第一节 叶绿素荧光参数及其意义
韩志国，吕中贤（泽泉开放实验室，上海泽泉科技有限公司，上海，200333）
叶绿素荧光技术作为光合作用的经典测量方法，已经成为藻类生理生态研究领域功能最强大、使用最
广泛的技术之一。由于常温常压下叶绿素荧光主要来源于光系统II 的叶绿素a ，而光系统II 处于整个光合
作用过程的最上游，因此包括光反应和暗反应在内的多数光合过程的变化都会反馈给光系统II ，进而引起
叶绿素a 荧光的变化，也就是说几乎所有光合作用过程的变化都可通过叶绿素荧光反映出来。与其它测量
方法相比，叶绿素荧光技术还具有不需破碎细胞、简便、快捷、可靠等特性，因此在国际上得到了广泛的
应用。
1 叶绿素荧光的来源
藻细胞内的叶绿素分子既可以直接捕获光能，也可以间接获取其它捕光色素（如类胡萝卜素）传递来
的能量。叶绿素分子得到能量后，会从基态（低能态）跃迁到激发态（高能态）。根据吸收的能量多少，
叶绿素分子可以跃迁到不同能级的激发态。若叶绿素分子吸收蓝光，则跃迁到较高激发态；若叶绿素分析
吸收红光，则跃迁到最低激发态。处于较高激发态的叶绿素分子很不稳定，会在几百飞秒（fs ，1 fs=10－15
s ）内通过振动弛豫向周围环境辐射热量，回到最低激发态（图1）。而最低激发态的叶绿素分子可以稳定
存在几纳秒（ns ，1 ns=10－9 s ）。
波长吸收荧光红
B
蓝
荧光
热耗散
最低激发态较高激发态基态吸收蓝光吸收红光能量A
图1 叶绿素吸收光能后能级变化（A ）和对应的吸收光谱（B ）（引自韩博平 et al., 2003）
处于最低激发态的叶绿素分子可以通过几种途径（图2）释放能量回到基态(韩博平 et al., 2003;
Schreiber, 2004)：1）将能量在一系列叶绿素分子之间传递，最后传递给反应中心叶绿素a ，用于进行光化
学反应；2）以热的形式将能量耗散掉，即非辐射能量耗散（热耗散）；3）放出荧光。这三个途径相互竞
争、此消彼长，往往是具有最大速率的途径处于支配地位。一般而言，叶绿素荧光发生在纳秒级，而光化
学反应发射在皮秒级（ps ，1 ps=10－12 s ），因此在正常生理状态下（室温下），捕光色素吸收的能量主要用
于进行光化学反应，荧光只占约3%～5%(Krause and Weis, 1991; 林世青 et al., 1992)。
在活体细胞内，由于激发能从叶绿素b 到叶绿素a 的传递几乎达到100％的效率，因此基本检测不到
叶绿素b 荧光。在常温常压下，光系统I 的叶绿素a 发出的荧光很弱，基本可以忽略不计，对光系统I 叶
绿素a 荧光的研究要在77 K 的低温下进行。因此，当我们谈到活体叶绿素荧光时，其实指的是来自光系
统II 的叶绿素a 发出的荧光。
图2 激发能的三种去激途径（引自韩博平et al., 2003）
LHC，捕光色素蛋白复合体。
2 叶绿素荧光的研究历史
在19世纪就有了关于叶绿素荧光现象的记载。最初是在1834年由欧洲传教士Brewster发现，当强光穿过月桂叶子的乙醇提取液时，溶液的颜色由绿色变成了红色。1852年Stokes认识到这是一种光发射现象，并创造了“fluorescence”一词。
1931年，德国科学家Kautsky和Hirsch用肉眼观察并记录了叶绿素荧光诱导现象，明确指出暗适应处理的叶片照光后的诱导过程中，叶绿素荧光强度的变化与CO2固定呈相反的关系(Kautsky and Hirsch, 1931; Govindjee, 1995)，此后的10余年中，Kautsky和他的学生Franck就这一现象作了系统的研究(Kautsky and Franck, 1943)。在Kautsky研究的基础上，后人进一步对叶绿素荧光诱导现象进行了广泛而深入的研究，并逐步形成了光合作用荧光诱导理论，被广泛应用于光合作用研究。由于Kautsky的杰出贡献，叶绿素荧光诱导现象也被称为Kautsky效应（Kautsky Effect）。
从1960年代到1980年代早期，叶绿素荧光这一生物物理学的技术被广泛用于光合作用基础研究，很多重要发现都与这一技术有关，如光合作用存在两个光反应的提出(Duysens and Sweers, 1963)就是采用的这一技术应用的典型代表。但在那个年代，所有的叶绿素荧光测量都只能在完全遮蔽环境光的“黑匣子”里进行，这大大限制了叶绿素荧光技术在植物胁迫生理学、生理生态学和植物病理学等领域的应用。因此在很长一段时间中，叶绿素荧光技术在基础研究和应用研究的使用中存在一个鸿沟。尽管如此，情况还是在逐步好转。这是因为虽然叶绿素荧光信号虽然复杂，但确实提供了可靠的、定量的信息，并且可以由越来越小型化的仪器来进行测量。
1980年代中期，德国乌兹堡大学的Schreiber提出了叶绿素荧光测量的饱和脉冲理论，并发明了脉冲-振幅-调制（Pulse-Amplitude-Modulation）叶绿素荧光仪(Schreiber, 1986; Schreiber et al., 1986)，也就是今天大名鼎鼎的调制叶绿素荧光仪PAM。Schreiber早年师从Kautsky的学生Franck，在后者的指导下很早就开始进行叶绿素荧光研究(Schreiber et al., 1971; Gielen et al., 2007)，并在1975年就设计出了科研界第一款便携式叶绿素荧光仪(Schreiber et al., 1975)。但受限于光电技术的发展，当时这款荧光仪只能测量叶绿素荧光诱导曲线，不能进行深入的淬灭分析，直到PAM的出现才解决了这个问题。
调制叶绿素荧光仪PAM和调制叶绿素荧光测量技术在叶绿素荧光的研究历史上具有里程碑意义。它采用了调制技术进行测量，从而可以在有环境光照（甚至是很强的太阳光）的情况下记录叶绿素荧光信号；
它采用了饱和脉冲技术，使得光化学淬灭和非光化学淬灭的测量成为可能。PAM面世后，很快就替代了传统的光合放氧和CO2同化技术，成为使用最广泛的光合活性测量技术。
早期的调制叶绿素荧光仪主要在实验室内进行测量，到了1990年代发展到可以非常方便的在野外现场测量。早期的仪器采用光电二极管作为检测器，只能测量叶片或细胞浓度很高的藻液，后来采用光电倍增管后可以直接检测大洋海水的叶绿素荧光。随着技术的发展，陆续出现了叶绿素荧光成像测量技术、水下原位叶绿素荧光测量技术、显微叶绿素荧光测量技术、无线远程叶绿素荧光测量技术和利用叶绿素对浮游植物进行分类的技术等，这些技术均在藻类学界得到了广泛的应用。
3 调制叶绿素荧光原理
为了更好的理解调制叶绿素荧光，首先要知道“荧光强度（intensity）”和“荧光产量（yield）”的区别。“荧光强度”的高低依赖于激发光的强度和仪器的信号放大倍数，其变化可以达到几个数量级的幅度。而“荧光产量”可以理解为固定仪器设置下的荧光强度，其变化不会超过5-6倍，是真正包含了光合作用信息的参数。例如针对一个暗适应处理后的样品，照射0.5 μmol m-2 s-1的测量光后，其荧光产量是非常稳定的。假设此时仪器的增益设置为1，荧光强度为300 mV；当仪器的增益设置改为3后，荧光强度变为900 mV。但实际上由于激发光恒定，样品发出的荧光产量是恒定的，只是在不同的信号放大倍数下检测到的荧光强度不同而已。
理想的荧光仪必须能在不改变样品状态的情况下（即非破坏性）进行生理活性测量，需要满足如下几条要求(Schreiber, 1986; Schreiber et al., 1986; Schreiber, 2004)：
1）测量光必须足够低，只激发色素的本底荧光而不引起光合作用，这样才能获得暗适应后的最小荧光Fo；
2）测量光由一系列微秒级的光脉冲组成，这些短光脉冲可以不同的频率给出。在很低的频率下，即使单个微秒级光脉冲的强度比较高，也不会引起光合作用；
3）用反应迅速、线性范围大的光电二极管（或光电倍增管）来检测这些由微秒级测量光脉冲激发的微秒级荧光脉冲；
4）荧光脉冲信号首先由交流耦合放大器放大，然后进一步经选择性锁相放大器处理，只放大和调制测量光同频率的荧光信号，可以有效屏蔽环境中本身就存在的与叶绿素荧光同波长的背
景噪音（这就好比选择调频收音机的某个频道，就可以在浩如烟海的无线电波噪音中获得选
择性接收您需要的无线电波，采用调制技术，可以在大量的环境光背景噪音中选择性测量叶
绿素a发出的荧光）；
5）当打开光化光或饱和脉冲时，可以自动提高测量光频率，以提高信号采点率，有效记录一些比较快速的荧光动力学变化（如荧光快速上升动力学）。
调制叶绿素荧光仪有两大核心技术，一个是上文提到的光调制技术，有了它才能使得我们在有环境光的情况下测量叶绿素荧光；另一个就是饱和脉冲技术。
所谓饱和脉冲技术，就是提供一个瞬间的强光脉冲，来暂时打断光系统II电子传递过程。我们已经知道，光合机构吸收的光能有三条去激途径：光化学反应（Photochemistry, P）、叶绿素荧光（Fluroescence, F）和热耗散（Dissipation, D）。根据能量守恒原理，假设吸收的光能为常数1，得到1=P+F+D。叶绿素荧光产量可以测量出来，而我们希望得出P和D两个参数。根据基本的数学原理，一个等式有两个未知数是无解的。此时如果给出一个饱和脉冲，暂时打断光化学反应过程，则P=0，这个等式就可以求解了。由此可知，饱和脉冲技术的基本作用就是打断光合作用，用于求出光化学反应和热耗散分别用去了多少能量。
早期，科研人员只能通过人为加入农药敌草隆（DCMU）来阻断光系统II的电子传递过程，从而获得最大荧光Fm，而这是不可逆的。后来，Schreiber在“光强倍增”技术(Bradbury and Baker, 1981; Quick and Horton, 1984)的基础上提出了“饱和脉冲”技术(Schreiber et al., 1986)。饱和脉冲技术的最大优点在于，它是暂时阻断光系统II的电子传递过程，由于持续时间很短（一般0.2-1.5 s），因此饱和脉冲关闭后光合电子传递会在极端的时间内恢复运转。所以说这是一种可逆的过程，正是有了饱和脉冲技术，我们才能不破
坏样品的完整性就获得其光合生理参数。
4 叶绿素荧光诱导曲线和典型参数
从Kautsky发现叶绿素荧光诱导现象并提出其与光合作用的关系后，80多年来利用叶绿素荧光研究光合作用采用的最主要技术就是荧光诱导曲线。那么什么是叶绿素荧光诱导曲线呢？测量叶绿素荧光诱导曲线能获得哪些生物信息呢？
所谓叶绿素荧光诱导，就是将样品在黑暗的状态下适应一段时间，然后照射光化光，观察样品的光合机构从暗转到光下的响应过程。为什么要暗适应呢？在光合电子传递链上有一个叫做质体醌（PQ）的载体，是整个电子传递过程的限速步骤，可以通俗的称之为电子门。在光合膜上PQ的数量与捕光色素吸收的光子数（微摩尔级）相比是微不足道的。因此光合作用进行时，光系统II释放出的电子总是有部分会累积在电子门PQ处，这部分处于还原态（累积电子）的电子门就处于关闭态，或者说光系统II的反应中心处于关闭态。在暗适应过程中，光系统II无法获得光能激发，因此不会继续释放电子，累积在PQ处的电子会继续往光系统I传递，直到所有电子都传递完毕。当PQ处不再累积电子后，暗适应就足够了。
暗适应结束后，就可以照光进行荧光诱导了。那么采用什么光进行诱导呢？只要能够引起光合作用的光也就是波长在400-700 nm的可见光，都可以进行荧光诱导，我们给它一个专业术语叫做光化光（Actinic Light），也有人翻译为作用光。在光合作用领域，400-700 nm的光也被称为光合有效辐射（Photosynthetic Active Radiation, PAR）。光化光可以为人工光，如来自日光灯、卤素灯或发光二极管的光，也可以为自然光（直接或间接的太阳光）。但为了使我们的实验具有可重复性，多数荧光诱导的测量会采用仪器提供的恒定光强的人工光（新型仪器多以光强稳定的发光二极管为主）来诱导。只有保证测量条件一致，才能对不同材料或不同处理的样品进行直接比较。
图3 叶绿素荧光诱导曲线（韩志国and 吕中贤，未发表数据）
SP，饱和脉冲（Saturation Pulse）；AL，光化光（Actinic Light）。
Fo，最小荧光；Fm，最大荧光。
整个测量过程中调制测量光需要一直打开。
图3是一条典型的叶绿素荧光诱导曲线，其测量步骤如下：
1）样品首先暗适应处理一段时间，以便累积在PQ处的所有电子都被传走，光系统II的所有反应中心都处于开放态。然后打开测量光（Measuring Light, ML），记录暗适应后的最小荧光Fo。
