1 药理实验基本操作
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针对药理学有关知识内容与实验课的要求,拟开设以下几个方面的实验:实验一:药理学实验的基本知识及基本技能训练(4学时)实验目的与要求:通过实验使学生掌握药理实验有关的动物选择、应用、捉拿、给药、采血等基本知识及基本技能的训练。
要点:一、常用动物捉持方法⑴小鼠捉持⑵家兔捉持二、常用动物给药方法⑴小鼠灌胃——;皮下注射——;腹腔注射——;肌肉注射——;尾静脉注射——;⑵家兔灌胃——;耳缘静脉给药——;三、常用动物取血方法⑴小鼠后眼眶静脉丛取血——用拇指和食,中指捏住鼠颈部,利用捏紧的压力,使静脉丛淤血.将一特制硬玻璃吸管(约长15cm,前端拉成管壁略厚的毛细管),从内眼角插入眼睑和眼球之间,轻轻香眼底方向移动,并略加捻转,血即自然顺便玻璃管流出。
⑵眼眶动脉、静脉取血——左手抓住小鼠,拇指和食指尽量将头部皮肤捏紧,使眼球突出,用无钩弯镊将眼球摘除,将鼠倒置,血即流出1. 小鼠捉持法以右手捉小鼠尾,将小鼠放于粗糙面上,向后轻拉小鼠尾部,使小鼠固定于粗糙面上。
用左手的拇指、食指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤,无名指、小指和掌心夹住背部皮肤和尾部,使头部朝上,颈部拉直但不宜过紧,以免窒息(见图1—1)。
另一种捉持方法是只用左手,先用食指和拇指抓住小鼠尾巴,后用手掌及小指和无名指夹住其尾部,再以拇指及食指抓住两耳和头部皮肤(见图1—2)。
前者易学,后者便与快速捉拿给药。
图1—1 小鼠的捉拿方法1 图1—2 小鼠的捉拿方法22. 小鼠灌胃以左手捉持小鼠,头部朝上,使其头颈充分拉直。
右手拿起装有灌胃针头的注射器,自口角插入口腔,再从舌面紧沿上腭进入食道(见图1—3)如插入正确,灌胃针头容易进入,如遇阻力,可能插入气管,应退出再插。
灌胃液最多不超过0.1ml 。
图1—3 小鼠的灌胃法 图1—4 小鼠的皮下注射法 3. 小鼠皮下注射将小鼠至于铁丝网上,左手抓住小鼠,以拇指扣食指捏起背部皮肤,右手持注射器刺入背部皮下注射药液。
药理实验方法学药理学是研究药物在生物体内作用机理和药效学的科学。
药理实验方法学是药理学的基础,是药理学实验研究的方法和技术的总称。
药理实验方法学的研究对于揭示药物的作用机制、药效学、毒理学等具有重要意义。
下面将介绍一些常见的药理实验方法学。
首先,药理学实验的基本方法之一是体外实验方法。
体外实验是指在体外环境中进行的实验,常用的体外实验方法包括离体器官实验、细胞培养实验等。
离体器官实验是将动物的器官取出后放置在适当的培养液中进行实验,通过观察器官的生理功能变化来研究药物的作用机制。
细胞培养实验是将动物组织中的细胞进行离体培养,然后进行药物的作用研究。
体外实验方法可以减少动物的使用,同时也可以更好地控制实验条件,是药理学研究中常用的方法之一。
其次,药理学实验的另一种方法是体内实验方法。
体内实验是指在活体动物体内进行的实验,常用的体内实验方法包括动物实验、药物代谢实验等。
动物实验是将药物通过不同的给药途径给予实验动物,然后观察动物的生理、病理变化,从而研究药物的药效学和毒理学。
药物代谢实验是研究药物在体内的代谢过程,通过检测药物及其代谢产物在体内的浓度变化来研究药物的代谢途径和代谢动力学。
体内实验方法可以更好地模拟药物在生物体内的作用过程,是药理学研究中不可或缺的方法。
此外,药理学实验还可以采用计算机辅助实验方法。
随着计算机技术的发展,计算机辅助实验方法在药理学研究中得到了广泛应用。
计算机辅助实验方法包括药物分子模拟、药效动力学模拟等。
药物分子模拟是利用计算机对药物分子进行模拟,从而研究药物与受体的结合方式和作用机制。
药效动力学模拟是通过建立药物在体内的动力学模型,模拟药物在体内的代谢和排泄过程。
计算机辅助实验方法可以更好地理解药物的作用机制和药效学特性,为药物研发提供重要的参考。
总之,药理实验方法学是药理学研究的基础,不同的实验方法可以相互补充,共同揭示药物的作用机制和药效学特性。
随着科学技术的不断发展,药理实验方法学也在不断创新和完善,为药物研发和临床应用提供了有力支持。
实验一药理实验基础知识一、目的1.掌握基本操作,锻炼动手、动脑能力;2.更好地掌握药理学基本理论知识;3.培养科学思维二、基本要求1.实验前:预习实验内容并复习相关理论知识;2.实验时⑴实验器材要妥善保管;⑵实验操作按步骤进行,仔细观察实验中出现的现象,实事求是地做好记录;⑶注意节约实验药品;⑷维持良好的课堂纪律。
