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小学期 药理实验动物基本知识及基本操作实验方法ppt

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动物药理学 药理实操内容实验动物捉支持法和给药法护理课件

动物药理学 药理实操内容实验动物捉支持法和给药法护理课件

使用夹子或钳子等工具夹住动物，如蛙、 鱼等，注意夹子或钳子的松紧度，避免对 动物造成伤害。
套圈法
网捕法
适用于有较大体型的动物，如狗、猫等， 使用柔软的套圈套住动物的头部或颈部， 注意不要过紧或过松。
适用于飞行或跳跃的动物，如鸟类、昆虫 等，使用网具捕捉动物，注意不要伤害动 物和破坏生态平衡。
捉持法的注意事项
识别并处理异常值，确保数据准确性。
对比分析
将实验组与对照组的数据进行对比，找出差异和趋势。
实验结果的解读
显著性检验
通过显著性检验，判断实验组与对照组之间的差异是否具有统计学 意义。
效应量分析
分析实验处理对实验动物的效应量，了解处理效果的大小和影响程 度。
因果关系推断
根据实验结果，推断实验处理与实验效应之间的因果关系。
安全第一
在捉持动物时要特别注 意安全，避免被动物咬
伤或抓伤。
轻柔操作
在捉持动物时要轻柔操 作，避免对动物造成不 必要的伤害和应激反应
。
熟悉动物习性
在捉持动物前要熟悉动 物的习性和行为特点， 以便更好地操作和控制
动物。
尊重生命
在实验过程中要尊重动 物的生命权和福利，尽 可能减少动物的痛苦和
牺牲。
捉持法的应用场景
01
02
03
实验室研究
在实验室中进行药理学、 生理学、病理学等研究时 需要对动物进行捉持和固 定。
教学演示
在教学演示中需要对动物 进行捉持和固定，以便更 好地展示实验过程和结果 。
野外调查
在野外调查中需要对野生 动物进行捕捉和固定，以 便进行观察和研究。
02 给药法
CHAPTER
给药法的分类
注射给药法

小鼠实验的基本技术和方法ppt课件

小鼠实验的基本技术和方法ppt课件
重。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。

动物实验的基本技术和方法PPT课件

动物实验的基本技术和方法PPT课件
• 应熟练掌握各种实验动物的抓取方法，用轻 柔的手法把对动物施加的恐惧和痛苦降到最 低。
• 一般说来动物是不会主动攻击人的。 1. 小鼠抓取的注意点 2. 大鼠抓取的注意点 3. 豚鼠抓取的注意点
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4. 兔抓取的注意点 • 最好戴人造革围裙和袖套，以免爪子抓伤。 • 采用正确地抓取方法。 • 可采用兔固定器固定进行实验操作，或一人抓
动物实验基本知识 和操作技术
上海中医药大学实验动物中心 汤家铭
1
进行动物实验操作前必须注意的事
一、动物福利和动物实验伦理问题 什么是动物福利？ • 动物福利是指动物在整个生命过程中应得到人类的保护，
其基本原则是要善待动物，保证动物的健康和ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ乐。 • 动物福利的提出是基于这样一个观点，即动物与人一样，
2. 所用实验动物的品种、品系、性别、数量等能否 得到
3. 所需要的动物实验技术是否熟练掌握 4. 所用动物实验器具、试剂是否准备好 5. 所用的仪器设备是否处于可运行状态
8
6.预实验 正式实验前的演习 预实验可用少量动物进行 预实验结果不能并入正式实验结果一起 分析。
9
一、动物的抓取
• 动物的抓取是顺利进行各项动物实验操作最 基本的一个环节。
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（二）动物实验分组设计的基本类型 1.完全随机化设计 2.按体重分层随机区组设计 3.配对设计
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（二）按体重分层随机区组设计 先确定实验的组数，将动物称重，按体重的轻重顺序编号，再用随机化
工具，如随机数字表等，将动物随机分配至处理组及对照组。 • 随机区组法举例 • 以用四氧嘧啶诱发小鼠糖尿病模型，用药物进行治疗观察疗效为例，实
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二、动物实验分组设计
（一）一般动物试验分组设计的基本原则： 随机、对照和重复。

