含量,单位为微克每千克(μg/k g);ρi 由基质标准曲线得到的试样溶液中腹泻性贝类毒素的质量浓度,单位为纳克每毫升(n g/m L);V 试样溶液的体积,单位为毫升(m L);1000 换算因子;m 与1m L试样提取液相当的试样质量,单位为克(g)㊂计算结果应扣除空白值㊂计算结果保留三位有效数字㊂17.2总毒力计算试样中腹泻性贝类毒素总毒力按式(4)计算:O A e q=ðn i=1X i㊃r i (4)式中:O A e q 腹泻性贝类毒素总毒力,单位为微克每千克(μg/k g);X i 各种腹泻性贝类毒素的含量,单位为微克每千克(μg/k g);r i 毒性因子㊂注:试样中各种腹泻性贝类毒素的含量需按照附录B中的毒性因子(T E F s),统一转换为总毒力(O A e q)㊂18精密度在重复性条件下获得的两次独立测定结果的绝对差值不得超过算术平均值的15%㊂19其他本方法中O A㊁D T X-1和D T X-2的检出限均为10.0μg/k g,O A㊁D T X-1和D T X-2的定量限均为30.0μg/k g㊂。

贝毒有哪些检验方法贝类毒素又称赤潮生物毒素，是由赤潮生物产生的一系列天然活性物质。

对其贝毒需要了解其检验工作，那么贝毒有哪些检验方法?给大家详细的讲解一下。

贝毒一共有4种检验方法，1、生物检测法二十世纪五十年代，小白鼠生物学方法被首先采用于测定PSP 和NSP的毒性。

该方法是经过一系列的前处理过程(针对水溶性或脂溶性的毒素)，将确定为有毒性的部分按不同剂量注射到实验用纯品系的小白鼠腹腔内，观察小白鼠的中毒情况，通过半致死浓度等指标，将致死的鼠单位(Mu)换算成毒素含量。

小白鼠生物学检测法在未知贝毒的发现和研究过程中发挥了巨大作用，在化学方法没有建立以前，作为贝毒检测的常规方法而得到了非常广泛的应用，目前世界上大约有81%的国家采用该方法检测DSP 和PSP，对于NSP和ASP 的检测有的国家仍用该方法。

我国目前也采用该方法对贝毒实施检测。

但该方法存在着很多不足和缺陷，例如：仅能指出毒性的大小,无法确定毒素的组成和含量;所测得的毒性和小鼠的品系有关，可比性较差，必须进行标准毒素的校准才有可能相比;毒性测定结果的重复性差;毒性测试所需时间长;需要受过专门训练的操作人员;小鼠维持费用较高;对很多脂溶性毒素来说，过多的干扰基质很容易造成假阳性和假阴性;另外，由于动物保护主义的反对，越来越需要其他的方法来替代它。

2、免疫分析法免疫分析法，如ELISA (酶联免疫吸附检测)、RIA(放射免疫分析)、EIA (竞争性酶免疫分析) 以及S-PIA(固态免疫珠检测)，是以抗原-抗体特异性反应原理为基础，将毒素作为抗原注射到兔子等实验动物体内使其产生专一性抗体，然后从其血清中提取抗体，用放射性或荧光物质进行标记，将提取的贝毒或贝类匀浆组织暴露于标记物中，通过检测抗血清-抗原混合物中放射性或荧光强度以测定样品中毒素含量的方法。

通常采用的方法为ELISA，酶联免疫方法便宜、快速，适合处理大批量样品，它不需要非常复杂和昂贵的设备，并能够实现自动化。

S h u i c h a n y u y e在海洋生物毒素中，贝类毒素的危害十分显著，贝类滤食海洋中产毒水藻，在不断积累后形成的毒素就是所谓的贝类毒素。

将中毒症状和藻原差异作为依据，可以将贝类毒素分为多个类型，分别为麻痹性贝类毒素、腹泻类贝类毒素、神经性贝类毒素等。

其中，麻痹类毒素发生频率最高，且危害性极强，因此对此项课题进行研究，具有十分重要的意义。

一、麻痹性贝类毒素的来源Meyer等人是最早记录麻痹性贝类毒素中毒事件的国外学者，他们发现患者均在中毒之前食用了贻贝，但却无法明确贻贝的毒性来源。

之后，相关领域学者将精力逐渐投入到了麻痹性贝类毒素来源研究之中，截止至今，大量研究结果表明，贻贝中麻痹性贝类毒素主要来源于海洋甲藻，如亚历山大藻属、巴哈马麦甲藻和链状裸甲藻等，另有一些研究结果表明，淡水蓝细菌同样是麻痹性贝类的毒素来源。

这些藻类所产生的毒素非常低，直接食用不会对人类造成过多的危害，但在被其他海洋生物食用后，这些毒素就会在这些生物体内不断积累，一旦这些生物被人类所食用，就会引发中毒症状。

