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实验一DNA的小量制备小量法提取植物基因组DNA（CTAB法）1 实验目的：随着基因工程等分子生物学技术的迅速发展及广泛应用，人们经常需要提取高分子量的植物DNA，用于构建基因文库、基因组southern 分析、酶切及克隆等，这是研究基因结构和功能的重要步骤。
本实验目的是学习从植物材料中提取和测定DNA 的原理并掌握CTAB 提取DNA 的方法，进一步了解DNA 的性质。
2 实验原理细胞中的DNA 绝大多数以DNA-蛋白复合物（DNP）的形式存在于细胞核内。
提取DNA 时，一般先破碎细胞释放出DNP，再用含少量异戊醇的氯仿除去蛋白质，最后用乙醇把DNA 从抽提液中沉淀出来。
DNP 与核糖核蛋白（RNP）在不同浓度的电解质溶液中溶解度差别很大，利用这一特性可将二者分离。
以NaCl 溶液为例：RNP 在0.14mol/L NaCl中溶解度很大，而DNP 在其中的溶解度仅为纯水中的1％。
当NaCl 浓度逐渐增大时，RNP的溶解度变化不大，而DNP 的溶解则随之不断增加。
当NaCl 浓度大于1mol/L 时，DNP的溶解度最大，为纯水中溶解度的2 倍，因此通常可用1.4mol/L NaCl 提取DNA。
为了得到纯的DNA 制品，可用适量的RNase 处理提取液，以降解DNA 中搀杂的RNA。
关于植物总DNA 的提取主要有两种方法：1．CTAB 法：CTAB（十六烷基三甲基溴化铵，hexadecyltrimethylammonium bromide, 简称CTAB）：是一种阳离子去污剂，可溶解细胞膜，它能与核酸形成复合物，在高盐溶液中（0.7mol/LNaCl）是可溶的，当降低溶液盐的浓度到一定程度（0.3 mol/L NaCl）时从溶液中沉淀，通过离心就可将CTAB 与核酸的复合物同蛋白、多糖类物质分开，然后将CTAB 与核酸的复合物沉淀溶解于高盐溶液中，再加入乙醇使核酸沉淀，CTAB 能溶解于乙醇中。
DNA提取方法和步骤DNA提取是生物学实验中常见的操作步骤，用于从细胞或组织中提取纯化DNA。
DNA提取的主要目的是获得纯净的DNA样品，以便进行后续的实验，如PCR、限制酶切、测序等。
下面我们将详细介绍DNA提取的方法和步骤。
1.细胞破碎：将待提取DNA的细胞或组织进行破碎，以释放细胞内的DNA。
细胞破碎的方法有很多种，包括机械破碎、酶解、热破碎等。
其中，常用的方法是机械破碎，如用搅拌器或超声波振荡器将样品强力搅拌或振荡，以破坏细胞膜和细胞壁。
2.蛋白质除去：细胞破碎后，通过蛋白酶的作用，将细胞内的蛋白质降解，并与蛋白质结合的DNA一同除去。
常用的蛋白酶有蛋白酶K、丝氨酸蛋白酶等。
需要注意的是，蛋白酶的适宜浓度和作用时间需要根据实验的要求进行优化。
3.DNA纯化：在蛋白质除去后，将细胞产生的碱基、RNA等杂质与DNA分离。
常用的纯化方法有酚/氯仿方法、盐方法和硅胶柱法等。
其中，酚/氯仿方法是最早被使用的DNA纯化方法，其基本原理是将DNA与蛋白质、RNA等杂质分离，从而得到纯净的DNA。
酚/氯仿方法的步骤如下：a.向破碎细胞溶液中加入等体积的酚/氯仿混合液，轻轻摇晃离心管混匀，使DNA分配在有机相和水相之间。
b.离心管在高速离心机中离心15分钟，使混合液分为有机相、界面层和水相三个层次。
c.使用移液器将上清液（水相）转移到新的离心管中，注意避免吸入有机相。
d. 向上清液中加入1倍体积的冰冷异丙醇（Isopropanol），使DNA沉淀。
使用移液器轻轻颠倒离心管使DNA沉淀。
e.在-20℃冷冻保存30分钟或在室温下沉淀15分钟，以便DNA更好地沉淀。
