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大鼠脑缺血再灌注损伤模型造模方法
方法简述：
体重230-260g雄性SD大鼠，禁食，自由饮水，麻醉，颈部去皮，仰卧位固定，颈正中线切口，沿胸锁乳突肌内缘分离肌肉和筋膜，分离左侧颈总动脉(CCA)、颈外动脉(ECA) 和颈内动脉(ICA)，在CCA 远心端和近心端及ECA处挂线备用。
用微动脉夹暂时夹闭ICA，然后近心端结扎CCA、ECA。
然后在距CCA分叉部4mm处剪一小口，将栓线插入到ICA, CCA远心端的细线轻轻系牢栓线，用眼科镊轻推栓线，从血管分叉处开始算距离，当插入深度在18mm时，结扎固定好栓线及ECA血管，后拔除栓线至ECA，再次扎紧ECA，缝合，术后给予青霉素抗炎。
注意事项：
1. 保温:60W白炽灯高度为37cm，直接照射能使肛温保持在37℃。
2. 推栓线时，要将血管放松至原来状态,且保证标记点在分叉处。
3. 栓线事先剪好。
4. 栓线不能在血管里反复进退，否则极容易造成蛛网膜下腔出血。
5. 插入线栓要轻柔熟练，速度尽可能快，以避免时间长了血管内血栓形成。
第一部分 线栓模型制作1、实验器材（从左到右）：第一行：干棉球、酒精棉球、10％水合氯醛＋注射器、碘伏＋棉签第二行：三种不同粗细的鱼线（鱼线最好在2.0、2.5mm处各用记号笔作好标记，便于观察进入距离）、弯盘内为手术器材第三行：记号笔、自制拉钩（皮筋+曲别针＋大头针）2、麻醉：可用饮料瓶自制捕鼠器（适用于不敢手抓大鼠的），用于打麻药，根据大鼠的重量选择不同粗细的饮料瓶（太粗了大鼠可在瓶中回头）。
效果图3、麻倒后绑在手术台上。
4、剪去颈前的鼠毛，碘伏消毒。
5、沿经部正中切开皮肤。
说明：切开皮肤前最好将结扎动脉的线事先剪好（后面会用到）。
6、钝性分离皮下组织。
如图：大鼠腹侧可见事先剪好的结扎线。
7、分离到气管前肌后，沿右侧胸锁乳突肌腱向下分离，见到颈动脉鞘后可上拉钩。
8、分离动脉鞘。
如图：分离好后见光滑的颈总动脉。
9、分离出颈总、颈外、颈内动脉，结扎颈总、颈外动脉，注意中间那根线不要系紧，用来插鱼线时防止出血的。
10、夹闭颈内动脉，用眼科剪将颈总动脉剪一小口。
11、插入鱼线，鱼线进入颈内动脉后按图中注释方法插（成功率在90%以上）。
说明：（1）这一步鱼线选择是关键，根据大鼠重量（作的多了后根据动脉粗细就可选择了）选鱼线。
我们的经验是：250g以下的选0.26mm的线，250-300g的选0.26mm蘸腊的或0.28的都可以。
（2）如果遇到鱼线怎么也查不进去的情况，可让大鼠休息一会，换细点的鱼线再试，这种情况不一定都是进到翼腭动脉了，我曾解剖过4例这种情况的大鼠，有三例都是在如颅的地方卡住了，可惜我们手里没有0.24mm的鱼线。
（3）通过实践，我们认为结扎或夹闭翼腭动脉没有必要，按我们的方法，熟练的话，从切开到缝合完毕也就是15分钟，算上准备工作（如麻醉、消毒等）半小时也可以搞定了，这样一上午两人作10只大鼠不成问题。
（4）我们体会最好用蘸腊的鱼线作模型，好处是进线深度控制的好，不容易出现蛛网膜下腔出血。
