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小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
一、实验目的本实验旨在通过实际操作，掌握常用动物实验的基本步骤和技术，包括动物抓取、固定、编号、给药、取血、麻醉、绝育和解剖等。
通过这些操作，深入了解实验动物在科学研究中的应用，提高实验操作技能，为后续的科研工作打下坚实的基础。
二、实验材料与器材动物：小鼠器材：1. 鼠笼2. 天平3. 注射器4. 灌胃针5. 止血钳6. 手术剪7. 平皿8. 托盘9. 烧杯若干10. 固定器11. 耳钉钳12. 麻醉剂13. 绝育工具三、实验方法1. 抓取与固定（1）抓取：右手抓住小鼠尾巴，左手从小鼠身体后部向前抓，抓住小鼠颈部。
固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。
左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。
（2）固定：使用固定器进行固定。
将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。
2. 编号编号方式有两种：剪脚趾编号和打耳钉编号。
（1）剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。
（2）打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。
实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。
3. 给药常用的给药方式有：（1）口服给药：即灌胃。
将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针需提前消毒），将小鼠固定后，将灌胃针插入小鼠口腔，缓慢注入药物溶液。
（2）腹腔注射给药：将注射器装入药物溶液，消毒后，将小鼠固定，在腹股沟处找到腹腔注射点，用注射针头插入腹腔，缓慢注入药物溶液。
4. 取血常用的取血方法有：（1）眼眶取血：将小鼠固定，用手指轻轻按压小鼠眼眶，使血液流出，用吸管吸取血液。
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
常用实验动物的实验基本操作技术第一节常用实验动物的生物学特征1．蛙（或蟾蜍）的生物学特点是什么？主要用于哪些实验？属于两栖变温动物，皮肤光滑湿润，有腺体无外鳞。
蛙的心脏有两个心房，一个心室，心房与心室区分不明显，动静脉血液混合，有冬眠习性。
生存环境比哺乳动物简单，在机能学实验中有多种实验选择该动物。
如：①离体蛙心实验，常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。
②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能，以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。
③缝匠肌可用于记录终板电位。
脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。
在临床检验中，可用雄蛙作妊娠反应实验。
2．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。
它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。
在机能学实验中常选用该动物。
故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。
3．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。
大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。
大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。
大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。
药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
4．豚鼠生物学特征是什么？主要用于哪些实验？豚鼠性情温和，胆小，饲养管理方便，可群养。
豚鼠耳蜗管发达，听觉灵敏，存在可见的普赖厄反射（听觉耳动反射），乳突部骨质薄弱。
豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。
能耐受腹腔手术，使用于肾上腺机能的研究。
其自身不能制造维生素C，是研究实验性坏血症的唯一动物。
5．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行性和嗜睡性。
它主要利用呼吸散热维持体温平衡，耐冷不耐热，厌湿喜干。
家兔广泛应用于医学研究中。
由于兔耳血管丰富，耳静脉表浅，易暴露，是静脉给药及采血的最佳部位。
兔的减压神经在颈部与迷走交感神经分开走行而自成一束，常用于研究减压神经与心血管活动的关系。
家兔的体温调节较稳定，反应灵敏，常用于发热研究和热源试验，是药品质控中热源检查的指定动物。
家兔对组织胺不敏感，不发生呕吐，因此不适用于组织胺过敏性休克、催吐和镇吐药物的研究。
6．猫生物学特征是什么？主要用于哪些实验？：猫天生谨慎而神经质的动物。
反应灵敏，喜爱孤独而自由地生活，喜居明亮干燥处。
猫循环系统发达，血管坚韧，血压稳定，对降压物质反应特别敏感，是药品质控中降压物质检查的指定动物。
还可做去大脑僵直、姿势反射和虹膜反应以及呼吸、心血管反射的调节实验等。
7．狗生物学特征是什么？主要用于哪些实验？狗品种繁多，个体差异大。
听、嗅觉灵敏，反应敏捷，对外界环境适应能力强，易驯养，经过训练后能很好地配合实验。
狗在基础医学研究和教学实验中是最常用的实验动物之一。
常用于心血管系统、脊髓传导、大脑皮层功能定位、条件发射、内分泌腺摘除和各种消化系统功能的实验研究。
特别适用于实验外科学的研究，是临床探索新的手术方法和观察手术疗效的首选实验动物。
第二节医学机能学实验基本操作技术1．实验常用动物的选择和准备（1）在医学实验中最常用的动物有哪些？选择动物的原则是什么？在机能学实验中最常选用的哺乳类、两栖类动物有兔、狗、猫、大鼠、小鼠、豚鼠、蛙等。
实验动物的选择首先根据实验的目的和要求、动物的特点（生理特点和对某些药物反应的敏感性）以及一些实际情况（如动物来源如何、饲养管理条件、经费等）。
在实验动物的选择上，必须注意三点，即动物的种类、品系和个体差异，如果选用动物不当，会出现与人类药效不符的现象，因此必须选用最适宜的动物进行实验。
为了获得理想的实验结果，就要选择健康动物进行实验，动物的健康状态可以从动物的活动情况、外观来加以判断，如狗、猫、兔、大鼠、小鼠等。
当动物有病时，常表现为精神不振、行动迟缓、毛发蓬乱无光泽、鼻部皮肤干燥并流鼻水、眼有分泌物等。
进行慢性实验时应选择年轻健壮的雄性动物，因年老动物的耐受力差，术后不易恢复，故不大选用。
一般在实验前12小时禁食，可饮水。
慢性实验应提前数周将动物放到实验室，让动物进行熟悉和适应环境，为实验前做好一切准备工作。
实验者术后要耐心细致的观察动物的一切状况（包括动物的活动及进食情况），最好亲自护理和喂养。
（2）动物实验的常用方法有哪些？动物实验方法已成为医学科学研究和实验教学及相关学科研究中不可缺少的重要手段。
动物的实验方法是多种多样的，在医学的各个学科领域内都有其不同的应用，但基本的实验方法则是共同的，⑴如健康动物的识别、选择、抓取、固定、麻醉、动物分组、编号、脱毛、给药、采血、取尿、急救、处死、尸检等，不论从事何种课题的医学研究都涉及到这套实验动物基本操作方法。
⑵动物实验按机体水平不同可分为整体实验和离体实验。
还可进一步具体分为分子、亚细胞、细胞、组织、器官、整体动物和无损伤动物等水平的实验。
按动物时间的长短则可分为急性实验和慢性实验。
⑶按学科的实验方法可分为生理学的动物实验方法，病理生理学的动物实验方法，药理学的动物实验方法，病理解剖学、组织学的动物实验方法等。
（3）如何合理选择实验动物和充分利用动物？在医学研究中合理地选择好实验动物是非常重要的，不同的实验有不同的目的要求，而各种动物又有自己的生物特点和解剖生理特征。
如果选择得当，则可用少量的人力、动物和时间，以最小的代价最大限度地获得可靠的实验结果。
否则，不仅造成不必要的浪费，更严重的是会影响实验结果的判断。
因此应选择那些结构、机能、代谢和人类相似的动物进行实验。
大型灵长类动物数量少，价格昂贵，不易获得，而且遗传和微生物控制较困难，一般在医学实验中较少使用，而用一般动物替代。
如：狗具有发达的血液循环和神经系统，消化过程与人相似，适用于作营养学、毒理学、生理学及实验外科学研究。
两栖类的蛙和蟾蜍，大脑很不发达，和人类相差甚远，当然不能用于高级神经活动的研究，进行简单的反射弧试验，选用蛙很合适，因为最简单的反射中枢位于脊髓，而蛙的脊髓已发展到适合该实验要求的阶段，结构简单，容易分析，而高等动物的反射弧复杂而难于分析。
兔的主动脉神经（减压神经）自成一束，多用于减压反射或减压神经放电实验。