动物实验的基本技术和方法ppt课件

动物实验的基本技术和方法ppt课件

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六、实验动物的给药方法
• 经口给药法 • 注射法 • 其它途径给药方法 1. 呼吸道给药 2. 皮肤给药 3. 脊髓腔内给药 4. 脑内给药 5. 直肠内给药 6. 关节腔内给药
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• 经口给药 1. 拌入饲料、饮水中自由摄取
优点：省人力 缺点：因个体差异，摄入量不等 2. 灌胃 优点：能准确定量 缺点：给动物造成一定的痛苦，需 熟练掌握技术
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大小鼠灌胃注意点
1. 用灌胃针。
2. 从嘴角处插入，到达咽部后 改变灌胃针的方向，使其与 食管的走向一致，然后顺利 插入。
3. 成年大鼠由于体型较大，不 易保定。办法：
1）一人保定，一人灌胃
2）操作者抓取后，将大鼠尾部按 在自己的胸部，达到固定尾 部的目的，然后灌胃。
灌胃量：小鼠0.2-0.4ml/10克，
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按体重分层随机区组分组
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三、动物编号常用的标记方法
适用需要个体识别的实验 1. 染料标记法：适合白色被毛的动物，如小鼠
、大鼠、豚鼠、兔等。 黄色：常用3~5%苦味酸溶液 红色：常用0.5%中性红溶液 咖啡色: 2%硝酸银溶液 黑色：煤焦油酒精溶液
优点：简单、易识别 缺点：长期易退色；不能编大号码。
停止吸入后很快苏醒
• 缺点：
需要一定的仪器设备，
注意自身防护。
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大小鼠麻醉法
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（2）注射麻醉法 注射麻醉法是使用非挥发性麻醉药进行全麻
的方法。在动物实验中比较常用。 常用麻醉药： 戊巴比妥钠 硫喷妥钠 氯氨酮 乌拉坦 大动物：静脉注射或肌肉注射 啮齿类动物：腹腔注射

动物实验基本技术和方法PPT课件全文编辑修改

动物实验基本技术和方法PPT课件全文编辑修改
动物，即2号动物调整到B组。 ⑦最终分组
A：3，9，10，12
B；1， 2 ，4，6 C：5，7，8，11
第49页，共115页。
七、去毛
1、剪毛：弯头剪毛剪。 2、拔毛：大小鼠尾静脉、家兔耳缘静脉
注射。 3、剃毛：将剃毛部位先用剪刀粗剪一遍，
蘸温肥皂水润湿，用剃刀顺着被毛方 向剃毛，用电动剃毛推剪，则逆被毛 向剃毛。
组别： B， C， A， B， C， B， C， C， A， A，C， A
第48页，共115页。
⑤ A：3，9，10，12 Bห้องสมุดไป่ตู้1，4，6
C：2，5，7，8，11
⑥调整分组：接刚才随机数字10继续抄表得随机 数字61，用61除以5（因为需要把C组的5个数 字调整掉一个），得余数1，所以把C组的第1个
第39页，共115页。
五、编号和标记
1、染色法：浅色动物 3.5-5％苦味酸溶液（黄色） 0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） 煤焦油酒精溶液（黑色） 龙胆紫溶液（紫色）
第40页，共115页。
第41页，共115页。
2、打耳孔法：小型动物
第42页，共115页。
3、剪趾法：小型动物
第43页，共115页。
第52页，共115页。
（三）灌胃（i.g)
1、小鼠、大鼠、豚鼠
灌胃时将灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住 鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器， 将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。 动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若 感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针 拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
随机数字78，用78除以8（因为需要把A组的 8个数字调整掉一个），得余数6，所以把A组 的第6个动物，即12号动物调整到B组

药理实操内容—实验动物捉支持法和给药法(动物药理学课件)