f.在高速离心机中离心DNA沉淀，沉淀时间约为10分钟，沉淀结束后将上清液倒掉。
g.用70%乙醇洗涤DNA沉淀，然后在室温下晾干。
h.使用适量的缓冲液（如TE缓冲液）重新溶解DNA。
4.DNA沉淀：将纯化后的DNA样品进行沉淀，以去除残留的盐、酚、异丙醇等。
实验一、血液标本提取DNA（蛋白酶K-酚抽提法）一、实验原理离心分离到外周血的白细胞层；用细胞裂解液溶解细胞膜、核膜，使组蛋白与DNA分离，再用酚、三氯甲烷/异戊醇抽提去除蛋白质，最后经乙醇沉淀即可得到基因组DNA片段。
二、实验步骤：1、血液标本处理 1.0ml抗凝全血(ACD、EDTA抗凝均可)2000rpm离心10min（1.5mlEP管）。
轻轻去上清液（血浆），吸出淡黄色悬浮液（白细胞层）置于另一2.0mlEP管中。
（约50μl）2、细胞裂解加入10倍体积组织细胞裂解液，37℃1h，3、加入蛋白酶K消化加入蛋白酶K至终浓度100μg/ml（约4μl），充分混匀，37℃震荡12-24h或37℃1h后，56℃水浴3h。
保温过程中不时摇动，混匀反应液。
液体逐渐变粘稠，表明已有DNA释放出来，操作应轻柔。
4、酚抽提：将上述溶液冷却至室温，加等体积的Tris饱和酚（pH8.0）溶液，温和缓慢颠倒离心管10min，混匀两相成乳液。
12000rpm 5分钟，两相分层。
用宽口径移液管小心吸出上层粘稠的水相，移至一新的2.0mlEP管中。
（小心一点，不要吸入蛋白层。
如交界处有白色沉淀，需重新抽提有机相，用酚重新抽提两次，合并水相）5、三氯甲烷/异戊醇抽提上清液加等体积三氯甲烷：异戊醇（24：1），倒转混匀10分钟，12000rpm5分钟，取上层水相0.5ml入另一新的2.0mlEP管；6、DNA沉淀上清液中加0.2倍体积3.0mol/L 醋酸钠，再加2倍体积的4℃冰箱冷却后的无水乙醇，轻柔振摇，充分混匀；应可看到白色絮状物（DNA）。
12000rpm 5分钟，弃上清液；7、纯化：加1ml 70%乙醇洗涤，12000rpm 离心5分钟，去上清夜，重复1次；（此过程不得振荡摇动）8、溶解：弃上清液后，自然干燥（挥发痕量乙醇）后，用30μl pH8.0TE完全溶解，保存在-20℃备用。
三、注意事项1、加样准确，操作轻柔；微量加样器绝对不能超过最大量程；2、加酚试剂时，不要接触到皮肤上，有腐蚀性；如不小心弄到，立即用清水冲洗；3、取上清液时，不可吸到下层溶液；4、加TE液后轻摇10min溶解DNA或-4˚C保存待用。
实验一-碱裂解法提取质粒DNA
碱裂解法是一种常用的质粒DNA提取方法。
下面是进行碱裂
解法提取质粒DNA的实验步骤：
1. 培养细胞：选择所需的质粒含有目标基因的细菌，如大肠杆菌等，并在适当的培养基中培养细菌，使其达到对数生长期。
2. 收集细菌：将培养好的细菌菌液转移到离心管中，并进行离心，以沉淀细菌。
3. 溶解细菌：加入一定浓度的碱液（例如0.2N NaOH）使细
菌溶解。
通常使用细菌菌液总量的1/5体积的碱液，并轻轻摇
晃混合。
4. 添加中和液：将等体积的中和液（例如3M乙酸酸化乙酸钠
溶液）加入到溶解好的细菌溶液中，并迅速而轻轻地混合。
5. 离心：将混合液进行离心，以除去沉淀的细菌残渣和碱液。
6. 提取DNA：将上一步离心得到的上清液转移至新的离心管中，加入等体积的冷乙醇，并轻轻摇晃，使DNA沉淀。
7. 沉淀DNA：进行高速离心，使DNA沉淀。
8. 弃去上清液：弃去上清液，保留沉淀的DNA。
9. 洗涤DNA：使用70%乙醇洗涤沉淀的DNA，以去除残留的盐类和碱液。
10. 干燥DNA：使用洗涤干净的乙醇或空气干燥DNA沉淀。
11. 溶解DNA：用适当的缓冲液（如TE缓冲液）溶解DNA。