3.实验后⑴各组同学将实验动物处死,实验台擦干净,将实验方盘送回准备室;⑵值日生搞好实验室卫生,将死亡动物送至指定场所;⑶书写实验报告。
三、实验报告的书写1.题目2.目的3.原理4.材料:实验动物,器材,药品5.方法:用自己的语言简单扼要描述出来;6.结果:要求真实、清楚;7.讨论:将实验结果进行比较、分析;实验中有哪些不足之处;结果异常或失败的原因;8.结论:将实验结果进行归纳总结,应带有提示性质。
四、实验设计基本原则1.随机原则使每一实验对象都有同等的机会抽到实验组或对照组中,除处理因素外其他因素尽可能均衡一致,从而抵消非实验因素的影响。
2.对照原则⑴组间对照:阴性对照,阳性对照,同因素不同水平对照;⑵自身前后对照3.重复原则五、实验动物1.动物的选择⑴小白鼠:适用于需大量动物的实验,如某些药物的筛选,半数致死量的测定。
也较适用于避孕药实验、抗炎镇痛药实验、中枢神经系统药实验、抗肿瘤药及抗衰老药实验等。
⑵大白鼠:比较适用于抗炎药物实验,血压测定、利胆、利尿药实验,也可用于进行亚急性和慢性毒性实验。
⑶豚鼠:因其对组胺敏感,并易于致敏,故常被选用于抗过敏药、平喘药和抗组胺药的实验。
也常用于离体心脏、心房、肠管实验。
又因它对结核敏感,常用于抗结核病药的实验。
⑷家兔:常用于观察研究脑电生理作用,药物对小肠的作用。
由于家兔体温变化敏感,也常用于体温实验,用于热原检查。
⑸狗:狗是记录血压,呼吸最常用的大动物。
还可利用狗做成胃瘘、肠瘘,以观察药物对胃肠蠕动和分泌的影响。
在进行慢性毒性实验时,也常采用狗。
实验一药理学实验的基本知识和基本技术一、目的1. 掌握基本操作,锻炼动手、动脑能力;2. 更好地掌握药理学基本理论知识;3. 培养科学思维二、基本要求1. 实验前:预习实验内容并复习相关理论知识;2. 实验时⑴实验器材要妥善保管;⑵实验操作按步骤进行,仔细观察实验中出现的现象,实事求是地做好记录;⑶注意节约实验药品;⑷维持良好的课堂纪律。
3. 实验后⑴各组同学将实验动物处死,实验台擦干净,将实验方盘送回准备室;⑵值日生搞好实验室卫生,将死亡动物送至指定场所;⑶书写实验报告。
三、实验报告的书写1. 题目2. 目的3. 原理4. 材料:实验动物,器材,药品5. 方法:用自己的语言简单扼要描述出来;6. 结果:要求真实、清楚;7. 讨论:将实验结果进行比较、分析;实验中有哪些不足之处;结果异常或失败的原因;8. 结论:将实验结果进行归纳总结,应带有提示性质。
四、药理学实验实验设计原则1.随机原则按照机遇均等的原则进行分组。
其目的是使一切干扰因素造成的实验误差减少,而不受实验者主观因素或其他偏性误差的影响。
2.对照原则空白对照(指在不加任何处理的条件下进行观察对照);阴性对照也称假处理对照(给予生理盐水或不含药物的溶媒);阳性对照也称标准对照(指以已知经典药物在标准条件下与实验药进行对照)。
3.重复原则能在类似的条件下,把实验结果重复出来,才能算是可靠的实验,重复实验除增加可靠性外,也可以了解实验变异情况。
五、实验动物1. 动物的选择(1)小白鼠:适用于需大量动物的实验,如某些药物的筛选,半数致死量的测定。
也较适用于避孕药实验、抗炎镇痛药实验、中枢神经系统药实验、抗肿瘤药及抗衰老药实验等。
(2)大白鼠:比较适用于抗炎药物实验,血压测定、利胆、利尿药实验,也可用于进行亚急性和慢性毒性实验。
(3)豚鼠:因其对组胺敏感,并易于致敏,故常被选用于抗过敏药、平喘药和抗组胺药的实验。
也常用于离体心脏、心房、肠管实验。
药理学实验(一)(一)剂量对药物作用的影响目的:观察不同剂量尼可刹米对小鼠作用的差异原理:影响药物的因素有药物的给药剂量,当药物的剂量增加,药物的效应也随之增加。
但这一效应的增加不是无限制的,当增加到一定的程度时,药物的效应恒定在一定的水平,而当药物剂量过大时,可致中毒或死亡。
材料:器材:电子天平、1ml注射器药品:2.5%尼可刹米溶液动物:小白鼠3只方法:取小鼠3只,标记,称重,随机分为3组,各鼠均腹腔注射不同剂量的尼可刹米溶液(1:2.5%尼可刹米溶液0.15ml/10g;2:2.5%尼可刹米溶液0.1ml/10g;3:2.5%###尼可刹米溶液0.05ml/10g),观察潜伏期、给药前后的表现,并仔细记录观察结果,完成实验报告。
注意:1、小鼠对尼可刹米可能出现的反应,按由轻到重程度有:活动增加,呼吸急促,反射亢进,震颤,惊厥,死亡等。