药理实操内容—实验动物捉支持法和给药法(动物药理学课件)
实训一
实验动物捉持法与给药法
一、实验目的
掌握常见实验动物的保定方法和常用的 给药技术；了解小鼠、家兔等常见实验动 物的给药剂量；熟悉其在实际工作中的应 用和注意事项。
小鼠
二、 实验内 容
家兔
•小鼠的捉持
1、右手提起 鼠尾，放在 粗糙物（如 鼠笼）上面， 轻向后拉其 尾；此时小 鼠前肢抓住 粗糙面不动。
用左手拇指和 食指迅速、准 确地捏住小鼠 的两耳后及颈 背部的皮肤， 将小鼠提起。
翻转左手掌， 以左手掌心 和中指夹小 鼠背部的皮 肤，使小鼠 整个呈一条 直线。
首先戴好防 护手套
用右手拇指 和食指抓住 大鼠尾巴中 部将大鼠提 起，放在大 鼠饲养盒的 面罩上。
•大鼠的捉持
左手顺势按、 卡在大鼠躯 干背部，稍 加压力向头 颈部滑行。
将针头轻轻 向左右 摆
动，易摆动 则表示已 刺入皮下。
再轻轻抽吸， 如无回血， 可缓慢地将
药物注入皮 下
皮下注射法
一般两人合作。一人左手抓住小鼠头部皮肤，右手拉 住鼠尾；另一人左手提高背部皮肤，右手持住注射器 （针头号同上），将针头刺入提起的皮下。
•静脉注射给药——大小鼠
将大小鼠放在 金属笼或小鼠 固定器 中，通
•灌胃给药——大小鼠
1、将灌胃针 连接在注射 器上，吸入 一定量的药 液。
左手捉持 动物，使 头部向上。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
用右手食指 将针栓慢慢 往下压，将 注射器中的 药液灌入动 物的胃中。
•灌胃给药——兔
将兔放进固 定架 内，灌胃者用左 手拇指和中指挤 压兔两颊，将下 颌挤开使兔被动 张口。
四、考核：由教师任选2种给药方式

动物实验的基本技术操作方法 ppt课件


动物实验的基本技术操作方法
7．生物电、活性观察法 对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观 察记录，如心电、肌电、脑电等；对动物组 织中各种活动物质用生物化学法测定，如各 种酶，激素等。
动物实验的基本技术操作方法
8．病理解剖学、组织学观察法 采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观察、 分析动物各种疾病时病理组织学改变。可 从组织学的角度来探讨疾病防治机理，例 如通过阑尾组织切片和肉眼观察，分析口 服中药、针刺或局部敷药对有炎症阑尾的 影响，阐明不同证型时阑尾变化的病理学 特点以及某些病人用中西医结合非手术治 疗后复发的原因。
法 八、实验动物的麻醉 九、实验动物采血方法 十、急性动物实验中常用的手术方法 十一、实验动物的急救措施 十二、实验动物的处死方法
动物实验的基本技术操作方法
动物实验方法是多种多样的，在医学 的各个领域内都有其不同的应用，其 中一些基本方法都是共同性的，如动 物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、 给药、采血、采尿、急救、处死、尸 检等，不管是从事何种课题的医学研 究都要用这套基本方法，因此，动物 实验基本方法，已成为医学科技工作 者必须掌握的一项基本功。
动物实验的基本 技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法
动物实验基本技术和操作方法 一、动物实验的常用方法 二、实验动物的抓取固定方法 三、实验动物编号标记方法 四、实验动物的随机分组方法 五、实验动物被毛的去除方法
动物实验的基本技术操作方法
六、实验动物给药途径和方法 七、实验动物用药量的确定及计算方
动物实验的基本技术操作方法
2．切开、分离法 此法是以活体动物为对象的整体实验常用方 法。习惯上把在麻醉情况下，制备一些实验 条件（如活体解剖、分离暴露器官、组织或 进行一些手术制备等措施）进行研究者称 “急性动物实验”。其优点是比较简便，操 作后可以立即进行观察，实验条件相对地较 易控制，对要研究的器官，有可能直接观察。