测量光很弱（一般小于1 μmol m-2 s-1），只激发色素的本底荧光但不足以引起任何的光合作用。
2）紧接着打开一个持续时间仅有0.2-1.5 s的饱和脉冲（Saturation Pulse，SP），测量暗适应后的最大荧光Fm。饱和脉冲打开后，由光系统II处释放的电子迅速将PQ全部还原（电子门全部
关闭），光化学反应被打断，光能全部转化为叶绿素荧光和热量，荧光迅速达到最大值Fm。
饱和脉冲的强度非常强，高等植物一般要求达到8000-10000 μmol m-2 s-1，藻类一般大于4000
μmol m-2 s-1即可。
3）饱和脉冲关闭后荧光迅速回到Fo附近，然后打开光化光（Actinic Light，AL），记录叶绿素荧光从黑暗转到光照的响应过程。如上所述，光合作用进行时，总是有部分电子门处于关闭态。
这部分处于关闭态的电子门本应用于光合作用的能量就转化为了叶绿素荧光和热。饱和脉冲
关闭后，电子门迅速全部打开。此时打开光化光，光系统II瞬间释放出大量电子，导致许多
电子门被关闭，因此实时荧光迅速上升。此时，光合器官会迅速启动调节机制来适应这种光
照状态，光系统I逐渐从PQ处获取电子。在恒定的光化光强度下，PS II释放的电子数是恒
定的，因此随着时间的延长，处于关闭态的电子门越来越少，荧光逐渐下降并达到稳态。此
时，处于关闭态的电子门数量达到动态平衡，也就是说光系统II和光系统I达到了动态平衡。
4）等荧光曲线达到稳态后关闭光化光，并结束整个测量过程。有时，为了精确的获得Fo’这个参数，会在关闭光化光的同时打开一个持续几秒的远红光（Far-red Light, FL）（图3中未示出），
以加快电子从PQ向光系统I的传递。
根据图3中的Fo和Fm，可以计算出光系统II的最大光合效率Fv/Fm=(Fm-Fo)/Fm(Kitajima and Butler, 1975)，它反映了植物的潜在最大光能转换效率。这是用得最广、使用频率最高的一个参数。早在1987年科研人员就已经阐明多数健康维管束植物的Fv/Fm值为0.832±0.004(Bj?rkman and Demmig, 1987)。目前科研界已基本达成共识，在健康生理状态下，绝大多数高等植物的Fv/Fm在0.8-0.85之间，当Fv/Fm下降时，代表植物受到了胁迫。因此，F v/F m是研究光抑制或各种环境胁迫对光合作用影响的重要指标。
对藻类而言，由于其进化程度差异大，健康生理状态下的Fv/Fm没有很固定的值。但笔者结合大量文献报道和实际经验，总结出了一些基本的规律。如绿藻门的最大Fv/Fm一般在0.7-0.75之间，没有很大的种间差异性；硅藻门和甲藻门的最大Fv/Fm一般在0.65-0.7之间，也没有很大的种间差异性。对蓝藻门和红藻门而言，由于其捕光结构为藻胆体，而藻胆体可以在光系统II和光系统I之间滑动，造成不同的藻之间没有可以直接比较的最大Fv/Fm值。
若在打开光化光进行叶绿素荧光诱导的过程中，间隔一段时间打开一个饱和脉冲，则可以将光化学反应和热耗散计算出来。图4就是利用这种方法测量出的叶绿素荧光诱导曲线。
图4 带淬灭分析的叶绿素荧光诱导曲线（韩志国and 吕中贤，未发表数据）
打开光化光进行光合诱导时，在PQ处会累积电子，只有部分电子门处于开放态。如果给出一个饱和
脉冲，本来处于开放态的电子门将本该用于光合作用的能量转化为了叶绿素荧光和热，此时得到的叶绿素荧光峰值为Fm’（图4），而打开饱和脉冲之前记录的荧光值为F。根据Fm’和F可以求出在当前的光照状态下光系统II的实际光合效率Y(II)=ΦPSII=ΔF/Fm’=(Fm’-F)/Fm’(Genty et al., 1989)，它反映了光合机构目前的实际光能转换效率。
从图4中可以看出，在荧光诱导过程中，不仅F会逐渐达到稳态，Fm’也会逐渐达到稳态。实际上，只有F和Fm’都达到稳态了，也就是Y(II)达到稳态了，才是真正的达到了稳态光合作用阶段。
如图4所示，在光化光照射下，只有部分电子门处于关闭态，因此实时荧光F比Fm要低，也就是说发生了荧光淬灭（quenching）。如上文所述，根据能量守恒定律，1=P+F+D，那么F=1-P-D。也就是说，叶绿素荧光产量的下降（淬灭）可以由光合作用的增加引起，也可以由热耗散的增加引起。由光合作用的引起的荧光淬灭称之为光化学淬灭（photochemical quenching, qP或qL），由热耗散引起的荧光淬灭称之为非光化学淬灭（non-photochemical quenching, qN或NPQ）。光化学淬灭反映了植物光合活性的高低；非光化学淬灭反映了植物耗散过剩光能为热的能力，也就是光保护能力。
光照状态下打开饱和脉冲时，电子门被完全关闭，光合作用被暂时抑制，也就是说光化学淬灭被全部抑制，但此时荧光值还是比Fm低（图4），也就是说还存在荧光淬灭，这些剩余的荧光淬灭即为非光化学淬灭。淬灭系数的计算公式为(Schreiber et al., 1986; van Kooten and Snel, 1990; Kramer et al., 2004)：qP=(Fm’-F)/Fv’=1-(F-Fo’)/(Fm’-Fo’)；
qL=(Fm’-F)/(Fm’-Fo’)·Fo’/F=qP·Fo’/F；
qN=(Fv-Fv’)/Fv=1-(Fm’-Fo’)/(Fm-Fo)；
NPQ=(Fm-Fm’)/Fm’=Fm/Fm’-1。
从公式中可以看出，qP、qL和qN的计算都需要Fo’这个参数，而Fo’的测量需要打开远红光，在野外现场测量时不太方便。因此很多文献中采用了用Fo代替Fo’来计算淬灭系数(Jones et al., 1998; White and Critchley, 1999)，或者用公式Fo’=Fo/(Fv/Fm+Fo/Fm’)来获得Fo’后再计算淬灭系数(Oxborough and Baker, 1997)的方法，尽管得到的参数值有轻微差异，但参数的变化趋势与利用Fo’计算时是一致的。
对光化学淬灭而言，基于光合单位“沼泽”模型建立的qP已经被实践证明规律性不强，自从基于“湖泊”模型的qL出现后，qP用的越来越少，而qL用的越来越多(Kramer et al., 2004)。对非光化学淬灭而言，qN和NPQ两个参数都经常使用，由于NPQ的计算不需测量Fo’，因此越来越多的人喜欢使用它(Ralph and Gademann, 2005)。
1996年，为了表征光系统II吸收的激发能的去向，Genty等(Cailly et al., 1996; Genty et al., 1996)提出了三个互补的量子产量参数ΦII=(Fm’-F)/Fm’、ΦNPQ=F/Fm’-F/Fm和ΦNO=F/Fm，即现在通常所说的Y(II)、Y(NPQ)和Y(NO)，且Y(II)+Y(NPQ)+Y(NO)=1。有意思的是，由于这三个参数是在两个学术会议上提出的，并没有在学术期刊上正式发表文献，因此直到2004年一直未被引用。2004年，Kramer等基于光合单位的“湖泊”模型，推演出了qL、ΦNPQ=1-Y(II)-1/(NPQ+1+qL(Fm/Fo-1))和ΦNO=1/(NPQ+1+qL(Fm/Fo-1))（即Y(NPQ)和Y(NO)）参数(Kramer et al., 2004)，并在当年就被Schreiber将这些参数添加到了PAM系列调制叶绿素荧光仪的软件中。在Kramer等（2004）的公式中，ΦNPQ和ΦNO的计算都需要qL，也就是需要测量Fo’，这增加了两个参数的测量难度。
2008年，Klughammer和Schreiber撰文重新推导了Genty等提出的公式，发现Genty等的公式不仅适用于“湖泊”模型，也适用于“沼泽”模型，其适用性更强，且无需测量Fo’参数，在实际应用中比Kramer 等的公式更好用(Klughammer and Schreiber, 2008)。那么这几个参数的生物学意义是什么呢？我们已经知道Y(II)代表光系统II吸收后用于光化学反应的那部分能量，剩余的未做功的能量可以分成两个部分Y(NO)和Y(NPQ)。Y(NO)代表的是被动的耗散为热量和发出荧光的能量，主要由关闭态的光系统II反应中心贡献；Y(NPQ)代表的是通过调节性的光保护机制耗散为热的能量(Klughammer and Schreiber, 2008)。在强光下当Y(II)接近于零时，若Y(NPQ)较高，说明藻细胞具有较高的光保护能力；若Y(NO)较高，说明藻细胞失去了在过剩光下自我保护的能力。在给定的环境条件下，最理想的调节机制是通过保持尽量大的Y(NPQ)/Y(NO)比值，来获得尽量大的Y(II)。
需要额外指出的是，这种方法同样适用于光系统I的P700差示吸收测量。为此，Schreiber和Klughammer 提出了光系统I的三个参数(Schreiber and Klughammer, 2008)：Y(I)，光系统I光化学能量转换的量子产量；
Y(ND)，光系统I由于供体侧限制引起的非光化学能量耗散的量子产量；Y(NA)，光系统I由于受体侧限制引起的非光化学能量耗散的量子产量；且Y(I)+Y(ND)+Y(NA)=1。由于这三个参数不属于叶绿素荧光测量范畴，本文将不展开描述，但将示意图（图5）和计算公式（表1）放在这儿，以供读者在使用时参考。
通过调制叶绿素荧光技术测量的荧光参数，除了上文提到的光合效率和淬灭系数外，还有一个参数也是使用非常广泛的。它就是光系统II的相对电子传递速率rETR(II)= PAR ? Y(II) ? ETR-factor(Genty et al., 1989; Schreiber et al., 1994)，其中ETR-factor是指光系统II吸收的光能占总入射PAR的比例。在绝大多数已发表的文献中，均没有试图去测定ETR-factor，只是简单地假定跟“模式叶片”相同，即有50%的PAR 分配到光系统II，84%的PAR被光合色素吸收(Bj?rkman and Demmig, 1987)。因此在已有的文献中，rETR 一般是用公式rETR(II)= PAR ? Y(II) ? 0.84 ? 0.5来计算的(Schreiber, 2004)。同样的道理，光系统I的相对电子传递速率rETR(I)= PAR ? Y(I) ? 0.84 ? 0.5。
近期，Schreiber等利用最新研制的多激发波长调制叶绿素荧光仪MULTI-COLOR-PAM，实现了光系统II的绝对电子传递速率ETR(II)λ的测量(Schreiber et al., 2011; Schreiber et al., 2012)。首先需要利用MULTI-COLOR-PAM测定某个波长下的光系统II功能性光学截面积Sigma(II)λ（单位nm2）（其中λ为波长）（详细测量方法见第六章第五节），然后求出光系统II的量子吸收速率PAR(II)=Sigma(II)λ?L ?PAR=0.6022 ? Sigma(II)λ? PAR。其中L为阿伏伽德罗常数，系数0.6022是将1 μmol quanta m-2（即6.022 × 1017quanta m-2）转换为0.6022 quanta nm-2，PAR(II)的单位为quanta/(PSII ?s)。接下来就可以计算ETR(II)λ=PAR(II) ?Y(II)/Y(II)max，其中Y(II)max是经过暗适应达到稳态后的光系统II的量子产量，也就是Fv/Fm。ETR(II)的单位为electrons/(PSII? s)。
图5 利用饱和脉冲技术测量光系统I的能量转换（引自Schreiber and Klughammer, 2008）
表1列出了文献中使用最广泛的一些用调制叶绿素荧光仪测量的参数，既包括主要的叶绿素荧光（光系统II）参数，也包括主要的P700（光系统I）参数，同时还列出了常用的快速光曲线拟合参数。
第四章 叶绿素荧光技术应用
8
表1 调制叶绿素荧光仪测量的常用参数 参数
简写 计算公式 生物学意义和其它叫法 参数来源文献 光系统II 的最大光合效率
Fv/Fm (Fm-Fo)/Fm 光系统II 的最大光能转换效率、最大量子产量 (Kitajima and Butler, 1975) 光系统II 的实际光合效率
Y(II), ΔF/Fm’, ΦPSII , ΦII (Fm’-F)/Fm’ 光系统II 的实际光能转换效率、实际量子产量 (Genty et al., 1989) 光系统I 的实际光合效率 Y(I) (Pm’-P)/(Pm-Po) 光系统I 的实际光能转换效率、实际量子产量 (Klughammer and Schreiber, 1994; Schreiber and
