实验大鼠相关操作技术
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大鼠原代心肌细胞提取方法原代心肌细胞培养是体外研究心血管疾病相关机制的主要手段和基本技术基础实验中,与细胞系相比,原代心肌细胞的形态及电生理方面更接近在体细胞,因此,培养原代心肌细胞的质量直接关系实验的进程及结果。
乳鼠原代心肌细胞分离须注意以下几点:1. 鼠龄的选择:新生1-3d龄,最好半日龄。
新生大鼠心肌细胞在出生后3 d内具有部分的增殖能力,成年大鼠心肌细胞则为终末分化细胞,不再具有分裂增殖能力。
因此,大鼠出生时间越短,其心肌细胞分离后成活率越高,越容易贴壁生长。
建议选择1~3 d龄大鼠分离其心肌细胞进行原代培养。
2.消化酶的选择:胰蛋白酶和胶原酶混合使用(0.4%胶原酶:0.05%胰酶=2:1)。
常用的消化酶有2种:胰蛋白酶和胶原酶,胰蛋白酶作用较强,容易造成心肌细胞损坏,胶原酶作用较缓和,能消化细胞间质中的胶原纤维以释放细胞,对细胞损伤小。
3.消化程度的把握:组织由红转白呈半透明状态时,停止消化。
新生大鼠心肌细胞对消化酶极为敏感。
消化不足,细胞聚集成团,无法得到单层细胞,不利于观察和后续实验;消化过度可使肌原纤维出现萎缩,细胞死亡率增加或丧失贴壁能力及搏动能力;消化的适宜温度为35~37℃。
4.抑制成纤维细胞生长:加入BrdU,更换小牛血清。
分离出来的心肌细胞会伴有较多成纤维细胞,成纤维细胞具有较强增殖能力会干预心肌细胞的贴壁和增殖,需要尽量去除成纤维细胞。
成纤维细胞较心肌细胞更容易贴壁,可以通过差速贴壁去除大部分成纤维细胞,但仍有少量成纤维细胞混杂于心肌细胞之中。
溴脱氧尿苷(bromodeoxyuridine, BrdU)可干扰细胞的有丝分裂,故常规使用BrdU抑制成纤维细胞的生长。
由于胎牛血清所含的促细胞有丝分裂的因子较多,BrdU很难完全抑制成纤维细胞的生长.改用小牛血清则可克服这种现象的出现,获得高达90%以上的心肌细胞。
5.培养液pH值:pH范围在7.2~7.4之间。
操作过程:手持大鼠乳鼠(出生24h内),75%乙醇消毒皮肤,剪开胸部皮肤,再消毒1次,更换手术器械,弯镊提取心脏,置于盛有PBS(1:50双抗)的大皿中;将心脏表面附着的大血管剪去,剪去心房,放入5ml灭菌离心管中充分剪碎成肉泥状;加3ml左右胶原酶和1.5ml 0.05%胰酶充分吹匀,37℃消化8 min,自然沉淀,弃上清,再加3ml左右胶原酶和1.5ml0.05%胰酶,充分吹匀,37℃消化10min;取上清,3000 rpm 5min,铺中皿加含有10%胎牛血清的DMEM培养基(记1),剩余沉淀中加入3ml左右胶原酶和1.5ml0.5%胰酶,充分吹匀,37℃消化10min;重复4的步骤4-5次,直至组织块消化完毕,记(2-5)放培养箱2到3小时待成纤维细胞贴壁后轻轻吹打培养基,所有的中皿上清移入离心管离心3000 rpm 5min,弃上清,加含有10%小牛血清的DMEM培养基以及Brdu(10mM)(1:80),铺中皿培养。
实验动物的麻醉方法实验动物的麻醉方法是在科学研究中使用的一种技术,目的是为了减少实验过程中的疼痛和不适感,同时保护实验动物的福利。
麻醉可以使实验动物处于无痛觉和无意识状态,以便进行各种操作、实验和手术。
在实验过程中,麻醉方法的选择应根据动物的种类、实验需求、实验所需时间等因素来确定。
常用的实验动物麻醉方法主要有以下几种:1. 局部麻醉:局部麻醉主要针对某个具体的部位或区域进行麻醉。
例如,对于小鼠或大鼠的手术操作,可以通过使用局部麻醉药物如利多卡因、戊巴比妥钠等,将药物注射到手术部位,使动物在手术过程中局部麻醉。
2. 全身麻醉:全身麻醉是指使整个动物体表现出无痛觉和无意识状态的麻醉方法。
全身麻醉适用于复杂手术或需要较长时间操作的实验,如内窥镜检查、器官移植、生物体刺激等。
目前,全身麻醉通常使用静脉麻醉或吸入麻醉两种方式。