2、比较各鼠表现出来的药物反应的严重程度和发生快慢。
思考:本实验结果对药理实验和临床用药有何启示?(二)安定抗尼可刹米惊厥的作用目的:观察安定对尼可刹米中毒动物的解救作用原理:安定具有镇静、催眠、抗惊厥的作用,可清除病理性中枢兴奋状态。
材料:器材:电子天平、0.5ml注射器、1ml注射器、大烧杯药品:2.5%尼可刹米溶液、0.5%安定溶液、生理盐水动物:小白鼠2只方法:取小鼠2只,标记,称重,随机分为2组。
1腹腔注射0.5%安定溶液0.05ml/10g,2腹腔注射等量生理盐水,然后各鼠均腹腔注射2.5%尼可刹米溶液0.1ml/10g,观察两鼠给药前后的表现,并仔细记录观察结果,完成实验报告。
注意:使用剂量的准确性思考:安定为什么能解救尼可刹米所致的惊厥?(三)不同给药途径对药物作用的影响目的:观察不同给药途径对硫酸镁作用的影响 ##原理:给药途径是影响药物作用的分布、代谢、排泄都有较大的影响,因而使药物作用的强度和速度不同,有时甚至会改变药物的作用性质。
材料:器材:电子天平、1ml注射器、小鼠灌胃针头药品:15%硫酸镁(含水)溶液动物:小白鼠2只方法:取小鼠2只,标记,称重,随机分为2组,一只腹腔注射15%MgSO40.2ml/10g;另一只灌胃15%MgSO40.2ml/10g。
药理实验兔子基本流程《聊聊药理实验兔子的那些事儿》嘿呀,说起药理实验兔子基本流程啊,那可真是有点意思呢!咱先说说抓兔子,嘿,那可真不是个容易事儿。
这些小家伙们那叫一个灵活,跑起来跟个小火箭似的,满笼子乱窜。
每次抓它们都像是在和它们玩一场刺激的追逐游戏。
有时候还得和它们斗智斗勇,尧着脑袋,想着用啥招儿能把它们给“骗”到手呢。
等好不容易抓到了兔子,就得给它们标号了。
就好像给它们每人发了个专属的身份证一样,不然到时候弄混了可就麻烦大啦。
接下来就是重头戏——实验操作啦!那感觉就像是在给兔子们“变魔术”。
一会儿给它打个针,一会儿喂个药。
兔子们那小眼神,有时候迷茫得很,估计在心里琢磨:“这人类在搞啥玩意儿呢?”做实验的时候可得小心着点,别把兔子给惹急了,不然那小爪子一挥,可能就得在你手上留下几道爱的印记。
然后就是观察环节啦,这时候就得瞪大眼睛,仔细瞧着兔子的反应。
看看有没有啥不对劲的地方,就像是个侦探在寻找线索一样。
有时候兔子会来点小意外,比如突然打个喷嚏啥的,可把我们给吓一跳,心想:“哎哟,这是咋啦?不会是实验出问题了吧?”做完实验后,还得照顾好这些兔子呀。
给它们吃好喝好,让它们能好好休息休息。
不然它们心情不好,下次实验可不配合咯。
说起来,这些药理实验兔子其实也挺不容易的呀,为了咱们的医学进步也算是做出了贡献呢。
我们可得好好珍惜它们的付出,认真做好每一个实验,争取能早点研究出好药来,造福人类。
每一次做完药理实验兔子的流程,都感觉自己像是完成了一个小小的挑战。
有紧张,有欢笑,还有那么一点点对兔子的小愧疚。
但咱也没办法呀,这都是为了科学嘛!希望这些小兔子们能理解理解我们这些科研人员的苦心啦。
哈哈,这就是我对药理实验兔子基本流程的感受啦,是不是很有趣呀?。
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实验1 药理实验基本操作
一、 试验报告的撰写
实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。
内容包含:试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结
论、注意事项。
二、 药理学实验设计的三大原则
重复、随机、对照。
三、 注射器的使用方法
试验目的:掌握注射器的使用方法
试验材料:
器材:注射器 1 ml、2 ml、5 ml;针头:4号、5号、6号。一般小鼠皮下、腹腔、肌肉
注射用5.0-6号针头,静脉注射用4.5号或5号针头,口服灌胃用12号针头;大鼠与兔子用
16号针头。
药品:生理盐水
试验方法:
1、 安装针头:选择适宜号数的针头,安装在针管的管嘴上,拧紧,要求针尖斜面与针管
刻度面一致。
2、 吸取药液:将针尖浸入药液中,左手持针管,右手提抽针芯,缓慢吸取药液至需要量。
3、 排尽气泡:将吸入药液的注射器垂直向上,先抽一下针芯,使针头内的药液进入针管,
并使针管内的空气汇集在药液上面,然后轻轻推动针芯,使空气自针头排出,直至溢出药液
为止。若遇小气泡不易排出时,可再抽入空气少许,使该微量气泡汇合于抽入的空气中,然
后一并排出(注意:避免将针头朝着自己或他人,防止液体喷射到人身上)。