Klughammer, 2008)
光化学淬灭 qP
1-(F-Fo’)/(Fm’-Fo’) 光系统II 吸收的能量用于进行光化学反应的比例，开放态的光系统II 反应中心所占的比例，反应了光合活性的高低 (Schreiber et al., 1986; van Kooten and Snel, 1990) qL
(Fm’-F)/(Fm’-Fo’)·Fo’/F (Kramer et al., 2004) 非光化学淬灭 qN
1-(Fm’-Fo’)/(Fm-Fo) 光系统II 吸收的能量用于耗散为热量的比例，也就是植物耗散过剩光能为热量的能力，即光保护能力 (Schreiber et al., 1986; van Kooten and Snel, 1990) NPQ
Fm/Fm’-1 (Bilger and Bj?rkman, 1990) Q A 的还原状态
1-qP (F-Fo’)/(Fm’-Fo’) Q A 的还原状态，关闭态的光系统II 反应中心所占的比例 (Bilger and Schreiber, 1986) 光系统II 调节性能量耗散的量
子产量
Y(NPQ), ΦNPQ F/Fm' - F/Fm 光系统II 吸收的激发能，通过调节性的光保护机制耗散为热的那部分能量 (Cailly et al., 1996; Genty et al., 1996; Klughammer and Schreiber, 2008) 1-Y(II)-1/(NPQ+1+qL(Fm/Fo-1))
(Kramer et al., 2004) 光系统II 非调节性能量耗散的
量子产量
Y(NO), ΦNO F/Fm 光系统II 吸收的激发能，被动的耗散为热量和发出荧光的那部分能量，主要由关闭态的光系统II 反应中心贡献 (Cailly et al., 1996; Genty et al., 1996; Klughammer and Schreiber, 2008) 1/(NPQ+1+qL(Fm/Fo-1))
(Kramer et al., 2004) 光系统I 由于供体侧限制引起的
非光化学能量耗散的量子产量
Y(ND) (P-Po)/(Pm-Po) 光系统I 由于供体侧限制引起的非光化学能量耗散的量子产量 (Schreiber and Klughammer, 2008)
光系统I 由于受体侧限制引起的
非光化学能量耗散的量子产量
Y(NA) (Pm-Pm’)/(Pm-Po) 光系统I 由于受体侧限制引起的非光化学能量耗散的量子产量 (Schreiber and Klughammer, 2008) 光系统II 的相对电子传递速率 rETR(II), ETR(II), ETR, rETR
PAR ? Y(II) ? 0.84 ? 0.5
经过光系统II 的相对线性电子流速率 (Genty et al., 1989; Schreiber et al., 1994) 光系统II 的绝对电子传递速率
ETR(II)λ PAR(II) ? Y(II) / Y(II)max 经过光系统II 的绝对线性电子流速率 (Schreiber et al., 2011; Schreiber et al., 2012) 光系统I 的相对电子传递速率
rETR(I), ETR(I) PAR ? Y(I) ? 0.84 ? 0.5 经过光系统I 的相对电子流速率 (Schreiber and Klughammer, 2008) 快速光曲线的初始斜率
α 曲线拟合 反应了光合器官对光能的利用效率 (Ralph and Gademann, 2005) 潜在最大相对电子传递速率
rETR max , ETR max 曲线拟合 拟合出来的电子传递速率潜在最大值，适用于光系统II 和光系统I (Ralph and Gademann, 2005) 耐受强光的能力 I k , E k rETR max /α I k 越高，样品对强光的耐受力越强 (Ralph and Gademann, 2005)
5 光响应曲线和快速光曲线
光合速率随PAR变化的曲线就是光响应曲线（P-I曲线，也叫P-E曲线），它不仅可以反映样品现在的光合状态，也可以反映样品在不同环境光强下的潜在光合活性(Falkowski and Raven, 1997)。利用光合放氧技术（光合放氧速率）、调制叶绿素荧光技术（相对电子传递速率rETR）、气体交换技术（CO2固定速率）或同位素标记技术（14C固定速率）得到的光合速率均可用于绘制光响应曲线。由于这几种技术基于的机理不同，得到的光响应曲线是有一定差异的。近年来，同步测量叶绿素荧光和光合放氧，同步测量叶绿素荧光和气体交换（针对高等植物），以及同步测量叶绿素荧光和P700，成为生理生态学的研究热点。利用叶绿素荧光和其它技术结合得出的结果都表明，在光饱和前，两种技术得出的光合速率呈线性关系，达光饱和后开始偏离线性关系，而这种偏离恰恰反映了光合器官的内在调节机制(Schreiber, 2004)。
传统的光响应曲线测量要求在某一PAR强度下适应一段时间（约5－10 min）达稳态后测量光合速率（利用光合放氧、气体交换或同位素标记技术时必须长时间适应才能达到检测限），这样反映的并非自然光合状态，而是被仪器人工光改变过的半自然光合状态。此外，由于测量时间长，在野外测量时就无法作平行测量。
利用调制叶绿素荧光技术，即使每个PAR强度下的适应时间很短（如10-30 s），也可得出典型的光响应曲线，这被称为快速光曲线（Rapid Light Curve, RLC）（图6）(White and Critchley, 1999; Ralph and Gademann, 2005)。这项技术最初是针对海草、珊瑚等的潜水原位测量设计的(Schreiber et al., 1997; Ralph et al., 1998)，由于测量时间短、不需提前暗适应、能够反映实时光合生理状态等优点，在很短的时间内就得到了广泛的应用(Ralph and Gademann, 2005; Ser?dio et al., 2005; Perkins et al., 2006; 韩志国et al., 2006; Belshe et al., 2008)。
图6 快速光曲线（修改自韩志国et al., 2006）
角毛藻（Chaetoceros sp.）在1000 μmol?m-2?s-1强光下处理2 h后的快速光曲线，曲线拟合采用Jasby和Platt的方程(Jasby and Platt, 1976)。
每个测量重复三次。
图6 为一条典型的快速光曲线，为了对其进行定量化描述，一般需要进行非线性曲线拟合。光响应曲线技术已经存在了数十年，科研人员设计了大量的数学模型用于对光响应曲线进行拟合分析(Jasby and Platt, 1976; Platt et al., 1980; Eilers and Peeters, 1988)，文献中常被用来拟合快速光曲线的方程见表2。图6是采用Jasby和Platt的方程(Jasby and Platt, 1976)进行的拟合。其中α为快速光曲线的初始斜率，反映了光合器官对光能的利用效率；rETR max是拟合出来的潜在最大相对电子传递效率；I K是初始斜率线和rETR max水平线的交点在坐标横轴上的投影点，它反映了样品耐受强光的能力(Kühl et al., 2005; Ralph and Gademann,
2005)。这些常用参数也列在表1中。
表2 快速光曲线常用拟合方程
方程来源文献
P=PAR/(a?PAR2+b?PAR+c) (Eilers and Peeters, 1988)
P=Pm?(1-e-α?PAR/Pm)?e-β?PAR/Pm(Platt et al., 1980)
P=Pm?tanh(α?PAR/Pm) (Jasby and Platt, 1976)
P=Pm?α?PAR/sqrt(Pm2+(α?PAR)2) (Smith, 1936)
注：公式中P即为rETR，Pm为rETR max。根据Eilers和Peeters公式获取拟合参数的公式为α=1/c，rETR max=，I k=（公
式需重新录入）。Platt等（1980）公式中的β代表光抑制程度。
由于快速光曲线测量时间短，测量过程对光合状态的影响小，因此基本反映了样品的自然光合状态。此外在短时间内可以做多个样品，更加适合生态学研究，甚至被科研人员拿来用于计算初级生产力(Gilbert et al., 2000; Jakob et al., 2005)。
传统的光响应曲线测量一次大概需要1-2 h，而快速光曲线一般近需要1-3 min，因此可以进行很多传统的光响应曲线不适合的科研工作。例如图7是用快速光曲线研究底栖硅藻光合作用的24 h日变化，可以看出非常明显的日变化规律。
图7 底栖硅藻快速光曲线的日变化（引自(Ser?dio et al., 2005)）
图中利用WATER-PAM测量了底栖硅藻24 h的快速光曲线变化，每隔2 h测量一次，每个测量重复3次。
图A和图B分别示出了图C中a-h共8个时间点的快速光曲线变化图；图C和图D分别示出了拟合参数α和ETR m（即rETR max）的日变化。
图A和图B中的曲线拟合采用Platt等的模型（Platt et al., 1980）。
传统的调制叶绿素荧光仪一般只能提供一种或两种颜色的光源，如发出白光的卤素灯、发出蓝光的蓝色LED或发出红光的红色LED等。用不同颜色的光测量的结果可能会有不同，如图8A所示，用蓝光（440 nm）和红光（625 nm）测量绿藻小球藻的快速光曲线有非常显著的差别，蓝光照射下的rETR max显著小于红光照射下，且在较强的光曲线rETR有轻微下降趋势，这说明蓝光的更容易引发光抑制(Schreiber et al., 2011; Schreiber et al., 2012)。由此可以推测，过去文献报道的很过实验结果，可能会存在由于采用的激发光源不同而引起的错误理解。
如上文所述，利用最新的MULTI-COLOR-PAM，已经可以测量绝对电子传递速率ETR(II)λ。如果用
ETR(II)λ来绘制快速光曲线会出现什么结果呢。图8B是将图8A的结果转换成绝对电子传递速率后得到的结果，可以看出无论是照射蓝光还是照射红光，其绝对电子传递速率是一致的。由此证明图8A中结果的差异是由于不同波长下藻细胞的光系统II功能性光学截面积Sigma(II)λ的大小不同引起的(Schreiber et al., 2011; Schreiber et al., 2012)。这种利用绝对电子传递速率ETR(II)λ绘制的快速光曲线在未来的科研中可能会发挥越来越重要的作用。
A B
图8 利用相对电子传递速率（A）和绝对电子传递速率（B）分别绘制的快速光曲线（引自Schreiber et al., 2012）利用MULTI-COLOR-PAM分别以蓝光（440 nm）和红光（625 nm）作为光化光源，测量小球藻（Chlorella sp.）的快速光曲线。
图A中，rETR的计算采用0.42作为ETR factor。
图B中，蓝光和红光激发下获得的光系统II功能性光学截面积Sigma(II)λ分别为4.547和1.669 nm2，计算绝对电子传递速率ETR(II)440和
ETR(II)625的Fv/Fm分别为0.68和0.66。
参考文献
Belshe EF, Durako MJ, Blum JE(2008) Diurnal light curves and landscape-scale variation in photosynthetic characteristics of Thalassia testudinum in Florida Bay Aquatic Botany 89: 16-22
Bilger W, Bj?rkman O(1990) Role of the xanthophyll cycle in photoprotection elucidated by measurements of light-induced absorbance changes, fluorescence and photosynthesis in leaves of Hedera canariensis.