3. 静脉麻醉:静脉麻醉是通过给动物静脉注射麻醉剂,使药物迅速进入动脉血液循环,通过血流输送到全身,产生全身麻醉效果。
动物通常会在注射后几秒钟内失去意识,并进入无痛无感觉状态。
常用的静脉麻醉药物有戊巴比妥钠、异氟醚等。
4. 吸入麻醉:吸入麻醉是将麻醉剂以气态形式通过动物的呼吸道送入肺部,通过肺泡与血液交换,达到全身麻醉的效果。
吸入麻醉常用的药物有氟烷、异氟醚、氧化亚氮等。
这些药物可以通过吸入气体的方式进行给药,既可控制麻醉剂的剂量,还可根据需要调整麻醉深度。
除了以上主要的麻醉方法外,还有一些特殊情况下使用的麻醉方法,如眼科手术中常用的硬膜外麻醉、特定场景下使用的局部麻醉等。
在使用麻醉方法时,科研人员还应遵循一些麻醉实践原则以保护实验动物。
首先,选择合适的麻醉方法和药物,应考虑动物种类的特殊需求,例如老鼠和大鼠对药物的敏感性不同;其次,根据实验操作的特点选择合适的麻醉深度;另外,在麻醉后需要对动物进行有效的监测,定期检查动物的生命体征,确保其处于麻醉的状态下没有额外的不适。
需要强调的是,为了保障实验动物福利和避免不必要的痛苦,实验过程中应尽量减少动物的使用数量以及对其造成的痛苦和不适。
大鼠敲除模型方案引言:在生命科学研究中,大鼠敲除模型是一种常用的实验方法,通过基因敲除技术,可以使特定基因在大鼠体内失去功能,从而揭示该基因在生理和疾病发生中的作用。
本文将介绍大鼠敲除模型的原理、制备过程以及其在科研中的应用。
一、大鼠敲除模型的原理大鼠敲除模型是通过基因敲除技术实现的。
基因敲除是指通过人为手段使某个基因在生物体内发生突变或失活,从而观察其对生物体发育、生理和疾病等方面的影响。
在大鼠敲除模型中,研究者通过基因编辑技术,将目标基因的DNA序列中的部分或全部去除,使其失去正常功能。
通过这种方式,可以模拟某些基因突变病变或疾病发生的过程,为疾病的研究提供有力的工具。
二、大鼠敲除模型的制备过程1. 选择目标基因:根据研究需要,选择具有特定功能或与某种疾病相关的基因作为目标基因。
2. 设计敲除载体:根据目标基因的DNA序列,设计敲除载体,包括引导RNA和Cas9蛋白等组成的CRISPR/Cas9系统。
3. 转染大鼠胚胎干细胞:将设计好的敲除载体引入大鼠胚胎干细胞中,使其表达CRISPR/Cas9系统。
4. 筛选敲除细胞株:通过选择性培养和筛选,筛选出表达CRISPR/Cas9系统的敲除细胞株。
5. 移植敲除细胞株:将敲除细胞株移植到大鼠胚胎中,使其发育成为敲除模型。
6. 验证敲除效果:通过PCR、Western blot等技术,验证敲除模型中目标基因的敲除效果。
三、大鼠敲除模型在科研中的应用1. 功能研究:通过观察敲除模型中目标基因缺失对生物体功能的影响,揭示该基因在生理活动中的作用。
2. 疾病模拟:通过敲除特定基因,模拟某些疾病的发生过程,研究疾病的发病机制以及寻找治疗方法。
3. 药物筛选:利用敲除模型,评价候选药物对目标基因缺失的影响,为药物研发提供参考。
结论:大鼠敲除模型是一种重要的实验方法,通过基因敲除技术,可以揭示基因在生物体中的作用和功能。
大鼠敲除模型的制备过程复杂,但其在生命科学研究中的应用广泛,可以为生理学、病理学和药物研发等领域提供有力的支持。
大鼠关节炎建模方法以大鼠关节炎建模方法为标题,本文将介绍大鼠关节炎建模的常用方法。
关节炎是一种关节组织的炎症性疾病,可以导致关节疼痛、肿胀和功能障碍。
为了研究关节炎的发病机制和寻找治疗方法,科研人员常常利用动物模型进行研究。
大鼠是常用的关节炎模型动物,下面将介绍几种常用的大鼠关节炎建模方法。
一、免疫学建模法免疫学建模法是最常见的大鼠关节炎建模方法之一。
该方法通过注射抗原物质,如胶原蛋白、关节滑膜细胞等,来诱导大鼠产生自身免疫反应,引发关节炎。
这种方法可以模拟人类风湿性关节炎的发病过程,具有较高的可重复性和稳定性。
二、化学建模法化学建模法是另一种常用的大鼠关节炎建模方法。