4、 持注射器:
(1) 用右手拇、中二指持注射器(针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量)。食指
固定在针头与针管接头处;进针后,用食指夹住针管,拇指推动针芯注药。
(2) 用右手拇、中二指持注射器(针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量)。无名
指固定在针头和针管接头处,食指推动针芯注药。
注意事项:
1、 选择适宜的注射器及针头;
2、 按接针头时须旋转90度;
3、 针头斜面与针管刻度面一致;
4、 排尽气泡;
5、 注射器针头按接处需用食指或无名指固定;
2
6、 注射器用后须洗净,以防药液污染;
四、 实验动物简介
1. 常用种类:小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡,青蛙、蟾蜍,猴和猩猩
等实验动物。
① 青蛙和蟾蜍易饲养,一般用其心脏,观察药物对心脏的作用;其坐骨神经腓肠肌标
本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用,用于局麻药和肌松药的研究;
② 小鼠,最常用,易大量繁殖,适用于需要大量动物的试验,如半数致死量和药物的
初步筛选试验;
③ 大鼠,可用于不便用小鼠进行的试验,如血压试验;大鼠对炎症比较敏感,可用于
观察药物的抗炎作用。大鼠无胆囊,便于通过胆管收集胆汁;大鼠也是新药进行长期毒性试
验的常规动物;
④ 豚鼠,用于筛选平喘药和抗组胺药,抗结核药。
⑤ 新西兰兔,兔子的皮肤对刺激物的反应接近人,适用于观察药物对皮肤的局部作用;
成年雌兔常用于避孕药研究;作用于心脏、血压、呼吸的药物,以及解热药和热源检查。
⑥ 猫,血压试验等;
⑦ 犬,适于慢性试验,新药临床前毒性试验,犬和猫对呕吐反应很灵敏,常用于观察
药物的致吐和镇吐作用。
⑧ 猴和猩猩,高级动物,接近于人类。常用于观察药物对行为的影响。新药临床前安
全性评价也需要使用猴。
2. 我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类:
① 一级动物(普通动物,CV):是实验动物中微生物控制要求最低的动物。外观健康,未见
异常,在开放系统内饲养和繁殖。空气未经净化,动物本身所携带的微生物状况不明确,仅
要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。
比如市场买入的家鸽、猫等动物。
② 二级动物(清洁动物,CL):在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。 不带有动物传染病
病原体,如小鼠肝炎病毒等。国外没有这个级别的动物。
比如试验用新西兰兔和豚鼠等。
③ 三级动物,即无特定病原体动物(SPF):在屏障系统或系统内饲养和繁殖,经检验无特殊
病原菌,无传染病的健康实验动物。SPF级动物来源于无菌动物或剖宫产动物,饲养于屏障
系统中,体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫,属于健康无病的动物。
现在大鼠和小鼠的常用动物都需要SPF级。
④ 四级动物(无菌动物,GF):在隔离系统内饲养和繁殖。体内外均无任何微生物和寄生虫。
无菌动物来源于无菌剖宫产,然后将幼仔转移到绝对屏障系统——隔离器中,经人工哺育或
无菌动物代乳饲养而成。
一般研究肿瘤药物,要用到这个级别的动物。
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还有一种为悉生动物,也是在隔离系统内饲养,人为地将指定的微生物投入无菌动物体内
形成的。级别位于三级和四级之间。
五、 常用动物的捉拿及给药方法
(一) 小白鼠
1、 捉拿法:用右手提起鼠尾,放于粗糙物(如鼠笼)面上,并向后拉,趁小鼠用力抓住
粗糙面力图向前逃跑时,以左手拇指和中指捏住其两耳及头部皮肤,翻转鼠体,使腹部向上
平卧于掌心内,用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。
2、 给药法
(1) 灌胃:将小鼠固定后,使口部向上,将颈部拉直,使口腔与食管呈一条直线,右
手持小鼠灌胃针,自口角插入口腔内,沿上颚后壁轻轻插入食管内,如插入无阻力、动物安