Photosynthesis Research 25: 173-185
Bilger W, Schreiber U(1986) Energy-dependent quenching of dark-level chlorophyll lfuorescence in intact leaves.
Photosynthesis Research 10: 303-308
Bj?rkman O, Demmig B(1987) Photon yield of O2evolution and chlorophyll fluorescence characteristics at 77 K among vascular plants of diverse origins. Planta 170: 489-504
Bradbury M, Baker NR (1981) Analysis of the slow phases of the in vivo chlorophyll fluorescence induction curve.
Changes in the redox state of photosystem II electron acceptors and fluorescence emission from photosystems
I and II. Biochimica et Biophysica Acta 635: 542-551
Cailly A, Rizzal F, Genty B, Harbinson J (1996) Fate of excitation at PS II in leaves, the nonphotochemical side. In Abstract book of 10th FESPP Meeting, Florence, Italy, p 86
Duysens LNM, Sweers HE(1963) Mechanism of the two photochemical reactions in algae as studied by means of fluorescence. In JSoP Physiologists, ed, Studies on Microalgae and Photosynthetic Bacteria. University of Tokyo Press, Tokyo, pp 353-372
Eilers PHC, Peeters JCH (1988) A model for the relationship between light intensity and the rate of photosynthesis in
phytoplankton. Ecological Modelling 42: 199-215
Falkowski PG, Raven JA (1997) Aquatic Photosynthesis. Blackwell, Oxford
Genty B, Briantais J-M, Baker NR(1989) The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Biochimica et Biophysica Acta 990: 87-92
Genty B, Harbinson J, Cailly A, Rizza F (1996) Fate of excitation at PS II in leaves: the non-photochemical side. In The Third BBSRC Robert Hill Symposium on Photosynthesis, University of Sheffield, Department of Molecular Biology and Biotechnology, Western Bank, Sheffield, UK, p 28
Gielen B, Low M, Deckmyn G, Metzger U, Franck F, Heerdt C, Matyssek R, Valcke R, Ceulemans R(2007) Chronic ozone exposure affects leaf senescence of adult beech trees: a chlorophyll fluorescence approach. J.
Exp. Bot. 58: 785-795
Gilbert M, Domin A, Becker A, Wilhelm C(2000) Estimation of primary productivity by chlorophyll a in vivo fluorescence in freshwater phytoplankton. Photosynthetica 38: 111-126
Govindjee (1995) Sixty-three years since Kautsky: chlorophyll a fluorescence. Australia Journal of Plant Physiology 22: 131-160
Jakob T, Schreiber U, Kirchesch V, Langner U, Wilhelm C(2005) Estimation of chlorophyll content and daily primary production of the major algal groups by means of multiwavelength-excitation PAM chlorophyll fluorometry: performance and methodological limits. Photosynthesis Research 83: 343–361
Jasby AD, Platt T(1976) Mathematical formulation of the relationship between photosynthesis and light for phytoplankton. Limnology and Oceanography 21: 540-547
Jones RJ, Hoegh-Guldberg O, Larkum AWD, Schreiber U (1998) Temperature-induced bleaching of corals begins with impairment of the CO2 fixation mechanism in zooxanthellae. Plant Cell and Environment 21: 1219-1230 Kautsky H, Franck U(1943) Chlorophyllfluoreszenz und Kohlens?ureassimilation. Biochemische Zeitschrift 315: 139-232
Kautsky H, Hirsch A (1931) Neue Versuche zur Kohlens?ureassimilation. Naturwissenschaften 19: 964
Kitajima M, Butler W (1975) Quenching of chlorophyll fluorescence and primary photochemistry in chloroplasts by dibromothymoquinone. Biochimica et Biophysica Acta 376: 105-115
Klughammer C, Schreiber(2008) Complementary PS II quantum yields calculated from simple fluorescence parameters measured by PAM fluorometry and the Saturation Pulse method. PAM Application Notes 1: 27-35 Klughammer C, Schreiber U(1994) An improved method, using saturating light pulses, for the determination of photosystem I quantum yield via P700+-absorbance changes at 830 nm. Planta 192: 261-268
Kramer DM, Johnson G, Kiirats O, Edwards GE (2004) New fluorescence parameters for the determination of Q A redox state and excitation energy fluxes. Photosynthesis Research 79: 209-218
Krause GH, Weis E(1991) Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: the basics. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology 42: 313-349
Kühl M, Chen M, Ralph PJ, Schreiber U, Larkum AWD (2005) A niche for cyanobacteria containing chlorophyll d.
Nature 433: 820
Oxborough K, Baker NR(1997) Resolving chlorophyll a fluorescence images of photosynthetic efficiency into photochemical and non-photochemical components – calculation of qP and Fv'/Fm' without measuring Fo'.
Photosynthesis Research 54: 135-142
Perkins RG, Mouget J-L, Lefebvre S, Lavaud J (2006) Light response curve methodology and possible implications in the application of chlorophyll fluorescence to benthic diatoms Marine Biology 149: 703-712
Platt T, Gallegos CL, Harrison WG(1980) Photoinhibition of photosynthesis in natural assemblages of marine phytoplankton. Journal of Marine Research 38: 687-701
Quick WP, Horton P(1984) Studies on the induction of chlorophyll fluorescence in barley protoplasts. I. Factors affecting the observation of oscillations in the yield of chlorophyll fluorescence and the rate of oxygen evolution. Proceedings of the Royal Society of London B 220: 361-370
Ralph PJ, Gademann R (2005) Rapid light curves: A powerful tool to assess photosynthetic activity. Aquatic Botany 82: 222–237
Ralph PJ, Gademann R, Dennison WC(1998) In situ seagrass photosynthesis measured using a submersible, pulse-amplitude modulated fluorometer. Marine Biology 132: 367-373
Schreiber U(1986) Detection of rapid induction kinetics with a new type of high-frequency modulated chlorophyll fluorometer. Photosynthesis Research 9: 261-272
Schreiber U (2004) Pulse-Amplitude-Modulation (PAM) fluorometry and saturation pulse method: an overview. In GC Papageorgiou, Govindjee, eds, Chlorophyll Fluorescence: a Signature of Photosynthesis, Ed 1. Springer, pp 279-319
Schreiber U, Bauer R, Franck U (1971) Chlorophyll fluorescence induction in green plants at oxygen deficiency. In G Forti, M Avron, A Melandri, eds, Proceedings of the 2nd International Congress on Photosynthesis, Junk, The Hague, pp 169-179
Schreiber U, Bilger W, Neubauer C (1994) Chlorophyll fluorescence as a non-intrusive indicator for rapid assessment of in vivo photosynthesis. In E-D Schulze, MM Caldwell, eds, Ecophysiology of Photosynthesis, V ol 100.
Springer-Verlag, Berlin, pp 49-70
Schreiber U, Bilger W, Schliwa U (1986) Continuous recording of photochemical and non-photochemical chlorophyll fluorescence quenching with a new type of modulation fluorometer. Photosynthesis Research 10: 51-62 Schreiber U, Gademann R, Ralph PJ, Larkum AWD(1997) Assessment of photosynthetic performance of Prochloron in Lissoclinum patella in hospite by chlorophyll fluorescence measurements. Plant & Cell Physiology 38: 945-951
Schreiber U, Groberman L, Vidaver W (1975) A portable solid state fluorometer for the measurement of chlorophyll fluorescence induction in plants. Review of Scientific Instruments 46: 538-542
Schreiber U, Klughammer C(2008) Saturation Pulse method for assessment of energy conversion in PS I. PAM Application Notes 1: 11-14
Schreiber U, Klughammer C, Kolbowski J(2011) High-end chlorophyll fluorescence analysis with the MULTI-COLOR-PAM. I. Various light qualities and their applications. PAM Application Notes 4: 1-19 Schreiber U, Klughammer C, Kolbowski J (2012) Assessment of wavelength-dependent parameters of photosynthetic electron transport with a new type of Multi-Color-PAM chlorophyll fluorometer. Photosynthesis Research: in press
Ser?dio J, Vieira S, Cruz S, Barroso F(2005) Short-term variability in the photosynthetic activity of microphytobenthos as detected by measuring rapid light curves using variable fluorescence. Marine Biology 146: 903-914
Smith EL(1936) Photosynthesis in relation to light and carbon dioxide. Proceedings of the National Academy of Sciences 22: 504-511
van Kooten O, Snel JFH(1990) The use of chlorophyll fluorescence nomenclature in plant stress physiology.