动物实验基本操作.ppt


2020/6/11
实验动物中心 24
马蹄形固定多用于腰背部，尤其是颅脑部位的实验，固定 时先剪去两侧眼眶下部的毛皮，暴露颧骨突起，调节固定 器两端钉形金属棒。使其正好嵌在突起下方的凹处，然后 在适当的高度固定金属榛。用马蹄形固定器可使兔取用背 卧位和腹卧位，所以是研究中常采用的固定方法。
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2.四肢固定：如采取仰卧位，四肢固定方法与家兔相同。
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实验动物中心 28
三、实验动物编号标记方法
动物在实验前常常需要作适当的分组，那么就要将其标记 使各组加以区别。标记的方法很多，良好的标记方法应满 足标号清晰、耐久、简便、适用的要求。
常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。
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实验动物中心 26
•注意捆绑松紧度要适宜，倘若此举不成，应 用狗头钳夹住其颈部，将狗按倒在地，再绑 其嘴。如实验需要静脉麻醉时，可先使动物 麻醉后再移去狗头钳，解去绑嘴带，把动物 放在实验台上，然后先固定头部，再固定四 肢。
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实验动物中心 27
1．头部固定：固定狗头需用一特制的狗头固定器，狗头固定 器为一圆铁圈，圈的中央有一弓形铁，与棒螺丝相连，下 面有一根平直铁闩。操作时先将狗舌拉出，把狗嘴插入固 定器的铁圈内，再用平直铁闩横贯于犬齿后部的上下颌之 间，然后向下旋转螺丝，使弓形铁逐渐下压在动物的下颌 骨上，把铁柄固定在实验台的铁柱上即可。
实验动物中心 25
（六）狗的抓取固定方法
狗性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是 要绑住狗嘴。驯服的狗绑嘴时可从侧面靠近轻轻抚摸 其颈背部皮毛，然后迅速用布带缚住其嘴。方法是用 布带迅速兜住狗的下颌，绕到上颌打一个结，再绕回 下颌下打第二结，然后将布带引至头后颈项部打第三 个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
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（一）实验动物的种类
豚鼠（Guinea pig )
常用于免疫学、微生物学、传染病学、听觉生理、实 验性坏血症等研究。
（一）实验动物的种类
家兔(Rabbit )
常用于免疫学、肿瘤、实验生理学、生殖生理、 药理学、遗传性疾病等的方面的研究，制造生物制品。
（一）实验动物的种类
猫（Cat）
猫的神经系统和循环系统较发达，与人很相似。常用 于神经、循环和呼吸方面的实验。
• BL-420生物机能实验系统的基本原理是：
• 首先将原始的生物机能信号，包括生物电信号 和通过传感器引入的生物非电信号进行放大 （有些生物电信号非常微弱，比如减压神经放 电，其信号为微伏级信号，如果不进行信号的 前臵放大，根本无法观察）、滤波（由于在生 物信号中夹杂有众多声、光、电等干扰信号， 比如电网的50Hz信号，这些干扰信号的幅度往 往比生物电信号本身的强度还要大，如果不将 这些干扰信号滤除掉，那么可能会因为过大的
蟾蜍常用于神经生理、肌肉生理、心脏生理，微循环、水肿 等实验。
（一）实验动物的种类
小鼠（Mouse )
小鼠被广泛的用于生物学、医学、兽医学、生理学、遗传学、 药理、毒理、肿瘤、放射性、食品、生物制品等的科研、生产和教 学。
（一）实验动物的种类
大鼠（Rat ）
大鼠应用于生理学、药理学、免疫学，内分泌学、 神经生理、营养学、传染病、肿瘤和肝外科等的研究。
兽医药理学实验课的要求
实验后 1.实验完成后要及时关闭仪器和设备的电源；按 规定整理实验器具，实验动物放在指定地点； 做好桌面和教室的清洁卫生；离开实验室前要 洗手。 2.及时整理实验记录，分析实验结果，写出实验 报告，按时交老师批阅。