静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液(若遇阻力,可抽出再插,避免穿破食管或
误入气管内而致死亡)。
灌胃体积:0.1-0.2 ml/10 g,每只最大量不超过1.0 ml。
(2)皮下注射:通常选择背部皮下注射,操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤,右
手持注射针水平刺入皮下,针尖向左右摆动,易摆动说明针尖确实已经刺入皮下,然后注射
药液。拔针时旋转出针,以手捏住针刺部位,防治药液外漏。
注射体积:0.1-0.3 ml/10 g。
(3) 腹腔注射:左手捉拿动物,将腹部朝上,右手拿注射器,针头刺入方向与腹部呈
45度角,一般由左右下腹部刺入。为避免刺破内脏,可将小鼠头部放低,使脏器移向横隔处,
勿刺入肝或膀胱。当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。
注射体积: 0.2 ml/10 g,每只最大量不超过1.0 ml。
(4) 性别辨认:雌性小鼠:肛门与生殖器距离近,有阴道;
雄性小鼠肛门与生殖器距离远,有睾丸。大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。
(二) 大白鼠
1.大鼠灌胃
大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买,操作方法和小鼠
灌胃大同小异,只是由于大鼠体积较大,抓大鼠的手法和小鼠有所不同。
大鼠灌胃是在清醒状态下进行的,不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约6~8 cm,直径约1.2 mm。
大鼠灌胃时,右手持灌胃注射器,左手拇指和食中二指相对,抓住大鼠颈部皮肤,使大鼠
的头部和颈部及躯干呈一直线,不需要固定大鼠的尾巴,就可以实施灌胃操作了,其余的操
作均和小鼠一样。
大鼠一般灌胃量为0.5-1.0 ml/100g体重,因此一般大鼠灌入2 ml是可以的。
2.大鼠腹腔注射
腹腔注射是常见的给药方式,尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。
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大鼠腹腔注射可以用5 ml的注射器,配合5.5~7号针头。
腹腔注射时右手持注射器,左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴,另外三个手指抓住大鼠
的颈部,使大鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部,防止注射器刺入时损伤
大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔,防止刺伤腹部器官。
尤其是对于体重较小的大鼠,腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离,最好是从
腹部一侧进针,穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔,注射完药物后,缓缓拔出针头,并
轻微旋转针头,防止漏液。
大鼠腹腔注射的给药容积一般为5~10 ml/kg。
(三) 新西兰兔
1、 耳静脉注射:耳外缘血管为静脉,中央的血管为动脉。
去毛后可使血管看的更清晰。
左手中指和无名指放在耳下将兔耳垫起,拇指按住耳缘部分,右手持注射器,针头水平经
皮下并沿皮下向前推进少许,再刺入血管;
回抽针管有回血,同时注射时无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象,说明针头在血管内
即可注射。
注射完毕后,压住针眼,拔出针头,并继续压迫数分钟以防出血。
注射量一般不超过2.0 ml/kg。
2、 兔灌胃给药:需两人合作
助手就做将兔子躯体夹于两腿之间,左手紧握双耳、固定头部,右手抓住双前肢、固定前
身。
术者将开口器横放在兔子的上下颌之间,固定于舌头之上,然后把导管经开口器中的小孔,
沿上颚壁慢慢插入食管15-18cm;
导管外口端置于一杯清水中,若无气泡溢出说明确已插入食管,此时可用注射器注入药液,
然后用少许清水冲洗导管。
灌胃完毕,应先捏闭导管外口,拔出导管,再取出开口器。
给药量通常为10 ml/kg。