Photosynthesis Research 25: 147-150
White AJ, Critchley C (1999) Rapid light curves: A new fluorescence method to assess the state of the photosynthetic apparatus. Photosynthesis Research 59: 63-72
林世青, 许春辉, 张其德, 徐黎, 毛大璋, 匡廷云（1992）叶绿素荧光动力学在植物抗性生理学、生态学和农业现代化中的应用. 植物学通报9: 1-16
韩志国, 雷腊梅, 韩博平（2006）角毛藻光合作用对连续强光照射的动态响应. 热带亚热带植物学报14: 7-13
韩博平, 韩志国, 付翔（2003）藻类光合作用机理与模型. 北京：科学出版社, 253p
韩志国，目前是上海泽泉科技有限公司技术总监，2006年在暨南大学获得理学博士学位。主要研究兴趣：藻类生理生态学、调制叶绿素荧光技术、生理生态仪器的研发与集成。
叶绿素的光敏性质探究（与二氢卟吩e4对比） 研究背景 光敏剂的光漂白（photobleaching）是指在光的照射下，光敏剂所激发出来的荧光强度随着时间推移逐步减弱乃至消失的现象，这是光动力诊断临床应用中考虑光剂量和检测需用时间的一个重要因素。 长波红光在组织中具有较大的穿透深度，从而能保证足够的治疗深度：大的吸光度能保证充分利用光能量和尽可能减少药物剂量；光敏剂吸光度的大小是决定药物剂量的理论依据。过多的光敏剂分布于癌组织中势必会影响光的穿透深度，然而使用过少的光敏剂又不能产生应有的疗效。因此，光敏剂的使用剂量要依据其吸光度的大小和肿瘤组织的大小来权衡。 对于同一种光敏剂，它的漂白时间将随入射光的光能流率的增大而减小。再次，除了与光敏剂的类型有关外，还与初始浓度和入射光源的波长有关。初始浓度越大，光漂白时间越长。 实验意义：探究不同浓度的叶绿素在不同光源、不同时间的照射下，其吸光度随时间的变化，探测其光漂白特性，为更好地在临床应用上要保持光敏剂的有效杀伤浓度，且控制好光敏剂的激发时间，这样才能保证治疗的效果。 初步设想： 探究叶绿素在不同浓度，不同光源，不同光照时间对光的敏感性：（1）用紫外检测得到叶绿素的紫外可见吸收光谱，与二氢卟吩e4的光谱图比较。（最好能同时测定荧光光谱） （2）在叶绿素的最大吸收波长处检测浓度为0.05 mg/ml ，0.1 mg/ml ，0.2 mg/ml ，0.3 mg/ml， 0.4mg/ml的叶绿素的吸光度，并制作曲线图，验证其是否符合朗伯-比尔定律。 （3）实验设置了不同的六组光源：白光、红外光、黄光、绿光、蓝光、紫外光，分别对0.4mg/ml的叶绿素待测样品进行垂直照射10min、20min、30min、40min、50min、60min、80min、100min，取照射后的各样品进行紫外-可见吸收光谱的检测，通过光谱的变化，探究光敏剂叶绿素明显的光漂白特性。
部分叶绿素荧光动力学参数的定义： F0：固定荧光，初始荧光(minimalfluorescence)。也称基础荧光，0水平荧光，是光系统Ⅱ(PSⅡ)反应中心处于完全开放时的荧光产量，它与叶片叶绿素浓度有关。 Fm：最大荧光产量(maximalfluorescence)，是PSⅡ反应中心处于完全关闭时的荧光产量。可反映经过PSⅡ的电子传递情况。通常叶片经暗适应20 min后测得。 F：任意时间实际荧光产量(actualfluorescence intensity at any time)。 Fa：稳态荧光产量(fluorescence instable state)。 Fm/F0：反映经过PSⅡ的电子传递情况。 Fv=Fm-F0：为可变荧光(variablefluorescence)，反映了QA的还原情况。 Fv/Fm：是PSⅡ最大光化学量子产量(optimal/maximal photochemical efficiency of PSⅡin the dark)或(optimal/maximalquantum yield of PSⅡ)，反映PSⅡ反应中心内禀光能转换效率(intrinsic PSⅡefficiency)或称最大PSⅡ的光能转换效率(optimal/maximalPSⅡefficiency)，叶暗适应20 min后测得。非胁迫条件下该参数的变化极小，不受物种和生长条件的影响，胁迫条件下该参数明显下降。 Fv’/Fm’：PSⅡ有效光化学量子产量(photochemicalefficiency of PSⅡin the light)，反映开放的PSⅡ反应中心原初光能捕获效率，叶片不经过暗适应在光下直接测得。 (Fm’-F)/Fm’或△F/Fm’：PSⅡ实际光化学量子产量(actual photochemical efficiency of PSⅡin the light)(Bilger和Bjrkman,1990),它反映PSⅡ反应中心在有部分关闭情况下的实际原初光能捕获效率,叶片不经过暗适应在光下直接测得。 荧光淬灭分两种:光化学淬灭和非光化学淬灭。光化学淬灭：以光化学淬灭系数代表：qP=(Fm’-F)/(Fm’-F0’)；非光化学淬灭，有两种表示方法，NPQ=Fm/Fm’-1或qN=1-(Fm’-F0’)/(Fm-F0)=1-Fv’/Fv。 表观光合电子传递速率以[(Fm’-F)Fm’]×PFD表示，也可写成：△F/Fm’×PFD×0.5×0.84，其中系数0.5是因为一个电子传递需要吸收2个量子，而且光合作用包括两个光系统，系数0.84表示在入射的光量子中被吸收的占84%，PFD是光子通量密度；表观热耗散速率以(1-Fv’/Fm’)×PFD表示。 Fmr：可恢复的最大荧光产量，它的获得是在荧光P峰和M峰后，当开放的PSⅡ最大荧光产量平稳时，关闭作用光得到F0’后，把饱和光的闪光间隔期延长到180s/次，得到一组逐渐增大(对数增长)的最大荧光产量，将该组最大荧光产量放在半对数坐标系中即成直线，该直线在Y轴的截距即为Fmr。以(Fm-Fmr)/Fmr可以反映不可逆的非光化学淬灭产率，即发生光抑制的可能程度。 FO(初始荧光),Fm(最大荧光),Fv= Fm-FO(可变荧光),Fv /Fm(PSII最大光化学效率或原初光能转换效率),Fv /FO(PSII的潜在活性),Yield(PSII总的光化学量子产额),ETR(表观电子传递速率),PAR(光合有效辐射),LT(叶面温度)。其中FO、Fm、Fv /FO测定前将叶片暗适应20 min。各参数日变化从6: 00～18: 00,每2h测定一次。 （Fv /Fm）和（Fv /FO）分别用于度量植物叶片PSII原初光能转换效率和PSII潜在活性,-（Yield）是PSII的实际光化学效率,反映叶片用于光合电子传递的能量占所吸收光能的比例,是PSII反应中心部分关闭时的光化学效率,其值大小可以反映PSII反应中心的开放程度。常用来表示植物光合作用电子传递的量子产额,可作为植物叶片光合电子传递速率快慢的相对指标。即在光合作用进程中,PSII每获得一个光量子所能引起的总的光化学反应。因此,较高的Yield值,有利于提高光能转化效率,为暗反应的光合碳同化积累更多所需的能量,以促进碳同化的高效运转和有机物的积累。同样毛蕊红山茶和长毛红山茶的Yield值也较高。
上肠ｋｓｄ．（湖泊科学），２０１０，２２（６）：９６５－９６８ ｈｔｔｐ：∥ｗｗｗ．ｊｌａｋｅｓ．ｏｒｇ．Ｅ－ｍａｉｌ：ｊｈｋ∞＠ＩｌｉｇＩａｓ．ａｃ．ｃｎ ＠２０ｌＯｂｙ如￡册耐矿ｋｋｓｃ泐鲫 ＹＳＩ（多参数水质检测仪）测定叶绿素ａ浓度的准确性及误差探讨‘刘苑１”，陈宇炜Ｈ。，邓建明１’２ （１：中国科学院南京地理与湖泊研究所湖泊与环境国家重点实验室，南京２１０００８） （２：中国科学院研究生院，北京ｌｏ００４９） 摘要：Ｙｓｌ（多参数水质检测仪）由于其快速、轻便的特点，已广泛应用于野外水体中时绿素ａ的测定．通过将Ｙ跚溯得的叶绿素ａ值与分光光度法测定值进行比较，对Ｙｓｌ６６００水质测定的准确性和数据采集进行评估．结果显示，Ｙｓｌ测定值多数偏低。且与分光光度法测定值之间存在显著性差异；时间上，冬季比夏季具有更大的线性相关性．分段同归结果显示，随着叶绿素ａ浓度不断增大．两组数据的差值也不断增大．ＹｓＩ测定误差产生于３个方面：（１）测定前ＹｓＩ校准方法的不同；（２）其它种类具有荧光特性色素的存在；（３）ＹｓＩ自身结构． 关键词：叶绿素ａ浓度；ＹＳＩ；分光光度法；误差 ＤｉｓＣｕｓｓｉＯｎ０ｎａｃｃｕｒａｃｙａｎｄｅｒｒＯｒＳｆｏｒｐｈｙｔｏｐＩａｎＩ∞ｎｃｈｌｏｒｏｐｈｙ¨－ａｃｏｎｃｅｎｔｒａ埘０ｎａｎａＩｙＳｉＳｕｓｉｎｇＹＳｌ（ＭｕＩｔＩ－ｐａｒａｍｅｔｅｒｗａｔｅｒａｎａｌｙｚｅｒ） Ｕ［ＵＹｕ觚１ｒ，Ｃ胍ＮＹｈｗｅｉｌ＆ＤＥＮＧＪｉ柚ｍｉｎ９１．２ 巧ｓｃｉｅ，ｌｃｅｓ．Ｎｎ嘲ｉ他２、０００ｓ．Ｐ．Ｒｃｈｔ舱）（１：胁把研ｋ幻加ｆｏ秽巧上４妇＆妇懈４耐勖佃研珊跏ｆ，觑ｌ咖ｇ肺咄姚可＆珊，印砂研ｄ肠彻咖，劭加甜ＰＡｃ扭娜（２：Ｇ，眦妇纪＆幻Ｄｚ盯ｃＪ咖ｅ卵Ａ棚ｄ唧矿＆￡伽，＆驴ｆ，增ｌ（－Ｄ０４９，Ｐ．尼西ｆ，埘） Ａｂｓｔ陀ｃｔ：ＹｓＩ（Ｍｌｌｌｔｉ?ｐａ强ｌｎ曲盱ｗａｌｅｒ锄ａｌｙ蹭ｒ）ｉｓ诵ｄｅｌｙｕｓｅｄｔｏ山把皿ｉ肿ｐｈｙｔｌＤｍ锄ｋｔｏｎ ６ｅＩｄｓｃｈｌ啪ｐｈｙｌｌ－ａｃｏｎｃｅｎｔｒ撕加ｉｎｍ蛐ｙｂｅｃ舢卵０ｆｉｔｓｒａｐｉｄｎｅ睇锄ｄｐｏｒｔａｂｌｅｎｅ鹄．Ｔｂｅｐｕ叩∞ｅ０ｆｔｌｌｉｓ咖由ｉ８ｔ０ｅｖａｌｕ砒ｅｔＩｌｅｅ伍ｃ卵ｙ０ｆｔ王ｌｅＹＳＩＥｎ“姒蛐ｅｎｔａｌＭｏ＿Ｉｌｉ试ｎｇｓｙｅ锄ｈｗ栅ｑＩｌａｌｉｔｙⅡ地ａ棚他眦“ｔｓａｎｄｄａｌａｃｏｕｅｃｔｉｏｎｂｙｃｏｍｐｆａｒｉＩｔｇｔｗ０ｇｒｏｕｐ邑０ｆｄａｌａ憾ｉｌｌｇ蚰啪ｌｔｏｒｙ耐｝