该方法通过给予大鼠特定的化学物质,如Freund佐剂、肯尼迪酸等,来引起关节炎。
这种方法可以模拟关节炎的炎症反应,但其机制与免疫学建模法有所不同。
三、机械建模法机械建模法是一种较少使用的大鼠关节炎建模方法。
该方法通过机械刺激或压迫大鼠关节,如关节固定、关节脱位等,来引起关节炎。
这种方法可以模拟关节炎的机械性损伤,但其建模过程较为复杂,需要较高的技术要求。
四、基因工程建模法基因工程建模法是一种较新的大鼠关节炎建模方法。
该方法通过基因敲除、基因过表达等技术手段,改变大鼠体内特定基因的表达水平,从而引发关节炎。
这种方法可以模拟特定基因突变导致的关节炎,有助于研究关节炎的遗传机制和信号通路。
在进行大鼠关节炎建模实验时,需要注意一些技术细节。
首先,选择适合的大鼠品系和年龄,一般选择健康成年大鼠进行实验。
其次,建模前需要对大鼠进行基础检查,确保其体质状况良好。
然后,进行建模操作时要注意无菌操作,避免感染引起其他并发症。
最后,在建模后要进行严密的观察和记录,包括关节炎程度、体重变化、行为活动等指标,以便对实验结果进行准确分析和比较。
大鼠关节炎建模方法是研究关节炎发病机制和寻找治疗方法的重要手段。
免疫学建模法、化学建模法、机械建模法和基因工程建模法是常用的大鼠关节炎建模方法。
第1篇一、实验目的本研究旨在建立大鼠心脏超声心动图检测方法学,验证超声心动图评价大鼠心脏结构和功能的可行性及准确性,为心血管疾病的研究和诊断提供一种无创、连续的方法。
二、实验材料1. 实验动物:健康雄性Wistar大鼠60只,体重200-250g。
2. 超声心动图设备:便携式超声心动图仪。
3. 血流动力学检测设备:多导生理记录仪。
4. 实体标本:取自实验大鼠的左心室。
5. 其他材料:手术器械、生理盐水、麻醉药物等。
三、实验方法1. 实验动物处理:将大鼠随机分为对照组、模型组、干预组,每组20只。
对照组给予正常饲养,模型组给予心肌缺血再灌注损伤模型建立,干预组给予药物干预。
2. 超声心动图检测:使用便携式超声心动图仪,对各组大鼠进行心脏超声心动图检测。
检测指标包括左心室舒张末期内径(LVEDD)、左心室收缩末期内径(LVESD)、射血分数(EF)、短轴缩短率(FS)、左室心肌质量(LVM)等。
3. 血流动力学检测:使用多导生理记录仪,对各组大鼠进行血流动力学检测。
检测指标包括心率(HR)、平均动脉压(MAP)、左室压力最大上升速率(+dp/dtmax)、左室压力最大下降速率(-dp/dtmax)等。
4. 实体标本检测:将实验大鼠处死,取出左心室,称重并计算左室心肌质量(LVM)。
四、实验结果1. 超声心动图检测:与对照组相比,模型组大鼠LVEDD、LVESD、LVM、+dp/dtmax、-dp/dtmax等指标均显著升高,EF、FS等指标显著降低(P<0.01)。
干预组大鼠LVEDD、LVESD、LVM、+dp/dtmax、-dp/dtmax等指标均显著降低,EF、FS等指标显著升高(P<0.01)。
2. 血流动力学检测:与对照组相比,模型组大鼠HR、MAP等指标显著升高,+dp/dtmax、-dp/dtmax等指标显著降低(P<0.01)。
干预组大鼠HR、MAP等指标显著降低,+dp/dtmax、-dp/dtmax等指标显著升高(P<0.01)。
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当,直接影响实验结果的质量。