此外，部分有毒甲藻孢囊也会携带大量的麻痹性贝类毒素，并且在毒性上远超过活体细胞。

二、麻痹性贝类毒素的形成研究本文会通过试验的方式，对麻痹性贝类毒素的形成规律进行研究，如下：1、材料①贻贝来源本次试验所选的样品数量为个，采集自旅顺口区铁山街道柏岚子海域，鲜品采集后快速转移到实验室。

②藻株来源藻株来源主要为无棣绿奇生物公司生产的高密度浓缩液，其主要成分为小球藻。

2、实验方法①贻贝养殖在贻贝被运到实验室后，使用人工海水对其进行冲洗，在清除表面泥沙和杂质的同时，将死亡和受损的贻贝剔除，然后把剩余的贻贝全部放置在玻璃缸中，使其正面朝上，个体之间相互独立，放置数量为。

在放置之前，还需将海水加入到玻璃缸之中，并保持水体的有效循环，通过制氧装置的使用，避免贻贝因缺氧而死亡。

考虑到贻贝对水温的要求较高，需使用加热棒将水温加热到24摄氏度，养殖时间暂定为天，在养殖期间，需要每天喂食小球藻，喂食量为贻贝1%组织干重细胞的生物量，确保贻贝能够获得生存物质，同时，将贻贝中可能含有的麻痹性贝类毒素消除。

导读：贝类毒素及其贝类毒素检测的研究，摘要：贝类中毒是由一些浮游藻类合成的多种毒素而引起的，这些藻类是贝类的食物,这些毒素在贝类中蓄积，通过生物测定、物理分析、免疫化学可测定贝类毒素，赤潮毒素对人类造成的危害事件日益增多，贝类毒素属于海洋天然高分子有机化合物，它的形成与海洋中有毒素藻类赤潮密切相关，经过生物积累和放大转化为有机毒素，即贝类毒素，因此开展对贝类毒素的研究对人类有重要意义，1贝类毒素贝类（南京财经大学食品科学与工程学院,江苏南京，210000）摘要：贝类中毒是由一些浮游藻类合成的多种毒素而引起的，这些藻类是贝类的食物,这些毒素在贝类中蓄积。

通过生物测定、物理分析、免疫化学可测定贝类毒素。

关键词：贝类；毒素；检测；藻类；毒理效应；化学分析。

Shellfish poison and shellfish toxin detection research(Nanjing University of Finance and Economics Institute of Food Science and Engineering，Nanjing 21000,Nanjing,China) Abstract: shellfish poisoning is by some planktonic algae synthesis of a variety of toxin and cause, these algae is shellfish food, the poison in the shellfish accumulation. Through the bioassay, physical analysis, immune chemical measurement shellfish poison.Keywords: Shellfish; Poison; Detection; Algae, Toxicological effect; Chemical analysis. 20世纪50年代以后，海洋赤潮频繁，赤潮毒素对人类造成的危害事件日益增多。

贝类毒素的分离提取及其在前沿科技领域的应用贝类毒素是一种常见的海洋毒素，源自海洋中的藻类和珊瑚虫等生物体，常常会对人类和动物体系造成危害。

因此，对于贝类毒素的分离提取及其应用研究，不仅在生态环境、海洋食品安全以及养殖业方面有着重要的实用价值，还在生物医学和科学研究中有着不可替代的作用。

一、贝类毒素的分离提取贝类毒素的分离提取是海洋毒素研究中的核心问题之一。

此类毒素目前已发现的种类和杂质较多，而且基本上都是高分子化合物，难以采用一般的化学分离方法进行分离纯化。

为了得到高纯度和高活性的毒素样品，需要采用多种结构与物性不同的方法，如超滤、离子交换、亲和层析、凝胶渗透、高效液相色谱以及等电聚焦等。

其中，高效液相色谱是一种最常用的分离提取方法，其优点是可分离并快速确定一些低浓度的毒素成分。

二、贝类毒素的应用研究贝类毒素的分离提取不仅在海洋生态环境、食品安全、养殖业等方面有着广泛的应用价值，同时在生物医学和科学研究中，也有着重要的应用前景。

1. 生态环境领域贝类毒素的分离提取在生态环境领域中的应用主要是对海洋环境质量的评估和管理。

通过对自然海水中的毒素含量进行监测，对海洋生态环境进行评价，并及时采取相应的环保措施，减缓或避免毒素污染对生态环境的损害。

2. 食品安全领域贝类毒素的分离提取在食品安全领域中的应用主要是对贝类致命中毒症的研究和控制。

通过对贝类中毒素含量进行定量分析和安全指标的制定，减少贝类毒素对海产品和人类健康的影响，提高海产品的安全性。

3. 养殖业领域贝类毒素的分离提取在养殖业领域中的应用主要是对贝类毒素污染的预防和控制。

通过对贝类毒素污染程度进行监测和预警，预测产生毒素的状况，减少毒素污染对养殖业的影响和损失，保障贝类养殖业的安全和发展。

4. 生物医学领域贝类毒素的分离提取在生物医学领域中的应用主要是研究其对神经、肝脏、心血管、肿瘤等疾病的影响机制和治疗。

通过对毒素的功能特性进行研究，开发有效的治疗工具，为人类疾病的治疗提供新的思路和途径。