第一节 叶绿素荧光参数及其意义 韩志国，吕中贤（泽泉开放实验室，上海泽泉科技有限公司，上海，200333） 叶绿素荧光技术作为光合作用的经典测量方法，已经成为藻类生理生态研究领域功能最强大、使用最 广泛的技术之一。由于常温常压下叶绿素荧光主要来源于光系统II 的叶绿素a ，而光系统II 处于整个光合 作用过程的最上游，因此包括光反应和暗反应在内的多数光合过程的变化都会反馈给光系统II ，进而引起 叶绿素a 荧光的变化，也就是说几乎所有光合作用过程的变化都可通过叶绿素荧光反映出来。与其它测量 方法相比，叶绿素荧光技术还具有不需破碎细胞、简便、快捷、可靠等特性，因此在国际上得到了广泛的 应用。 1 叶绿素荧光的来源 藻细胞内的叶绿素分子既可以直接捕获光能，也可以间接获取其它捕光色素（如类胡萝卜素）传递来 的能量。叶绿素分子得到能量后，会从基态（低能态）跃迁到激发态（高能态）。根据吸收的能量多少， 叶绿素分子可以跃迁到不同能级的激发态。若叶绿素分子吸收蓝光，则跃迁到较高激发态；若叶绿素分析 吸收红光，则跃迁到最低激发态。处于较高激发态的叶绿素分子很不稳定，会在几百飞秒（fs ，1 fs=10－15 s ）内通过振动弛豫向周围环境辐射热量，回到最低激发态（图1）。而最低激发态的叶绿素分子可以稳定 存在几纳秒（ns ，1 ns=10－9 s ）。 波长吸收荧光红 B 蓝 荧光 热耗散 最低激发态较高激发态基态吸收蓝光吸收红光能量A 图1 叶绿素吸收光能后能级变化（A ）和对应的吸收光谱（B ）（引自韩博平 et al., 2003） 处于最低激发态的叶绿素分子可以通过几种途径（图2）释放能量回到基态(韩博平 et al., 2003; Schreiber, 2004)：1）将能量在一系列叶绿素分子之间传递，最后传递给反应中心叶绿素a ，用于进行光化 学反应；2）以热的形式将能量耗散掉，即非辐射能量耗散（热耗散）；3）放出荧光。这三个途径相互竞 争、此消彼长，往往是具有最大速率的途径处于支配地位。一般而言，叶绿素荧光发生在纳秒级，而光化 学反应发射在皮秒级（ps ，1 ps=10－12 s ），因此在正常生理状态下（室温下），捕光色素吸收的能量主要用 于进行光化学反应，荧光只占约3%～5%(Krause and Weis, 1991; 林世青 et al., 1992)。 在活体细胞内，由于激发能从叶绿素b 到叶绿素a 的传递几乎达到100％的效率，因此基本检测不到 叶绿素b 荧光。在常温常压下，光系统I 的叶绿素a 发出的荧光很弱，基本可以忽略不计，对光系统I 叶 绿素a 荧光的研究要在77 K 的低温下进行。因此，当我们谈到活体叶绿素荧光时，其实指的是来自光系 统II 的叶绿素a 发出的荧光。
叶绿素荧光研究背景知识介绍 前言 近些年来，叶绿素荧光技术已经逐渐成为植物生理生态研究的热门方向。荧光数据是植物光合性能方面的必要研究内容。目前这种趋势由于叶绿素荧光检测仪的改进而得到发展。然而荧光理论和数据解释仍然比较复杂。就我们所了解的情况来看，目前许多研究者对荧光理论不是很清楚，仪器应用仅仅限于简单的数据说明的基础上，本文在此基础上，目的在于简单明晰地介绍相关理论和研究要点，以求简单明确地使用叶绿素荧光检测设备，充分分析实验数据，重点在于植物生理生态学技术的应用和限制。 荧光测量基础 植物叶片所吸收的光的能量有三个走向：光合驱动、热能、叶绿素荧光。三个过程之间存在竞争，其中任何一个效率的增加都将造成另外两个产量的下降。因此，测量叶绿素荧光产量，我们可以获得光化学过程与热耗散的效率的变化信息。尽管叶绿素荧光的总量很小(一般仅占叶片吸收光能总量的1-2%)，测量却非常简单。荧光光谱不同于吸收光谱，其波长更长，因此荧光测量可以通过把叶片经过给定波长的光线的照射，同时测量发射光中波长较长的部分光线的量来实现。有一点需要注意的是，这种测量永远是相对的，因为光线不可避免会有损失。因此，所有分析必须把数据进行标准化处理，包括其进一步计算的许多参数也是如此。 调制荧光仪的出现是荧光研究技术的革命性的创新。在这类仪器中，测量光源是调制(高频率开关)的，其检测器也被调谐来仅仅检测被测量光激发的荧光。因此，相对的荧光产量可以在背景光线(主要是指野外全光照的条件下)存在的条件下进行测量。目前绝大多数的荧光仪采用了调制系统，同时也强烈建议选择调制荧光仪(Kate Maxwell,2000)。 为什么荧光产量会发生改变？Kautsky效应和Beyond 叶绿素荧光产量的变化最早在1960年被Kautsky和其合作者发现。他们发现，当把植物叶片从黑暗中转入光下，荧光产量瞬间上升(大约在1秒左右)这种上升可以解释为光合途径中电子受体的还原(可接受电子的受体的减少)。一旦PSII吸收光能，初级电子受体Q A(质体醌)接受了电子，它将不能再接受电子，直到它把电子传递给下一级电子载体Q B。此期间，反应中心是关闭的，反应中心关闭的比
实验报告 课程名称： 植物生理学（乙）指导老师： 廖敏 成绩： 实验名称： 叶绿素理化性质和含量 实验类型： 定量探究型 同组学生姓名： 方昊 一、实验目的和要求（必填） 三、主要仪器设备（必填） 五、实验数据记录和处理 七、讨论、心得 二、实验内容和原理（必填） 四、操作方法和实验步骤 六、实验结果与分析（必填） 一、实验目的和要求 掌握植物中叶绿体色素的分离和性质鉴定、定量分析的原理和方法； 二、实验内容和原理 以青菜为材料，提取和分离叶绿体色素并进行理化性质测定和叶绿素含量 分析。原理如下： 1. 叶绿素和类胡萝卜素均不溶于水而溶于有机溶剂，常用95%的乙醇或80%的丙酮提取； 2. 叶绿素是二羧酸酯，与强碱反应，形成绿色的可溶性叶绿素盐，就可与有机溶剂中的类胡萝卜素 分开； 3. 在酸性或加温条件下，叶绿素卟啉环中的Mg++可依次被H+和Cu++取代形成褐色的去镁叶绿素和绿色的铜代叶绿素； 4. 叶绿素受光激发，可发出红色荧光，反射光下可见红色荧光； 5. 叶绿素吸收红光和蓝紫光，红光区可用于定量分析，其中645和663用于定量叶绿素a 、b 及总量，而652可直接用于总量分析。 专业：农业资源与环境 姓名： 吴主光 学号： 3110100403 日期： 2013.10.17 地点： 生物实验中心 装 订 线
三、主要仪器设备 1. 天平（万分之一）、可扫描分光光度计、离心机、研具、各种容（量）器、洒精灯等 四、操作方法、实验步骤以及实验现象 定性分析： 鲜叶5g+95%30ml（逐步加入）,磨成匀浆 过滤入三角瓶中，观察荧光现象：透射光绿色，反射光红色。 皂化反应（3ml）：加KOH数片剧烈摇均，加石油醚5ml和H2O1ml分层后观察：上层呈黄色，为类胡萝卜素，吸收蓝紫光；下层呈绿色，为叶绿素，吸收红光和蓝紫光。 取代反应（1）：加醋酸约2ml，变褐（去镁叶绿素）；取1/2加醋酸铜粉加热，变鲜绿色，为铜代叶绿素。 取代反应（2）：鲜叶2-3cm2，加Ac-AcCu 20ml加热，观察： 3 min变为褐绿色的去镁叶绿素， 5 min后，变为深绿色的铜代叶绿素。 叶绿素和类胡萝卜素的吸收光谱测定： 皂化反应的上层黄色石油醚溶液（稀释470nm OD 0.5-1） 反复用石油醚粹取，直到无类胡萝卜素，离心得叶绿素(盐)（稀释663nm OD 0.5-1) 在400-700nm处扫描光谱，分别测定类胡萝卜素和叶绿素的吸收峰. 叶绿素定量分析：鲜叶0.1g，加1.9mlH2O，磨成匀浆，取0.2ml加80%丙酮4.8ml,摇匀，4000转离心3min,上清液在645，652，663测定OD，计算Chla,Chlb 和Chl总量的值。 五、实验数据记录和处理
第３ ２卷，第５期 光谱学与光谱分析Ｖｏｌ．３２，Ｎｏ．５，ｐｐ １２８７－１２９１２ ０ １ ２年５月 Ｓｐｅｃｔｒｏｓｃｏｐｙ ａｎｄ Ｓｐｅｃｔｒａｌ Ａｎａｌｙｓｉｓ Ｍａｙ，２ ０１２ 利用高光谱植被指数监测紧凑型玉米叶绿素荧光参数Ｆｖ ／Ｆｍ谭昌伟１，黄文江２，金秀良１，王君婵１，童 璐１，王纪华２，郭文善１＊ １．扬州大学江苏省作物遗传生理重点实验室／农业部长江中下游作物生理生态与栽培重点开放实验室，江苏扬州 ２２５００９２．国家农业信息化工程技术研究中心，北京 １０００９７ 摘 要 为进一步评价遥感监测紧凑型玉米叶绿素荧光参数Ｆｖ／Ｆｍ的可行性，通过开展小区紧凑型玉米试验，分析紧凑型玉米整个生育期Ｆｖ／Ｆｍ与高光谱植被指数的相关关系，建立紧凑型玉米Ｆｖ／Ｆｍ高光谱监测模型。结果表明，紧凑型玉米Ｆｖ／Ｆｍ与选取的高光谱植被指数均呈极显著正相关，其中结构敏感色素指数（ＳＩＰＩ）与Ｆｖ／Ｆｍ的相关性最好，相关系数（ｒ）为０．８８。用ＳＩＰＩ建立紧凑型玉米Ｆｖ／Ｆｍ的监测模型，其决定系 数（Ｒ２ ）为０．８１２ ６，均方根误差（ＲＭＳＥ）为０．０８２。研究表明，利用高光谱植被指数可以有效地监测紧凑型玉米整个生育期的Ｆｖ／Ｆｍ。 关键词 高光谱植被指数；Ｆｖ／Ｆｍ；监测模型；紧凑型玉米 中图分类号：Ｓ１２７ 文献标识码：Ａ ＤＯＩ：１０．３９６４／ｊ ．ｉｓｓｎ．１０００－０５９３（２０１２）０５－１２８７－０５ 收稿日期：２０１１－１０－３０，修订日期：２０１２－０１－ ２５ 基金项目：国家自然科学基金项目（ ４０８０１１２２，４１１０１３９５），江苏高校优势学科建设工程项目和公益性行业（农业）科研专项经费项目（２００８０３０３７ ）资助 作者简介：谭昌伟，１９８０年生，扬州大学农学院讲师 ｅ－ｍ ａｉｌ：ｔａｎｗｅｉ０１０＠１２６．ｃｏｍ＊通讯联系人 ｅ－ｍａｉｌ：ｇ ｕｏｗｓ＠ｙｚｕ．ｅｄｕ．ｃｎ引 言 国内外大量的研究表明，叶绿素荧光（ｃｈｌｏｒｏｐｈｙ ｌｌ ｆｌｕｏ－ｒｅｓｃｅｎｃｅ，ＣＦ）作为光合作用的指示性探针，已被广泛应用于光合作用机理研究、分析植物对环境胁迫的响应机理和探测 植物体内光合器官运转状况等［ １－ ３］。随着高光谱遥感技术的迅速发展，其很快的被广泛应用到农业的品质鉴定、估产和 病虫害等各方面。Ｗｒｉｇｈｔ［４］和王纪华等［５］ 对小麦的蛋白质品质进行了研究；Ｗｉｍ等［６］利用ＴＭ影像数据源，使用影像融 合技术重新构建了ＮＰＰ估产模型，分别对小麦和水稻进行 估产，任建强等［７］ 使用ＭＯＤＩＳ数据源、ＣＡＳＡ模型对黄淮 海平原的冬小麦进行估产并取得了较好的效果；Ｂｒｏｎｓｏｎ［８］和Ｈａｎｓｅｎ等［９］对作物的氮素含量和氮素利用率、Ｆｅｎｓｈｏｌｔ等［１０ ］对叶面积指数（ＬＡＩ ）进行了研究；在作物的病害方面：Ａｄａｍｓ等 ［１１］ 分别对大豆和蚕豆斑点葡萄孢子病和大豆黄痿 病进行了研究，并建立相关的评估指标。然而对于叶绿素荧光参数与光谱植被指数关系的研究鲜见报道。本工作以紧凑型玉米（以下称为玉米）作为研究对象，利用获取的叶绿素荧光参数与植被指数，构建以光谱植被指数为支撑的叶绿素荧光参数的遥感监测模型，实时准确获取玉米的叶绿素荧光参数信息。 １ 实验部分 １．１ 试验设计 ２０１０年７月至９月间试验在扬州大学试验农场（１１９°１８′ Ｅ，３２°２６′Ｎ） 开展，供试品种为３个紧凑型品种（系）：农华８号、金海５号和郑单９５８。对玉米冠层进行了光谱测量和光合有效辐射测定。为了在田间栽培条件下更大范围地表现出玉米长势差异和生化组分变异，于拔节期安排了一个从不施 氮到施重氮（级差４５０ｋｇ，０～９００ｋｇ ·ｈａ－１ ）３个氮肥水平处理，即Ｎ１：不施氮肥；Ｎ３：施氮４５０ｋｇ·ｈａ－１ ；Ｎ４：施氮９００ｋｇ ·ｈａ－１ ，使之表现为缺氮、适量氮、过量氮。３次重复，行距×株距为７０ｃｍ×６０ｃｍ，每区面积为２０ｍ×２０ｍ。 常规水分管理。１．２ 光谱测试 分别在玉米拔节期（７月２３日）、喇叭口期（８月７日）、吐丝期（８月２９日）、乳熟期（９月５日） 进行４次光谱测定。采用美国ＡＳＤ Ｆｉｅｌｄｓｐ ｅｃ ＦＲ２ ５００型野外光谱辐射谱仪，光谱范围３５０～２ ５００ｎｍ，分辨率在３５０～１ ０００ｎｍ光谱区为１．４ｎｍ，１ ０００～２ ５００ｎｍ区为２ｎｍ，光谱重采样间隔为１ｎｍ。在晴朗无云、北京时间１０：３０～１４：００，选择代表性植株进行测定，测定前后用参考板标定，测定时传感器探头向下，距