实验报告的书写
实验项目
–
–
– –
目的
原理 材料：实验动物，器材，药品
•
•
（一）动物的捉拿、固定
•
蟾蜍
A
B
图1 青蛙(或蟾蜍)捉拿法
图2 青蛙(或蟾蜍)固定法
（一）动物的捉拿、固定
•
小鼠
图3
小白鼠的捉拿法
（一）动物的捉拿、固定
•
大鼠、豚鼠
A B
•
家兔
图4 大鼠和豚鼠的捉拿和固定
图5
兔捉拿方法
（二）动物性别的辨别
•
蟾蜍
•
小白鼠
雄 雌
•
家兔
图6 小鼠性别的特征
（三）动物的编号
一、 实验动物（experimental animal） 实验动物是生命科学研究最重要的和 不可替代的实验材料。实验动物和动物实 验是研究包括人类在内的生命活动及其疾 病防治规律的基本手段。
（一）实验动物的种类
蟾蜍（Toad）
雄蟾
婚垫
雄蟾
雌蟾
蟾蜍属两栖动物，其一些基本生命活动与哺乳动物近似，其 离体组织和器官所需的生理环境比较简单 (无须供氧和恒温)。
利尿药、脱水药的利尿作用 的观察
• 干扰信号致使有用的生物机能信号本身无法观 察）等处理，然后对处理的信号通过模数转换
进行数字化并将数字化后的生物机能信号传输
到计算机内部，计算机则通过专用的生物机能 实验系统软件接收从生物信号放大、采集卡传 入的数字信号，然后对这些收到的信号进行实 时处理，一方面进行生物机能波形的显示，一
方面进行生物机能信号的存贮，另外，它还要
• 从广义上讲，生物机能实验系统是指这样一种 系统：研究人员、老师和学生可以通过该系统
观察到各种生物机体内或离体器官中探测到的
生物电信号以及张力、压力、温度等生物非电 信号的波形，从而对生物肌体在不同的生理或 药理实验条件下所发生的机能变化加以记录与 分析。生物机能实验系统是研究生物机能活动
的主要设备和手段之一。
（四）常用给药方法
8.5cm

注射给药法

3.5cm 1cm
肌肉注射
静脉注射
图11 小鼠尾静脉注射法

图12 兔耳缘静脉注射法
（四）常用给药方法

涂布给药法

药物经皮肤吸收、局部作用或致敏 作用时间根据药物性质和要求定

（五）动物被毛的去除法

拔毛法
剪毛法 剃毛法 脱毛法



三、实验动物的麻醉

蛙类手术器械包括：蛙针（金属探针）、 铁剪刀、眼科剪、外科镊、眼科镊、玻璃 分针（玻璃钩）、蛙板或玻璃板、锌铜 弓、蛙心夹等。

哺乳类手术器械通常包括：剪毛剪、手术 刀、止血钳、外科镊、外科剪、眼科镊、 眼科剪、气管插管、血管插管，有时用到 缝合针线和持针钳等。
四、实验动物手术

手术



配制溶液时，可按表1内的数字用天平称取 各种物质，然后将其溶解于蒸馏水中。为 求配制手续简便起见，可预先配好各种物 质的浓溶液（也称原液、基础液），用量 筒或吸管按比例吸取一定的容积，然后用 蒸馏水稀释至所需量即可。 配制方法见表2。
BL-420生物机能实验系 统概述
青海大学农牧学院 机能学实验室
生物放 大器导 线
2.在体实验方法 在体实验是在动物处 于整体条件下，保持欲研 究的器官于正常的解剖位 臵或从体内除去，研究动 物或某器官生理机能的实 验方法。 在体实验又可分为活 体解剖实验和慢性实验。

兽医药理学实验课的要求

实验前 实验时
预习实验内容并复习相关理论知识；
1.遵守实验室规则。实验桌上不要放置与实验无关的物品，严禁实验过程中 进食、饮水和嚼口香糖，杜绝危及安全和健康的隐患。 2.爱惜实验动物，使其保持良好的兴奋性；节约药品、水、电。 3.操作前注意倾听教师讲解的实验重点和操作要领，按程序正确操作仪器、 手术器械，按实验步骤进行实验。 4.认真观察和记录实验结果，并加上必要的标记、文字说明；实验过程中还 要思考出现了什么样的结果，为什么会有这些结果，有什么意义。若出 现非可预期结果，还应分析其原因，尽可能地及时解决。 5.试验中要有耐心，必须等前一项实验基本恢复正常后，才能进行下一项实 验，注意观察实验的全过程。