因此,实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术,包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查,这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定,不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性,而且还可防止被动物咬伤,从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下:(1)小鼠用右手抓住鼠尾,提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上,而后右手将小鼠缓缓后拉,恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定,此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起,掌心向上而将鼠体置于掌心中,用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好,可以进行各种实验操作。
操作熟练后,可采用左手一手抓取法,更为方便,右手可不必放下注射器等器具。
(2)大鼠捉取大鼠时,不宜突然袭击式地去抓它,这样手指容易被咬伤。
取用时,应轻轻抓住其尾巴后提起,置于实验台上,将其放入大鼠固定盒将鼠固定,这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时,实验者应戴上帆布手套,右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉,左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤,并将鼠固定在左手中,右手即可进行操作。
(3)家兔家兔性情一般较温顺而胆小,捉拿动作要轻。
家兔二耳较长,但并不能承担全身重量,因此捕捉家兔不能抓其两耳,使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时,先轻轻打开笼门,勿使受惊,随之将手伸入宠内,从头前阻拦它跑动,兔便匍伏不动,此时用右手把二耳轻轻地压于手心内,抓住颈部的被毛与皮,提起兔,然后用左手托住它的臂部,兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定,如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时,可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时,可将其仰卧固定在简易木质手术台上,头部用特制兔头夹固定,四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
实验动物学课程实验报告实验内容:1. 小鼠的基本实验操作2. 小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢)摘除术3. 豚鼠和兔的一般操作技术4. 大鼠实验的基本操作5. 大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立6. 小鼠无菌取胎术7. Beagle犬的一般操作和沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死,尤其是染色法编号、灌胃、眼球摘除法采血、腹腔注射、脊椎脱臼法处死。
二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄)三、实验步骤1、抓取和固定2、性别鉴定3、编号(染色法)4、去毛(脱毛剂法)5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉9、解剖:9.1 生殖系统:9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)9.1.2雌性:双角子宫、卵巢9.2 肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