12. 储存DNA：将溶解好的DNA储存于适当的温度和条件下，用于后续实验。
dna提取实验报告导言：DNA（脱氧核糖核酸）是人类和其他生物体遗传信息的重要载体。
通过DNA提取实验可以从细胞中分离出DNA，从而进一步研究其结构和功能。
本实验旨在探究DNA提取的原理、步骤和应用，并通过亲自进行实验，加深对DNA提取的理解。
一、DNA提取原理DNA提取的原理基于细胞膜的破裂、细胞核的裂解以及DNA 与其他细胞组分的分离。
这一过程主要包括细胞溶解、DNA纯化和DNA溶解等步骤。
细胞溶解：通过加入试剂体系（如洗涤缓冲液和洗涤液）破坏细胞膜，使细胞内的DNA暴露于溶液中。
DNA纯化：利用盐离子和洗涤液等的特性，将DNA与其他细胞组分分离。
DNA会在高盐浓度下溶于溶液中，而其他细胞组分则难以溶解。
DNA溶解：通过加入合适的缓冲液，使DNA能够在溶液中稳定存在。
二、实验过程1. 实验材料准备本实验所需材料包括：细胞样本、洗涤缓冲液、细胞裂解缓冲液、洗涤液、溶解缓冲液等。
2. 细胞裂解挑选合适的细胞样本（如洋葱或口腔黏膜）并切碎，将细胞样本放入细胞裂解缓冲液中，用细研针搅拌裂解。
3. 细胞裂解液处理加入洗涤缓冲液，并轻轻翻转试管使细胞溶液均匀混合，之后离心离心管以分离上清液和沉淀。
4. DNA纯化将清液转移到新的离心管中，并加入洗涤液。
轻轻翻转试管混合，离心离心管以分离清液和沉淀。
5. DNA溶解将沉淀加入溶解缓冲液中，轻轻翻转试管使其溶解。
三、实验结果与分析通过实验，我们可以观察到DNA溶液呈现出粘稠的透明液体，且能够延展成长丝状。
这表明我们成功从细胞中提取出了DNA。
DNA提取在生物学领域有着广泛的应用。
首先，DNA提取是遗传学研究的基础。
通过DNA提取，可以对生物个体的基因组进行分析，从而了解遗传信息，研究基因突变和遗传疾病等。
其次，DNA提取也常用于法医学和人类学中的个体鉴定。
通过对DNA进行分析，可以确保正确地辨认出身份，并用于破案和家族追溯等方面。
结论：通过本次实验，我们了解了DNA提取的原理和步骤，并成功从细胞中提取出了DNA。
dna提取实验步骤DNA提取是分子生物学中的一项重要实验技术，它可以从细胞中提取出DNA，并用于后续的分子生物学研究。
本文将介绍DNA提取的实验步骤。
一、实验前准备1.1 材料准备为了进行DNA提取实验，我们需要准备以下材料：- 细胞样本：可以是动物组织、细菌、植物组织等。
- 细胞裂解缓冲液：含有离子洗涤剂、蛋白酶K等。
- 高盐溶液：用于沉淀DNA。
- 各种浓度的酒精：用于沉淀DNA。
- 离心管、试管等实验器材。
1.2 实验环境准备- 实验室应保持清洁整洁，避免污染DNA样本。
- 使用无菌技术进行操作，避免外源DNA的污染。
二、细胞裂解2.1 细胞破碎将细胞样本放入离心管中，加入适量的细胞裂解缓冲液，用振荡器或超声波进行细胞破碎，使细胞膜破裂，释放出细胞内的DNA。
2.2 蛋白酶处理加入适量的蛋白酶K，使其降解细胞中的蛋白质，释放出DNA。
同时，离子洗涤剂可以使DNA保持在溶液中，避免沉淀。
三、DNA纯化3.1 加入高盐溶液为了沉淀DNA，需要加入高盐溶液。
高盐溶液中的离子浓度较高，可以与DNA中的离子结合，使DNA形成沉淀。
3.2 离心沉淀将样品离心，沉淀下的DNA会在离心管底部形成一个白色沉淀。
去除上层液体后，可以看到这个沉淀。
四、DNA沉淀4.1 加入酒精为了进一步沉淀DNA，可以加入适量的酒精。
酒精会使DNA分子凝聚在一起，形成可见的白色沉淀。
4.2 离心沉淀再次进行离心操作，将上层的液体去除后，可以看到沉淀。
注意，沉淀的DNA非常脆弱，操作时要轻柔避免破坏。