叶绿素中存在一定量的叶绿素蛋白复合物，其中影响光能吸收的因素是叶绿素蛋白复合物的含量和成分比例，捕光蛋白复合体中叶绿素a/b值较为关键，较高比例的捕光蛋白复合体（LHCP）有利于弱光下植物吸收和利用光能(Sane,1977)。叶绿素a/b值，即叶绿素a与叶绿素b的比值，也与光合作用速率有密切关系：比值低，有利于吸收光能；比值高，在强光下的光合速率通常较高，抵抗光抑制能力较强(储钟稀等，1986)。同时，叶绿素含量与该比值呈负相关，即叶绿素含量高，叶绿素a/b 比值较低，作物叶色较深。也有人报道认为叶绿素a/b比值与光合作用速率呈显著的负相关，该比值也可能是影响光合作用速率的内在因子之一。 “光能被色素分子吸收以后，并不是全部用于光合作用：一部分光能被传递到光反应中心，用于光化学反应；一部分光能可以辐射成荧光的方式被耗散掉；另一部分光能以热辐射的方式耗散掉，色素发射荧光的能量与用于光合作用的能量相互竞争，这是以叶绿素a荧光通常被作为光合作用无效指标的依据”(植物生理学2003:123)，此外分子的荧光特性是由该分子的化学性质和周围环境因素的相互作用所控制的，因此叶绿素荧光测量是以叶绿素a荧光作为探针，探测和研究植物光合生理状况及各种外界因子对其的影响，是无损伤研究光合作用过程的重要手段(林世青等1992; Krause and Weis 1988)。 植物叶片荧光动力学参数与光合特性的关系 在自然条件下，叶绿素荧光和光合作用的关系十分密切(Bolhar-Nordenkampf H Ret al. 1989；Genty B et al. 1989；Schreiber U et al. 1994 )，一方面是当强光持续照射植物时，为了避免叶绿体吸收光能超过光合作用过程中光化学反应的消耗能力及过量的光能灼伤光合机构，荧光起到了重要的保护作用：一部分光能以荧光的方式被耗散掉(Gilmore A and Gofindjee，1999)；另一方面，自然条件下叶绿素荧光和光合速率一般是呈负相关的，当荧光变弱时光合速率就高，反之亦然，植物的营养受胁程度与光合作用的荧光特性有着密切的关系(徐彬彬等2000；Krause G H and Weis E 1984；Liehtenthaler H K and Rinderle U 1984；Mefarlane J C er al. 1980；Sehreiber U and Bilger W 1987；)，因此叶绿素荧光可作为营养诊断探测叶片光合功能的快速、无损伤探针(张木清2005)通过植物荧光特性探测可以了解植物的生长发育以及对逆境胁迫、病虫害等的生理响应，与“表观性”的气体交换指标相比叶绿素荧光更具有反映“内在性”的特点(Lin S Q etal. 1992)。 有关植物叶片荧光与光合特性的关系已经有很多学者研究过(Rosema A et al.
对于叶绿素荧光全方面的研究 叶绿素荧光现象的发现 将暗适应的绿色植物突然暴露在可见光下后，植物绿色组织发出一种暗红色，强度不断变化的荧光。荧光随时间变化的曲线称为叶绿素荧光诱导动力学曲线。最直观的表现是，叶绿素溶液在透射光下呈绿色，在反射光下呈红色的现象。其本质是，叶绿素吸收光后，激发了捕光色素蛋白复合体，LHC将其能量传递到光系统2或光系统1，期间所吸收的光能有所损失，大约3%-9%的所吸收的光能被重新发射出来，其波长较长，即叶绿素荧光。 叶绿素荧光动力学研究的特点 1、叶绿素荧光动力学特性包含着光合作用过程的丰富信息 光能的吸收和转换 能量的传递与分配 反应中心的状态 过剩光能及其耗散 光合作用光抑制与光破坏 2、可以对光合器官进行“无损伤探查” 3、操作步骤简单快捷 光合作用的光抑制 光抑制是过剩光能造成光合功能下降的过程。过剩光能指植物所吸收的光能超出光化学反应所能利用的部分。过去人们把光抑制与光破坏等同起来，认为发生了光抑制就意味着光和机构遭到破坏。甚至把光抑制、光破坏、光氧化等，沦为一体。 光抑制的基本特征表现为： 光合效率下降说明叶片吸收的光能不能有效地转化为化学能。光破坏：PSII 是光破坏的主要场所，破坏也可能发生在反应中心也可能发生在与次级电子受体结合的蛋白上。发生光破坏后的结果：电子传递受阻、光合效率下降。当过剩的光能，不能及时有效地排散时，会对光合机构造成不可逆的伤害，如光氧化、光漂白等等。一切影响二氧化碳同化的外界因素，如低温、高温、水分亏缺、矿质元素亏缺等都会减少对光能的利用，导致过剩光能增加，进而加重光破坏。 植物防御破坏的措施 1、减少对光能的吸收 增加叶片的绒毛、蜡质 减少叶片与主茎夹角 2、增强代谢能力 碳同化 光呼吸 氮代谢 3、增加热耗散 依赖叶黄素循环的热耗散 状态转换 作用中心可逆失活 光合作用
一、原理 叶绿素是一种二羧酸—叶绿酸与甲醇和叶绿醇形成的复杂酯，故可与碱起皂化反应而生成醇（甲醇和叶绿醇）和叶绿酸的盐，产生的盐能溶于水中，可用此法将叶绿素与类胡萝卜素分开；叶绿素与类胡萝卜素都具有光学活性，表现出一定的吸收光谱，可用分光镜检查或用分光光度计精确测定；叶绿素吸收光量子而转变成激发态，激发态的叶绿素分子很不稳定，当它变回到基态时可发射出红光量子，因而产生荧光。叶绿素的化学性质很不稳定，容易受强光的破坏，特别是当叶绿素与蛋白质分离以后，破坏更快，而类胡萝卜素则较稳定。叶绿素中的镁可以被H+所取代而成褐色的去镁叶绿素，后者遇铜则成为绿色的铜代叶绿素，铜代叶绿素很稳定，在光下不易破坏，故常用此法制作绿色多汁植物的浸渍标本。 皂化反应式如下： 二、仪器与用具 20ml刻度试管；10ml小试管；试管架；分光镜；石棉网；药匙；烧杯（100ml）；酒精灯；玻棒；铁三角架；刻度吸量管2ml、5ml各1支；火柴。 三、试剂 1. 95%乙醇；苯；醋酸铜粉末；5%的稀盐酸； 2. 醋酸-醋酸铜溶液：6g醋酸酮溶于100ml 50%的醋酸中，再加蒸馏水4倍稀释而成； 3. KOH-甲醇溶液：20g KOH溶于100ml甲醇中，过滤后盛于塞有橡皮塞的试剂瓶中。 四、方法 用叶绿体色素乙醇溶液和水研磨匀浆，进行以下实验。 1.光对叶绿素的破坏作用 （1）取4支小试管，其中两支各加入5ml用水研磨的叶片匀浆，另外两支各加入2.5ml叶绿体色素乙醇提取液，并用95%乙醇稀释1倍。 （2）取1支装有叶绿素乙醇提取液的试管和1支装有水研磨叶片均浆的试管，放在直射光下，另外两支放到暗处，40min后对比观察颜色有何变化，解释其原因。 2.荧光现象的观察 取1支20ml刻度试管加入5ml浓的叶绿体色素乙醇提取液，在直射光下观察溶液的透射光与反射光颜色有何不同？解释原因。 3.皂化作用（绿色素与黄色素的分离） （1）在做过荧光现象观察的叶绿体色素乙醇提取液试管中加入1.5ml 20%KOH-甲醇溶液，充分摇匀。
5种叶绿素荧光参数：1.Fv/Fo 2.PSI Light 3.ETR 3.Y(II) 4.Act Light 5.Means Light 目前主要研究的小分子RNA 1.miRNA(微小RNA) 2.siRNA(小分子干扰RNA) 3.piRNA(PIWI结合RNA) 5种常见的植物胁迫形式：低温干旱盐碱高温洪涝 十种常见的激素; 茉莉酸生长素细胞分裂素赤霉素脱落酸水杨酸乙烯油菜素内酯萘乙酸吲哚乙酸吲哚丁酸 常见的组蛋白修饰乙酰化甲基化泛素化糖基化羰基化等 什么叫做组蛋白密码？组蛋白在翻译后的修饰中会发生改变，从而提供一种识别标志，为其他蛋白与DNA结合产生协同或拮抗效应，它是一种动态转录调控成分， 活性氧常见的5种形式：超氧自由基超氧阴离子过氧化氢含氧自由基过氧阴离子 蛋白质翻译后修饰的意义：是指mRNA被翻译成蛋白质后，对蛋白质上个别氨基酸残基进行共价修饰的过程。他可以使蛋白 质的结构更加复杂，功能更加完善，调节更为精细，作用更专一。正式蛋白质的翻译后修饰使得一个基因并不只对应一种蛋白质，增加了蛋白质的结构和功能的多样性，从而赋予生命更多复杂的过程。 常见的修饰方式：泛素化，磷酸化，糖基化，脂基化，甲基化，乙酰化 9、植物防御反应的生化原理：1.病原体的侵入可以激活所有细胞中的多种防御反应；2.超敏反应使局部细胞迅速死亡；3.在植物抗性反应的早期常常会产生有反应活性的氧化物；4.在植物不相容相互作用过程中，诱导生成了一种哺乳动物的信号分子——一氧化氮；5.细胞壁加固和细胞外酶活有助于植物的抗病反应；6.苯甲酸和水杨酸可能参与了大量的植物防御反应；7.防御 坏死营养型真菌以及诱导某些植物防御基因时所需的茉莉酮酸和乙烯可能会加剧病症；8.致病相关蛋白和其他防御相关蛋白包 括真菌细胞壁降解酶类、抗维生素多肽和信号转导级联途径中的组分；9.植物抗生素包括有机次生代谢物和无机次生代谢物；10.蛋白酶的抑制剂由食草的靶昆虫诱导；11.转录后基因沉默是植物应对治病病毒的一种特异性防御反应；12.平行的信号途径协调复杂而高度局域化的植物防御反应； 10．植物体内ROS（活性氧）与NO在植物防御反应中的作用及二者的协同关系 1.ROS在植物防御中的作用，H2O2可能直接对病原体有毒，在铁存在时，H2O2会产生活性极强的羟基自由基。另一种看法是，它或者通过各种富含羟脯氨酸或脯氨酸的糖蛋白与多糖基质交联，或者通过过氧化物酶的作用提高木质素多聚物的合成速率，从而加固植物细胞壁的结构，这两种作用都可以提高植物细胞壁对微生物穿透和酶促降解的抵抗能力。某些ROS还可能有信号转导功能。 2.NO是哺乳动物用以调控免疫，神经和血管系统中多种生物过程的一种信号分子。植物在识别无病毒病原菌的同时，即迅速 从头合成NO. 局部发生的超敏反应是遗传不相容相互作用的一贯特征，但是ROS大量的生成不足以诱导植物细胞的死亡，而可能可以抑制病原体的生长。NO可以加强ROS诱导植物细胞死亡的能力。已知NO可以与血红素结合，因此可以抑制用以解除H2O2毒性的 过氧化氢酶和抗坏血酸盐过氧化物酶。植物细胞悬浮培养物和叶子中加入可以产生NO的化合物，会使好几个与防御和细胞保 护相关基因的mRNA的积累。NO诱导ROS的大量积累导致细胞死亡。NO和活性氧共同提高植物病原体过程中提高协同作用。