2、性别鉴定:观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样);雌性:距离短,毛发稀疏。
3、编号:3.1染色法:3.1.1用苦味酸(黄色)在小鼠背面染色3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始3.1.3可编1-10号(10号为不编号)3.2去毛:脱毛剂:8% Na2S,自毛发根部涂抹3.3 给药:3.3.1 灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0.5ml3.3.2 注射给药:3.3.2.1腹腔注射:3.3.2.1.1从下腹部的两侧进针3.3.2.1.2进针时针与腹部成45°。
附录三 大鼠离体心脏灌流技术大鼠离体心脏灌流(Langendorff)是研究离体心脏在人工控制条件下,观察各种因素(药物、缺氧、离子等)对大鼠心脏活动(心脏的收缩功能、舒张功能、冠脉流量、心肌电活动等)的影响的一种可靠方法。
心脏从大鼠体内摘出之后,以一定压力、温度及充氧的生理溶液经主动脉根部流入进行灌流。
灌流液经冠状动脉口进入冠状血管营养心脏,维持心脏的节律活动。
灌流液经冠状血管进入右心房,然后由腔静脉口和肺动脉口流出,其流出量即为冠状血管的管流量。
离体心脏的节律性活动及心肌电活动变化可以通过记录系统进行记录和分析。
用Langendorff发灌流心脏,其节律性活动可维持较长的时间(一般可维持3~6h)。
仪器装置:仪器的核心部分是恒温、循环和浴槽三部分组成,一般进口这套设备需人民币十几万元。
我们教研室因经费十分紧张又急需这样的设备,针对这种情况,我们自行设计和制作出这套离体心脏灌流设备(见下图)。
经过反复的试验,验证了这套灌流装置无论在性能上、稳定性上都达到了要求,而且只用了二千元人民币。
循环装置恒温装置离体心脏及浴槽操作步骤1.摘取心脏先准备好手术器械(手术剪1把、无勾镊1把、眼科剪1把、眼科镊1把、止血钳2把、50ml烧杯1个、5ml和20ml注射器各1个、1号缝合线等)和充氧之冷台氏液(4℃左右)。
将大鼠麻醉或颈部脱臼后,打开胸腔充分暴露心脏,轻轻提起心脏并迅速摘取心脏。
手术过程中注意不要损伤心脏。
主动脉根部要保留0.5cm长以备插管用。
心脏摘取后立刻置于预先准备好的充氧冷台氏液中,用手指轻压心室将腔内的血液排出,防止血块形成。
心脏停跳后迅速剪去心脏周围的组织,操作中注意避免损伤静脉窦。
2.灌流心脏先将灌流系统的管道内充满台氏液(或其他灌流液),并连续充气(纯氧或O2 95%+CO2 5%的混合气体),灌流液温度保持在37℃。
将主动脉套进灌流管末端的动脉套管上并结扎固定好。
套管进入主动脉不易过深,以免损伤主动脉瓣或堵住冠状动脉开口处影响冠状血管的灌流。
大鼠行为研究的技术与方法在大鼠行为研究领域,需要广泛应用各种技术与方法。
这些技术包括明暗盒、走廊测试、水迷宫等行为学测试方法、立体定位和电生理技术等神经学测试技术、生物成像技术等等。
这些技术和方法能够为大鼠行为研究者们提供大量有价值的数据和信息,有利于进一步深入了解大鼠的行为和神经学相关知识。
1. 行为学测试方法行为学测试方法在大鼠行为研究中是非常重要的。
明暗盒是一种常用的测试方法,可以分析大鼠的焦虑程度。
这种测试方法可以利用大鼠对明暗的不同反应来评估他们的行为特性。
不同种类的大鼠会对明暗的反应有所不同,而经过多次测试,研究人员可以得出对不同种类大鼠的分类。
另一个常见的测试方法是走廊测试。
这种测试方法能够衡量大鼠的学习能力和记忆力。
研究人员常常用走廊测试方法来探究大鼠间学习和记忆本领的差异。
这种测试方法会给大鼠一些任务,例如让其在走廊中找到奖励,如果大鼠能够找到并得到奖励,则可以说明其学习和记忆能力较强。
水迷宫是另一种常用的测试方法。
在这种测试中,大鼠需要通过水迷宫来寻找一个逃生口。