五、洗涤和溶解5.1 洗涤为了去除沉淀中的杂质，可以使用70%的乙醇洗涤DNA沉淀。
将乙醇加入离心管中，轻轻摇晃，使DNA充分溶解。
5.2 溶解将洗涤后的DNA沉淀用适量的缓冲液溶解，使其完全溶解。
六、质量检测为了确保提取到的DNA质量良好，可以使用紫外可见光谱仪或凝胶电泳进行质量检测。
通过测量DNA的吸光度或检测DNA在凝胶上的迁移情况，可以评估提取到的DNA的纯度和完整性。
实验一-DNA提取实验一DNA的小量制备小量法提取植物基因组DNA（CTAB法）1 实验目的：随着基因工程等分子生物学技术的迅速发展及广泛应用，人们经常需要提取高分子量的植物DNA，用于构建基因文库、基因组southern 分析、酶切及克隆等，这是研究基因结构和功能的重要步骤。
本实验目的是学习从植物材料中提取和测定DNA 的原理并掌握CTAB 提取DNA 的方法，进一步了解DNA 的性质。
2 实验原理细胞中的DNA 绝大多数以DNA-蛋白复合物（DNP）的形式存在于细胞核内。
提取DNA 时，一般先破碎细胞释放出DNP，再用含少量异戊醇的氯仿除去蛋白质，最后用乙醇把DNA 从抽提液中沉淀出来。
DNP 与核糖核蛋白（RNP）在不同浓度的电解质溶液中溶解度差别很大，利用这一特性可将二者分离。
以NaCl 溶液为例：RNP 在0.14mol/L NaCl中溶解度很大，而DNP 在其中的溶解度仅为纯水中的1％。
当NaCl 浓度逐渐增大时，RNP的溶解度变化不大，而DNP 的溶解则随之不断增加。
当NaCl 浓度大于1mol/L 时，DNP的溶解度最大，为纯水中溶解度的2 倍，因此通常可用1.4mol/L NaCl 提取DNA。
为了得到纯的DNA 制品，可用适量的RNase 处理提取液，以降解DNA 中搀杂的RNA。
关于植物总DNA 的提取主要有两种方法：1．CTAB 法：CTAB（十六烷基三甲基溴化铵，hexadecyltrimethylammonium bromide, 简称CTAB）：是一种阳离子去污剂，可溶解细胞膜，它能与核酸形成复合物，在高盐溶液中（0.7mol/LNaCl）是可溶的，当降低溶液盐的浓度到一定程度（0.3 mol/L NaCl）时从溶液中沉淀，通过离心就可将CTAB 与核酸的复合物同蛋白、多糖类物质分开，然后将CTAB 与核酸的复合物沉淀溶解于高盐溶液中，再加入乙醇使核酸沉淀，CTAB 能溶解于乙醇中。
2．SDS 法：利用高浓度的阴离子去垢剂SDS（十二烷基磺酸钠，Sodium dodecyl sulfate, 简称SDS）使DNA 与蛋白质分离，在高温（55～65℃）条件下裂解细胞，使染色体离析，蛋白变性，释放出核酸，然后采用提高盐浓度及降低温度的方法使蛋白质及多糖杂质沉淀，离心后除去沉淀，上清液中的DNA用酚/氯仿抽提，反复抽提后用乙醇沉淀水相中的DNA。
一般生物体的基因组DNA 为107~109bp，在基因克隆工作中，通常要求制备的大分子DNA 的分子量为克隆片段长度的4 倍以上，否则会由于制备过程中随机断裂的末端多为平末端，导致酶切后有效末端太少，可用于克隆的比例太低，严重影响克隆工作。
因此有效制备大分子DNA 的方法必须考虑两个原则：（1）尽量去除蛋白质、RNA、次生代谢物质（如多酚、类黄酮等）、多糖等杂质，并防止和抑制内源DNase 对DNA 的降解。
（2）尽量减少对溶液中DNA 的机械剪切破坏。
几乎所有的DNase 都需要Mg2+或Mn2+为辅因子，故实现（1）尽量去除蛋白质的要求，需加入一定浓度的螯合剂，如EDTA、柠檬酸，而且整个提取过程应在较低温度下进行（一般利用液氮或冰浴）。
为实现（2）需要在DNA 处于溶解状态时，尽量减弱溶液的涡旋，而且动作要轻柔，在进行DNA 溶液转移时用大口（或剪口）吸管。