第四章 叶绿素荧光技术应用 第一节 叶绿素荧光参数及其意义 韩志国，吕中贤（泽泉开放实验室，上海泽泉科技有限公司，上海，200333） 叶绿素荧光技术作为光合作用的经典测量方法，已经成为藻类生理生态研究领域功能最强大、使用最广泛的技术之一。由于常温常压下叶绿素荧光主要来源于光系统 II 的叶绿素 a ，而光系统 II 处于整个光合作用过程的最上游，因此包括光反应和暗反应在内的多数光合过程的变化都会反馈给光系统 II ，进而引起叶绿素 a 荧光的变化，也就是说几乎所有光合作用过程的变化都可通过叶绿素荧光反映出来。与其它测量方法相比，叶绿素荧光技术还具有不需破碎细胞、简便、快捷、可靠等特性，因此在国际上得到了广泛的应用。 1 叶绿素荧光的来源 藻细胞内的叶绿素分子既可以直接捕获光能，也可以间接获取其它捕光色素（如类胡萝卜素）传递来的能量。叶绿素分子得到能量后，会从基态（低能态）跃迁到激发态（高能态）。根据吸收的能量多少，叶绿素分子可以跃迁到不同能级的激发态。若叶绿素分子吸收蓝光，则跃迁到较高激发态；若叶绿素分析吸收红光，则跃迁到最低激发态。处于较高激发态的叶绿素分子很不稳定，会在几百飞秒（fs ，1 fs=10－15 s ）内通过振动弛豫向周围环境辐射热量，回到最低激发态（图 1）。而最低激发态的叶绿素分 子可以稳定存在几纳秒（ns ，1 ns=10－9 s ）。 A 较高激发态 B 热耗散 吸收蓝 光 吸收红光 最低激发态 能量 荧光 基态 蓝 波长 红 荧光 图 1 叶绿素吸收光能后能级变化（A ）和对应的吸收光谱（B ）（引自韩博平 et al., 2003） 处于最低激发态的叶绿素分子可以通过几种途径（图 2）释放能量回到基态(韩博平 et al., 2003; Schreiber, 2004)：1）将能量在一系列叶绿素分子之间传递，最后传递给反应中心叶绿素 a ，用于进行光化学反应；2）以热的形式将能量耗散掉，即非辐射能量耗散（热耗散）；3）放出荧光。这三个途径相互竞争、此消彼长，往往是具有最大速率的途径处于支配地位。一般而言，叶绿素荧光发生在纳秒级，而光化学反应发射在皮秒级（ps ，1 ps=10－12 s ），因此在正常生理状态下（室温下），捕光色素吸收的能量主要用于进行光化学反应，荧光只占约 3%～5%(Krause and Weis, 1991; 林世青 et al., 1992)。 在活体细胞内，由于激发能从叶绿素 b 到叶绿素 a 的传递几乎达到 100％的效率，因此基本检测不到叶绿素 b 荧光。在常温常压下，光系统 I 的叶绿素 a 发出的荧光很弱，基本可以忽略不计，对光系统 I 叶绿素 a 荧光的研究要在 77 K 的低温下进行。因此，当我们谈到活体叶绿素荧光时，其实指的是来自光系统 II 的叶绿素 a 发出的荧光。
对叶绿素荧光仪各参数的说明 各参数顺序按照数据传输软件上传出数据的顺序 SL（T）：饱和脉冲强度。 AL（T）：光化光强度。 Total T：测量总时长。 FR T：远红光时长。 Dark T：黑暗时长。 Fo：固定荧光，初始荧光(minimalfluorescence)，也称基础荧光，0水平荧光，是光系统Ⅱ(PS Ⅱ) 反应中心处于完全开放时的荧光产量，它与叶片叶绿素浓度有关。 Fj：在O-J-I-P 荧光诱导曲线j点处的荧光强度 Fi：在O-J-I-P 荧光诱导曲线i 点处的荧光强度 Fm：荧光产量(maximal fluorescence) ，是PS Ⅱ反应中心处于完全关闭时的荧光产量。可反映通过PSⅡ的电子传递情况。通常叶片经暗适应20 min 后测得。 Fv = Fm - Fo，为可变荧光(variable fluorescence) ，反映了QA 的还原情况(许大全等，1992) 。 Fv/Fm：是PSⅡ光化学量子产量(optimal/ maximal photochemical efficiency of PSⅡin the dark) 或(optimal/ maximal quantum yield of PS Ⅱ) ，反映PSⅡ反应中心内禀光能转换效率(intrinsicPSⅡefficiency)或称PSⅡ的光能转换效率(optimal/ maximal PS Ⅱefficiency) ，叶暗适应20 min 后测得。非胁迫条件下该参数的变化极小，不受物种和生长条件的影响，胁迫条件下该参数明显下降(许大全等，1992) 。 Fo'：光下荧光，在光适应状态下全部PSⅡ中心都开放时的荧光强度，qP=1，qN≥0。为了使照光后所有的PSⅡ中心都迅速开放，一般在照光后和测定前应用一束远红光（波长大于680nm，几秒钟）。 Fm'：光下荧光，在光适应状态下全部PSⅡ中心都关闭时的荧光强度，qP=0，qN≥0。Fm'受非光化学猝灭的影响，而不受光化学猝灭的影响。 Fs：稳态荧光产量。响应光合作用在光反应与暗反应达到平衡时的荧光产量。
江西农业学报2010，22(11)：15—17 A ct a A鲥cul t urae J i angxi 红色鸡爪槭叶绿素荧光特征参数及其与日灼伤害的关系 李淑顺，唐玲+，李倩中，刘晓宏，荣立苹 (江苏省农业科学院园艺研究所，江苏南京210014) 摘要：通过叶绿素荧光特征参数研究了荷兰红枫、日本红枫等红叶鸡爪槭品种PSI I光化学活性、能量分配及日灼抗性的差异。结果表明，日灼抗性较强的鸡爪槭原变种其F o、F m、凡∥而、Fv／Fm、qp、ET R、Y／e／d等荧光参数显著高于日灼抗性较弱的荷兰红枫，而原变种的上述参数值多与日本红枫之间无显著差异，分析明确了各荧光参数与日灼伤害程度间的对应关系。 关键词：红色鸡爪槭；荷兰红枫；日本红枫；叶绿素荧光；日灼抗性 中图分类号：$687．9文献标识码：A文章编号：1001—8581(2010)11—0015—03 C U or ophyl l Fl uor es c ence Param et er s a nd f11l e i r R e l a t i ons hi P w i t h R e si st a nc e t o S unbur n I nj ur y of A cer pal m at um C ul t i var s w i t h R ed—col or L I Shu—s hun，T A N G Li I lg‘，LI Q i a n—z hong，LI U X i ao—ho ng，R O N G L i—pi ng (Ins t it ute of H or t i cul t ur e，Ji angsu A ca dem y of A gr i cu l t ur al Sci ences，N anj i ng210014，Chi na) A bs t r act：E xp er i m e nt w a s done t o st udy t he pho t oche m i cal a ct ivi ty of PSI I，ener gy di st r ibut i o n a nd t he di f f er ence i n r esi s t an ce t o su nb ur n of A cer pl妇啪cuhivars w it h r e d—col o r t hr oug h t he char acter i st i cs of chl or ophyl l f l uor es cence pa r a m et er s．T he r es ult show e d t hat t he chl or ophyl l f l uor es cence par am e t er s Fo，Fm，F v／Fo，F v／Fm，qP，ET R a nd Y i el d of A．pa／m at u m ori ginal var i ant w i th s t r o ng r esi s t an ce t o su nb ur n i nj ur y w er e s i g ni f i cant l y hi gher t han t hos e of“H el anhon gf eng”wi t h w eak r esi s t an ce t o su nb ur n i nj ury．H o w eve r，t her e W a s no s i gm f i cant di ff er en ce i n m o st of t he ab ove chl or ophyl l f l uor es cence par am et er s be t w een A．p以脚f um ori ginal vari ant an d“Ri ben hong f en g”．A na l ysi s def i ne d t he cor r espondi ng r elat i ons h i p be t w een t he f l uor es cence par am et er s a nd su nb ur n i nj ury t o A．pd，M t啪cul fi var s w i th r ed—col or． K e y w ords：A．paz，础￡吼cul t i vars w i出r ed—col or；C hl or ophy l l f l uo r escen ce；Sun bur n—r esi st a nce 鸡爪槭(A cer p口概以“m)是槭树科槭属著名的秋色叶树种，其叶片于秋季脱落前变为红色，是广泛应用于园林绿化的高档树种。普通鸡爪槭在11月前后叶色转为橙红，生长季内叶片呈绿色，且Et灼危害较重，这在一定程度上影响了这一名贵树种的观赏价值。荷兰红枫、日本红枫等鸡爪槭彩叶品种在生长季可呈现红色，观赏价值高，但品种间在抵抗日灼伤害方面表现出了较大的差异。彩叶植物的光合能力通常较绿色植物低…，但是也有一些彩叶植物的光合能力并没有降低，反而比普通绿叶植物升高，如美国红栌的光合速率明显高于普通黄栌口。。一般认为叶色突变减少了捕光色素蛋白复合体的含量，因而影响到光系统Ⅱ供体侧的稳定性，使突变体对光强和高温的耐受性比野生型低"]，但汤泽生等"1研究认为：叶色突变体的饱和光强高于普通绿叶植物，在强光下有较强的热耗散能力。 通过叶绿素荧光参数的变化，比较荷兰红枫等槭树品种PsⅡ光化学活性、能量分配和能量传递的差异，明确各品种抵抗日灼伤害方面的生理基础，为苗木科学管理提供理论依据。 l材料与方法 1．1试验材料供试鸡爪槭品种为荷兰红枫、日本红枫及鸡爪槭原变种(以下简称鸡爪槭)，试验材料均为健壮的4年生植株，经往年观察3个品种在夏季会表现出程度不同的日灼伤害。 1．2试验方法试验于2010年7月在江苏省农业科学院槭树资源圃进行，叶绿素荧光参数测定借助L I一6400荧光叶室进行，叶片暗适应20m i n后在D ef aul t f l uorom e— t er模式下测定并计算暗适应下鸡爪槭树冠顶端枝条的中上部功能叶片的荧光参数。初始荧光(凡)、最大荧光(Fm)、稳态荧光(几)、光下最大荧光(F’m)、光下最小荧光(F’0)等参数可由仪器直接测出，由此可计算其它 各相关指标归”1：可变荧光(Fv)=Fm—Fo、PSn潜在活性(Fv／Fo)、PsⅡ潜在量子效率(刚砌)=(Fm—Fo)／砌，光化学猝灭系数qP=(F’m一风)／(F’m—Fo)、非光化学猝灭系数qi V=(Fm—F’m)／(Fm—l eo)，并计算PSⅡ实际光化学效率(Y iel d)=(F’m—Fs)／F’m、电子传递速率(ER R)=(F’m—Fs)／F’m×PA R×0．5×0．84。荧光参数测定时间选在晴天光强稳定的中午前后进行，每处理(每品种为一个处理)测5片叶作为重复，取平均值分析。 鸡爪槭日灼伤害程度分级记录在荧光测定同日进 收稿日期：2010～08一19 基金项目：江苏省自然科学基金项目(BK201046S)。 作者简介：李淑顺(1977一)，男，山东章丘人，助理研究员，主要从事观赏植物新品种选育及生理生态研究。通讯作者：唐玲。