研究人员可以利用这种测试方法检测出大鼠的认知能力、记忆能力与学习能力。
这种测试方法也被广泛应用于神经退化和老年痴呆症的研究领域。
2. 神经学测试技术除了基础行为分析之外,神经学测试技术也是大鼠行为研究中不可或缺的部分。
立体定位技术是其中的一种,利用这种技术可以追踪大鼠的行为轨迹并记录其每个位置的特定活动。
这种技术可以帮助研究人员更好地了解大鼠的行为和神经系统的运作,尤其强调了基因和脑形态的相互作用。
电生理技术也是神经学测试技术的另一种,被广泛用于研究大鼠的大脑、皮层活动与昏迷状态。
利用这种技术,研究人员可以将电极插入大鼠的大脑,在大鼠在特定环境下做出反应的同时记录它们大脑的相应活动。
这项技术为神经学的学术研究带来了前所未有的精度和深度。
3. 生物成像技术生物成像技术是用于比较研究、功能表达和活动可视化的新技术,这种方法能以非侵入性的方式研究大鼠的脑部活动与结构。
大鼠外泌体(Exosome)ELISA试剂盒技术指导大鼠外泌体(Exosome)ELISA试剂盒操作说明大鼠外泌体(Exosome)ELISA试剂盒实验原理大鼠外泌体(Exosome)ELISA试剂盒采用双抗体一步夹心法酶联免疫吸附试验(ELISA)。
往预先包被大鼠外泌体(Exosome)捕获抗体的包被微孔中,依次加入标本、标准品、HRP标记的检测抗体,经过温育并彻di洗涤。
用底物TMB显色,TMB在过氧化物酶的催化下转化成蓝色,并在酸的作用下转化成最终的黄色。
颜色的深浅和样品中的大鼠外泌体(Exosome)呈正相关。
用酶标仪在450nm 波长下测定吸光度(OD 值),计算样品浓度。
样本处理及要求1. 血清:将收集于血清分离管的全血标本在室温放置2小时或4℃过夜,然后1000×g离心20 分钟,取上清即可,或将上清置于-20℃或-80℃保存,但应避免反复冻融。
2. 血浆:用EDTA或肝素作为抗凝剂采集标本,并将标本在采集后的30分钟内于2-8℃1000×g离心15分钟,取上清即可检测,或将上清置于-20℃或-80℃保存,但应避免反复冻融。
3. 组织匀浆:用预冷的PBS (0.01M, pH=7.4)冲洗组织,去除残留血液(匀浆中裂解的红细胞会影响测量结果),称重后将组织剪碎。
将剪碎的组织与对应体积的PBS(一般按1:9的重量体积比,比如1g的组织样品对应9mL的PBS,具体体积可根据实验需要适当调整,并做好记录。
推荐在PBS中加入蛋白酶抑制剂)加入玻璃匀浆器中,于冰上充分研磨。
为了进一步裂解组织细胞,可以对匀浆液进行超声破碎,或反复冻融。
最后将匀浆液于5000×g离心5~10分钟,取上清检测。
4. 细胞培养物上清或其它生物标本:请1000×g离心20分钟,取上清即可检测,或将上清置于-20℃或-80℃保存,但应避免反复冻融。
注:标本溶血会影响最后检测结果,因此溶血标本不宜进行此项检测。
一、保定技术
保定的定义,是指使用手或以器械对动物个体之活动作部分或完全之限制,以便进行检查、
采样、投药、治疗或进行实验操作等之手段而言。保定无疑是进行所有动物实验前的基本步
骤,但在进行实验的过程中也需避免使动物产生不必要的伤害,以下为进行实验动物保定时
之重要须知:
(一) 不可将保定装置视为正常之饲养方式。
(二) 不可仅仅为处理或控制上图方便,而恣意使用保定装置。
(三) 在可完成实验目的为前提下,需尽量缩短保定之时间。
(四) 在进行保定之前,应训练动物去适应保定设备与进行保定的人员,保定人员也应预先熟
练保定相关之技术。
(五) 保定期间若动物有受伤或不适之情形时,则应将动物暂时性或永久性移离保定装置,并
进行必要之治疗。
二、大鼠的保定
体型较小、未达120 g的大鼠,可以采用类似保定小鼠的方式。体型较大的大鼠,则应双手
保定,由一人执行保定,一人双手采样或投药。也可以采用保定架保定。抓取大鼠时穿戴橡
胶手套,可以避免因直接接触大鼠所引起的过敏。尽量避免从大鼠的前方来接触他们,可避
免受大鼠咬伤。