提取的DNA 是否为纯净、双链、高分子的化合物，一般要通过紫外吸收、化学测定、“熔点”（melting temperature, Tm）测定、电镜观察及电泳分离等方法鉴定。
本实验采用CTAB 法提取DNA 并通过紫外吸收法鉴定。
3材料和试剂：3.1长春花叶片3.2 试剂（1）CTAB 提取缓冲液：100 mmol/L Tris-HCl （pH8.0），20 mmol/L EDTA-Na2，1.4mol/LNaCl（如表1），2% CTAB，使用前加入0.1%（V/V）的β-巯基乙醇。
表1 CTAB提取缓冲液配制用HCl 调pH 值。
（2）TE 缓冲液：10mmol/L Tris-HCl, 1mM EDTA（pH8.0）。
（3）氯仿/异戊醇：将氯仿和异戊醇按体积24:1的比例混匀，置棕色瓶中，4℃保存。
4 仪器设备离心机、3离心管、紫外分光光度计、微量移液器、吸头、吸水纸、水浴锅、冰箱、电子天平、高压灭菌锅、一次性手套、电泳仪等。
5 方法与步骤：5.1 在提取过程中用到的吸头，提取缓冲液等先高压灭菌（121℃，20min），取出后待用；5.2 取大约指甲盖大小的植物叶片，放入1.5ml的EP管中, 加入液氮，用钢珠研磨成粉末状，再加入600μL的CTAB提取缓冲液，；5.3 65℃水浴锅中水浴40min，加入等体积的氯仿：异戊醇(24:1)，轻轻混匀，颠倒几次，乳化1min。
4℃，11,000rpm离心10min；5.4 吸上清到新离心管中（约400μl），加入等体积预冷异丙醇，混匀，-20℃放置20min沉淀DNA；5.5 5000 rpm常温离心15min，倒掉上清液；5.6 用75%乙醇（900μl）洗沉淀，11,000rpm离心2min，倒掉乙醇，再用乙醇同样处理一次；5.7 置于干燥仪干燥10min，将水分蒸干；5.8 加入50μL去离子水，融解DNA，同时加入RNA酶(按每50μL DNA加入1μL RNase)，37℃30min；5.9 利用分光光度计检测OD260,同时进行1％凝胶电泳检测；5.10 琼脂糖电泳检测DNA：制作1%的琼脂糖凝胶，吸取提取的DNA溶液5μL 电泳检测；5.11 -20℃保存DNA备用；5.12 提取的DNA的浓度检测：取少量待测DNA样品，用蒸馏水稀释1,000倍；用蒸馏水做空白，分别在260nm、280nm测DNA样品的吸光值。
【注意事项】1. 叶片磨得越细越好。
2. 注意移液器的正确使用。
3. 由于植物细胞中含有大量的DNA酶，因此，除在抽提液中加入EDTA抑制酶的活性外，第一步的操作应迅速，以免组织解冻，导致细胞裂解，释放出DNA酶，使DNA降解。
6. 思考题1．制备的DNA 在什么溶液中较稳定?2．为了保证植物DNA 的完整性，在吸取样品、抽提过程中应注意什么？7 实验结果：结果计算式中OD260nm 为260nm 处的光密度；L 为比色杯光径（cm）；0.020 为1μg/mL DNA 钠盐的光密度。
DNA 的紫外吸收高峰为260nm，吸收低峰为230nm，而蛋白质的紫外吸收高峰为280nm。
上述DNA 溶液适当稀释后，在751 分光光度计上测定其OD260nm、OD230nm 和OD280nm。
如OD260nm/ OD230nm≥2OD260nm/ OD280nm≥1.8，表示RNA 已经除净，蛋白含量不超过0.3％。
8 实验分析：传统DNA提取方法CTAB 法、SDS 法是在裂解细胞的基础上,多次苯酚氯仿等有机溶剂抽提使蛋白质变性沉淀于有机相,而核酸保留在水相,达到分离核酸的目的;加入RNA 酶除去核酸中的RNA; 然后加入异丙醇、乙醇等沉淀DNA;用70 %乙醇漂洗沉淀,除去分离过程中残留的有机溶剂和盐离子,以免影响核酸溶解和抑制后续步骤的酶促反应,最后用TE 溶解DNA 备用。