豚鼠耳蜗较发达，常用于引导耳蜗微音器电位。
大鼠、狗、猫的心脏比兔心更强更持久，所以常用于血流动力学及冠状循环的研究。
为了充分利用好动物，节省经费，可在不影响实验结果的情况下，在同一动物身上进行不同的实验内容。
如：用兔取心脏、小肠分别做离体灌流实验。
胸内负压与呼吸运动调节，膈神经放电实验可先后结合起来。
皮层诱发电位与大脑皮层运动机能定位及去大脑僵直实验可结合起来。
在同一只蛙上可先做期前收缩或代偿间歇实验，再做蛙心起搏点观察。
2．实验动物的捉持与固定. 正确的捉拿固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。
（1）如何正确捉拿及固定狗？对于未经驯服的犬，需先用特制铁钳夹住头颈将其按倒，以绳索捆扎犬嘴。
绑嘴时，绳带先从嘴角绕至鼻上方打一结，再将绳带绕到嘴下方打一结，然后将绳带拉到耳后颈部打结固定，方可给药。
对于已经驯养的犬，不易用铁钳夹头，实验者先对其爱抚，逐渐接近动物，给狗带好嘴罩固定，分别把狗的四肢（右上右下，左上左下）用带子捆绑好，然后开始麻醉。
首先将狗放到解剖台上，把颈部拉直固定好头部，取绳索用其一端分别绑在前肢的腕关节上部和后肢的踝关节上部，绳索的另一端分别固定在实验台同侧的固定钩上。
固定两前肢时，亦可将两根绳索交叉从狗的背后穿过，分别绑在实验台两侧的固定钩上。
（2）如何正确捉拿及固定家兔？家兔比较驯服不会咬人，但脚抓较尖，应避免抓伤。
首先右手抓住兔的颈背部皮肤，轻轻提起，左手托起臀部，使兔成坐位姿势，切忌捉拿双耳。
把兔放入固定器内，开始麻醉。
将麻醉好的家兔取仰卧位，用一根棉绳的一端打个活节套牵引兔的两只上门齿，另一端栓在手术台前端的铁柱上。
四肢固定方法参照狗的四肢固定法。
（3）如何正确捉拿及固定猫？捉持猫时应带手套，注意防止被其抓伤，将猫装在布袋内，然后逐渐收缩布袋，将猫推到袋角按住头部和躯体，隔着布层作腹腔内注射麻醉。
猫的头部和四肢固定方法可参照兔的固定方法进行。
（4）如何正确捉拿及固定大白鼠？以防大鼠在惊恐或激怒时咬伤手指，捉拿时最好带上防护手套，右手抓住鼠尾立即提起，放在易攀抓的粗糟面上，用左手拇指和食指抓住其两颊及后枕部皮肤，充分固定慎防咬伤，其余手指握住整个鼠体，注意握力不要太大，以免大鼠窒息死亡。
然后将其腹部向上，作腹腔麻醉，最后固定。
（5）如何正确捉拿及固定小白鼠？小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。
抓取时先用右手提起鼠尾，放在鼠笼盖上或易攀抓的粗糟面上，将鼠尾向后轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糟面，迅速用左手拇指及食指沿其背向前捏住两耳和头颈部皮肤，将小鼠尾巴夹在无名指、小指和手掌之间。
（6）如何正确捉拿及固定蛙？实验者左手食指和中指夹住蛙两前肢，无名指和小指夹住两后肢，拇指触摸枕骨大孔位置，右手持探针刺入枕骨大孔，破坏脑脊髓。
在抓取蟾蜍时，应注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液喷出射进眼中。
（7）如何正确捉拿及固定豚鼠？豚鼠较为胆小易惊，所以在抓取时，必须稳、准和迅速。
抓取幼小豚鼠时，用两手捧起来，成熟动物则用右手大把抓起来，用手固定，方法是先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部。
也可用固定器固定豚鼠或将豚鼠四肢固定在木板上。
3．实验动物被毛的去除动物的被毛常能影响实验操作和实验结果的观察，因此实验中常需去除或剪短动物的被毛，有时需标号或区别动物也需剪毛或脱毛。
常用的去毛方法有剪毛、拨毛和脱毛三种。
（1）何谓剪毛法？如何进行？剪毛法是急性实验中最常用的方法。
将动物固定好，用剪刀紧贴动物皮肤将所需去毛部位的被毛剪去。
必要时可用拇指和食指拉紧皮肤剪毛，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。
剪下的被毛集中在一个容器内，容器内加水以防剪下的毛乱飞，勿遗留剪下的毛在手术部位或实验环境中，以免剪下的毛影响实验。
（2）何谓拔毛法？如何进行？拔毛法为用拇指和食指将所需部位皮毛拔出，兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小鼠作尾静脉注射时常用此法。
也可用胶布或医用橡皮膏在去毛部位反复轻贴轻拉去毛。
此方法简便，但毛囊易受损。
（3）何谓脱毛法？如何配置脱毛剂？采用化学脱毛剂将动物被毛脱去。
此种方法常用于大动物无菌手术，观察动物局部血液循环或其他各种病理变化。