1.抓取大鼠时可以握住大鼠尾根部,以此对大鼠进行简单的搬运或移动。不可抓取大鼠尾巴
末端,抓取末端可能会造成大鼠尾巴的脱落。如将大鼠尾巴提起后大鼠剧烈摇晃反抗,不可
突然将抓着尾巴的手放开,大鼠可能会因此而摔伤。
2.由大鼠后方慢慢接近,单手轻握住其胸部,再将其提起,另一手可再抓住其尾根部、两只
后脚或下腹部。抓起后如大鼠剧烈挣扎,可轻微摇晃,大鼠的挣扎会稍微和缓。抓取时避免
将手指至于大鼠嘴巴可及之处,可避免被大鼠咬伤。
3.大鼠保定架
三、大鼠的采血
采血对非专职实验动物从业人员而言,是一门难度颇高的技术。采血的技术只能靠熟能生巧
与细心的摸索正确的手感来精进。采血会造成实验动物较严重的紧迫,因此建议给予适当的
麻醉或镇静,可以有助于采血过程的顺畅。成年大鼠的总血量是20至40 ml,单次采血的
建议量为2至3 ml,放血可得之总血量是8至12 ml。少量采血时可以使用眼角采血、隐静
脉采血、颈静脉采血及尾巴采血,大量采血则采用心脏采血与斩首采血。心脏采血之困难度
较高,且需牺牲动物。除非将动物牺牲,否则所有的采血法皆需确认动物的伤口以完全止血
不在出血后,才可将动物放回PC笼内。
(一)尾部采血:
动物如不麻醉则需以保定器保定。将尾巴置于40℃温水中或以加热灯照射5至10分钟,使
尾巴血管扩张。以23或21G的针头由尾巴左右两侧之尾静脉或腹侧的尾动脉抽血,或仅以
21G的蝴蝶针头插入尾动脉中,确认有血液流出后再以离心管承接。
(二)隐静脉(Saphenous vein)采血:
将动物徒手保定或者将动物塞进适当直径与长度的透明塑料管,藉由固定且紧绷大鼠大腿与
尾巴之间的皮肤来伸直其大腿,剔除大腿外侧之皮毛,即可在踝关节的上下端见到隐静脉,
将剃毛部位以酒精消毒,以23 G的针头刺开隐静脉,以毛细管收集流出之血液,采得足够
之血量后将动物的后脚弯曲以减少开创部位的血流量,再将毛细管内的血液送入微量离心
管,最后再以灭菌棉花直接加压开创部位止血。经过24小时候相同部位可以继续采血。
(三)颈静脉(Jugular vein)采血:
熟练的操作者可以在大鼠清醒时由颈静脉简单的采得血液,动物所受到的紧迫相较于眼角采
血或尾静脉采血,会比较低,但建议初学者先将动物镇静或麻醉后再进行采血。将大鼠保定
后保持腹部朝上、头部朝向采血者,将大鼠的头部保持笔直并将右侧颈部的毛发剔除,沿着
下颚平行于正中线以21 G的针头以极低角度下针,以脖子与肩膀形成的夹角为下针点缓慢
推进,待有血液流入针筒后,再缓慢回抽。抽血完成后通常不会造成出血或血肿。
(四)眼角采血
可麻醉或徒手保定。采血时以巴士德吸管由眼窝前端边旋转边向、向后插入眼窝内静脉丛,
待巴士德吸管可见出血时,倾斜巴士德吸管,使血液流入巴士德吸管中。采血时间尽量缩短
以避免凝血,采血后需注意止血。采血过程不可过于粗暴而伤及眼球或哈氏腺。
(六)心脏采血:
动物需经安乐死或麻醉后才可进行心脏采血,采血结束也需将动物安乐死。将动物仰卧置于
台面,下针的位置位于剑状软骨突下方,约与腹部呈15至30度角向胸腔缓缓推入,一发现
有血液流入针筒,即固定针头开始缓慢抽血。或直接由胸腔下针,由胸腔后端1/3处,自胸
骨左侧缘垂直经刺入肋骨间而达心脏。
(五)斩首采血法:
此法取得之血液因可能会受动物的其它体液污染。将大鼠摇晃或麻醉使其无法动弹,再以强
力的剪刀或断头器将动物斩首后迅速以容器装盛。
四、胃管灌注
胃管灌注能使药剂经胃管直接投入胃中,进行胃管灌注时不可使用一般的针头,需使用经处
理过的球型针头,可避免对动物造成伤害。插入之前需先测量动物由口腔至胃的距离选用适
当长度的胃管,以避免插入胃管时插入过深造成动物胃的伤害,或是插入过浅使灌注物无法
达到胃部。以注射针筒吸取药物,再保定动物,将胃管球型头置入动物口腔中,经喉背滑入
食道到达胃内部,如果在插入过程遇到阻碍,需立即拔出,重新再插入,胃管插入胃后,迅
即注射,注射完立刻拔出胃管。胃管灌注建议的灌注量为20 ml/kg,0.25公斤以上的大鼠仅