CTAB 是一种阳离子去污剂,能与核酸形成复合物,此复合物在高盐( > 0. 7 mol/ L) 浓度下可溶,并稳定存在,但在低盐浓度(0. 1～0. 5 mol/ L NaCl) 下CTAB - 核酸复合物就因溶解度降低而沉淀,而大部分的蛋白质及多糖等仍溶解于溶液中。
通过有机溶剂抽提,去除蛋白、多糖、酚类等杂质后加入乙醇沉淀即可使核酸分离出来。
经离心弃上清后,CTAB - 核酸复合物再用70 %酒精浸泡可洗脱掉CTAB 。
SDS 是一种阴离子去垢剂,在高温(55～65 ℃) 条件下能裂解细胞,使染色体离析、蛋白变性,同时SDS 与蛋白质和多糖结合成复合物,释放出核酸;提高盐(KAc 或NH4Ac) 浓度并降低温度(冰浴) ,使 SDS - 蛋白质复合物转变为溶解度更小的钾盐形式,使蛋白质及多糖杂质沉淀更加完全,离心后除去沉淀;上清液中的 DNA 用酚/ 氯仿抽提,反复抽提后用乙醇沉淀水相中的DNA。
SDS 法操作简单,温和,也可提取到高分子量的DNA ,但所得到的产物含糖类杂质较多。
基因组DNA 经典的提取方法由于无需昂贵仪器和药品,提取的DNA 纯度能够满足一般分子生物学的需要,一直作为DNA 提取的常规方法。
但这种方法操作步骤复杂,耗时长,易交叉污染,残留在DNA 溶液中有机物质对DNA 聚合酶有抑制作用。
另外,酚、氯仿等有机溶剂易造成环境污染,有损操作者健康。
DNA提取新方法近年来出现了以螯合树脂、特异性 DNA 吸附膜、离子交换纯化柱及磁珠或玻璃粉吸附等基础 DNA 提取新方法。
这些方法主要应用于提取病毒、微生物、人和动物细胞、包埋组织样品、古生物标本及土壤环境样品 DNA 。
已有多篇利用纯化柱和玻璃粉纯化植物基因组 DNA 的报道。
马小军等将CTAB 液提取和氯仿抽提两步的上清液直接通过Wizard 纯化系统纯化得到的DNA ,RAPD 扩增效果良好,产率达2 250μg/ g 。
张博等用硅珠(SiO2) 颗粒吸附DNA 纯化方法,从不同树木叶片中均得到了高质量的 DNA 样品。
黄椰林等对常规CTAB 法提取的DNA 用玻璃粉悬浮液纯化,所获DN 的APCR 产物能直接测序,比较适用于富含黏多糖、单宁、多酚和萜类化合物等次生代谢物的植物样品和长期保存的标本材料。
袁长春等也用玻璃粉吸附法从富含酚类的茶类植物中提取纯净的总DNA。
目前国内外开发了多种商品化的DNA 提取纯化试剂盒,其分离原理有的利用核酸的分子量差异,有的利用特异性膜与DNA 结合达到分离、回收的目的,如离子交换柱、磁珠等。
这些试剂盒针对不同的材料来源设计了不同的提取方法,操作简单、高效, DNA 质量较高,但价格昂贵,提取量少。
著名的国外的试剂盒生产厂家有Sigma2Aldrich、Promega、Invitrogen、 TaKaRa 、Whatman 等,它们针对不同来源的材料如微生物、动物体液、血液和组织、植物、加工产品、转基因产品等开发出一系列的试剂盒。
国内的生物公司发展迅速,如上海生工、北京天为、北京博奥等也开发了系列试剂盒,质量与国外厂家相当,价格较低。
除此之外,由于核酸提取纯化试剂盒制作门槛低,还有大量的生物公司提供试剂盒产品,使用者一定要慎重选择。
DNA 试剂盒经过了几十年的发展,已经不再局限于单纯的提取纯化,有些厂家推出了DNA 提取—扩增 PCR 试剂盒,将DNA 提取和PCR 扩增结合起来,极大的提高了工作效率,如Sigma2Aldrich 公司的Sigma’s Extract2N2Amp Plant PCR kit 等。