术前准备

理论准备：了解结构、方法、应急措施等 材料准备：动物准备、器械准备 药品准备、其他准备 仪器准备

手术器械与使用

1.手术刀
执刀姿势视切口大小、位臵等不同而有指压式（又称琴弓式或执弓式）、捉刀式 （或称抓持式）、执笔式及反挑式（外向执笔式）等持法，见图6中a-d。指压式为最 常用的一种执刀方法，发挥腕和手指的力量，多用于腹部皮肤切开及切断钳夹的组 织。抓持式用于切割范围较广、用力较大的坚硬组织，如筋腱、坏死组织、慢性增生 组织等，力量在手腕。执笔式用以切割短小切口，用力轻柔而操作精细，如分离血管 和神经以及切开腹膜小口等，动作和力量主要在手指。反挑式的手法是刀刃由内向外 挑开，以避免深部组织或器官损伤，如腹膜切开或挑开狭窄的腱鞘等。
BL-420生物机能实验系统
• BL-420生物机能实验系统是配置在微机上的 4通道生物信号采集、放大、显示、记录与处 理系统。它由以下三个主要部分构成，参见图 1-1。 （1）、IBM兼容微机； （2）、BL-420系统硬件； （3）、BL-420F生物信号显示与处理软件。
• BL-420系统硬件是一台程序可控的，带4通
根据使用者的命令对数据进行指定的处理和分 析，比如平滑滤波，微积分、频谱分析等。
• 对于存贮在计算机内部的实验数据，生 物机能实验系统软件可以随时将其调出 进行观察和分析，还可以将重要的实验 波形和分析数据进行打印。
BL-420生物机能实验系统原理图
BL-420F生物信号显示与 处理软件的主界面

4.止血钳(血管钳) 止血钳有弯直长短之分，常用的是蚊嘴 式。作用一是尽量少地夹住出血的血管或 出血点达到止血目的；二是用于分离组 织、牵引缝线等。

5.手术镊 大小不一，有有齿(外科镊)无齿(解剖 镊)、直头弯头之分。用于夹住和提起组织， 使于剥离、剪断和缝合。有齿镊用于夹持 较坚硬的组织，如皮肤、筋膜、肌腱等。 无齿镊用于夹持黏膜、血管和神经等较脆 嫩的组织。手术中一般多用左手以执笔式 执镊（图8），持镊时忌将镊柄握于掌心而 妨碍操作的灵活性。
兽医药理学综合性 实验
本次实验内容

实验一 实验二 实验三
利尿药、脱水药的利尿作用的观察 尼可刹米对兔呼吸兴奋作用观察 组胺与抗组胺药对离体肠肌和离体
子宫作用的观察

实验三
缩宫素和麦角新碱对离体子宫兴奋
作用的观察
目的：
1.验证所学理论，加深对理论知识的理解，巩固 兽医药理学的知识。 2.通过实验掌握有关兽医药理学的技术和方法， 培养学生客观地对生命进行观察、比较和综合 分析能力以及创新思维和创新能力。
•
染色法
4 40 7 10 70 1
2
5

8
20
50
80
3
6
9 30 60 90
•
挂牌法
图7 小鼠背部的编号方法
（四）常用给药方法

经消化道给药法

自动摄取法
图8 小鼠灌胃法

喂药法 灌胃给药法
开口器 胃管


经直肠给药
图9 兔灌胃方法
（四）常用给药方法

注射给药法

皮下注射 腹腔注射

图10 小鼠腹腔注射方法
（一）实验动物的种类
犬(Dog )
在以犬为 实验动物的研 究成果中，只 有应用Beagle 才能被国际公 认。
常用于基础医学、药理、毒理学、实验外科学、行为学、 肿瘤学等方面研究
（一）实验动物的种类
猪(Pig)
常应用于皮肤烧伤、肿瘤学、免疫学、心血管及糖尿病、 遗传性和营养性疾病、移植、外科手术等方面的研究