能灌注5 ml。
五、注射
大鼠注射建议使用大于23 G的针头,且尽量使用较短的注射针。
(一)肌肉注射:
事先以注射针筒吸取欲注射的剂量。一人保定动物,另一人执行注射。一般注射部位为大腿
后侧肌肉。以酒精消毒注射部位后,以注射针头插入,试着回抽针筒,如有血液或液体回流,
表示不适当,需重新插入。确定针头插入肌肉后,慢慢将药剂推入,推入的速度应避免太快,
以防组织损伤。肌肉注射的建议注射量为1.0 ml/kg,0.5公斤以上的大鼠仅能注射5 ml。
(二)皮下注射:
事先以注射针筒吸取欲注射的剂量。保定动物,注射部位颈部上方皮肤需以酒精消毒。以拇
指与食指将颈部上方皮肤拧起,以针头插入皮肤拧起后产生之凹陷处,试着回抽针筒,如有
血液或液体回流,表示不适当,需重新插入。确定插入正确位置后,缓缓将药剂推入。皮下
注射建议的注射量为20 ml/kg,可分成2至3处区域注射。
(三)腹腔内注射:
事先以注射针筒吸取欲注射的剂量。保定动物,头部朝下腹部朝上,注射针头以30度角插
入腹中线右侧。试着回抽针筒,如有血液或液体回流,表示不适当,需重新插入。
缓缓将药剂推入。腹腔内注射建议的注射量为20 ml/kg。0.25公斤以上的大鼠仅能注射5 ml。
(四)静脉注射:
大鼠一般静脉注射区域为尾根部左右侧之静脉。以保定架保定大鼠,将尾巴置于40℃温水
中或以加热灯照射5至10分钟,使尾巴血管扩张。一手拉直尾巴,以酒精消毒后,由近尾
根10至15 mm处,针头与尾巴呈20至30度角下针,下针时针尖斜面朝上,针尖进入静脉
时会有一瞬间通畅的感觉,若仅插入皮下则会持续感到针尖受阻。建议的静脉注射量为10
ml/kg。0.25公斤以上的大鼠仅能注射2.5 ml。 六、粪便与尿液的收集
(一)代谢笼:以代谢笼单独饲养动物,代谢笼可以定量动物每日摄食之食物与饮水量,又因
其能将粪尿分离,所以也能定量每日动物之排份与排尿量。
(二)直接采集:小型囓齿类动物通常在有人接触时,就会因惊吓而排便或分泌尿液,故可在
保定时,同时采集尿液与粪便。
(三)导尿管:雄性之天竺鼠或兔子可以使用外径0.5 mm的导尿管收集尿液,但除非非常了
解这些动物的泌尿生殖解剖构造,否则很难应用于同种之雌性动物。
按人与各种动物以及各种动物之间用药剂量换算
表 动物与人体的每公斤体重剂量折算系数表
折算系数W
A 组 动 物 或 成 人
小鼠 0.02kg 大鼠 0.2kg 豚鼠 0.4kg 兔 1.5kg 猫 2kg 犬 12kg 成人
60kg
B
种
动
物
或
成
小鼠20g 1.0 1.6 1.6 2.7 3.2 4.8 9.01
大鼠0.2kg 0.7 1.0 1.14 1.88 2.3 3.6 6.25
豚鼠0.4kg 0.61 0.87 1.0 1.65 2.05 3.0 5.55
兔1.5kg 0.37 0.52 0.6 1.0 1.23 1.76 2.30
猫2.0kg 0.30 0.42 0.48 0.81 1.0 1.44 2.70
犬12kg 0.21 0.28 0.34 0.56 .068 1.0 1.88
人 成人60kg 0.11 0.16 0.18 0.304 0.371 0.531 1.0
已知A种动物每kg体重用药量,欲估算B种动物每kg体重用药剂量时,可先查第422页表3,找出
折算系数(W),再按下式计算:
B种动物的剂量(mg/kg)=W×A种动物的剂量(mg/kg)
例如,已知某药对小鼠的最大耐受量为20mg/kg(20g小鼠用0.4mg),需折算为家兔量。查A种动物
为小鼠,B种动物为兔,交叉点为折算系数W=0.37,故家兔用药量为0.37×20mg/kg=7.4mg/kg,1.5kg家兔
用药量为11.1mg。
SD大鼠(9周龄)各脏器重量
序号 组织 雄性重量(g) 雌性重量(g)
1 心 1.19 1.02
2 肝 12.78 7.49
3 脾 0.67 0.58
4 肺 1.92 1.29
5 肾 3.44