线栓法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的体会简超君;何荣芝;谈杰超;陈永林;许宏展;杨梅娟;林嘉聪;古素雅;伍惠仪;陈盛强【期刊名称】《现代医院》【年(卷),期】2011(11)3【摘要】目的详细说明建立一种操作简便、稳定可靠的局灶性脑缺血再灌注模型的方法与注意事项.方法 24只雄性SD大鼠随机分两组(模型组和假手术组).参照并改进Koizumi及Zea-Longa 腔内线栓法制备大脑中动脉阻断(MCAO)模型.结果模型组大鼠神经缺陷体征明显,梗死灶明显,梗死部位较恒定;假手术组脑组织结构完整,未见缺血性改变,TTC染色无梗死灶.结论用线栓法制备局灶性脑缺血再灌注模型是成功的.【总页数】3页(P18-20)【作者】简超君;何荣芝;谈杰超;陈永林;许宏展;杨梅娟;林嘉聪;古素雅;伍惠仪;陈盛强【作者单位】广州医学院第二临床学院,麻醉学系,广东广州,510260;广州医学院第二附属医院,广东广州,510260;广州医学院第二临床学院,麻醉学系,广东广州,510260;广州医学院第二临床学院,麻醉学系,广东广州,510260;广州医学院第二临床学院,麻醉学系,广东广州,510260;广州医学院第二临床学院,麻醉学系,广东广州,510260;广州医学院第二临床学院,麻醉学系,广东广州,510260;广州医学院第二临床学院,麻醉学系,广东广州,510260;广州医学院第二临床学院,麻醉学系,广东广州,510260;广州医学院第二附属医院,广东广州,510260【正文语种】中文【相关文献】1.线栓法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的实践探讨2.线栓法制备SD大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的实践与评价3.改良线栓法制备SD大鼠局灶性脑缺血再灌注模型研究4.线栓法制备SD大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的实践与评价5.线栓法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的改进与体会因版权原因，仅展示原文概要，查看原文内容请购买。
全脑缺血再灌注动物模型建立方法引言全脑缺血再灌注是一种临床上常见的危重症，常见于心脏骤停、溺水等情况下，出现全脑缺血缺氧，随后通过复苏措施进行再灌注。
建立全脑缺血再灌注动物模型对于深入研究相关疾病的发病机制，评估治疗方法具有重要意义。
本文将介绍一种常用的全脑缺血再灌注动物模型的建立方法。
动物模型选择建立全脑缺血再灌注模型时，主要选择小鼠或大鼠作为实验动物。
一般情况下，小鼠更为常用，因其易于操作、成本较低，且其脑血管结构与人类相似，因此具有较高的可比性。
对于大鼠，其相对较大的体积能够更好地模拟人体情况，但操作相对较为复杂。
手术操作准备在进行全脑缺血再灌注动物模型的建立前，需要进行手术操作的准备工作。
首先需要进行动物的麻醉和固定，确保手术操作的安全性。
其次需要准备全脑缺血再灌注模型所需的仪器和设备，包括导管、监测仪器等。
在手术操作前，还需要对实验动物进行术前处理，包括禁食、定时给予抗生素等。
手术操作步骤1. 麻醉和固定：将实验动物置于麻醉箱内，使用合适的麻醉药物使其达到麻醉状态。
随后将其固定在手术台上，以确保手术操作的稳定性。
2. 手术部位暴露：在麻醉状态下，对实验动物进行皮肤消毒，随后进行手术部位的切开，暴露出颅骨表面。
3. 血管结扎：通过显微外科手术操作，对实验动物的颅骨表面的动脉和静脉进行结扎，以模拟全脑缺血的状态。
4. 缺血时间控制：根据实验设计的需要，控制全脑缺血的时间，一般为15至20分钟。
5. 再灌注：在全脑缺血一定时间后，通过解开血管结扎，使血液重新灌注至大脑。
6. 术后处理：对实验动物进行术后处理，包括给予液体、保暖、饲养等。
检测指标和评价方法建立全脑缺血再灌注模型后，需要对实验动物进行一系列的检测和评价，以评估其神经功能恢复情况。
常用的评价指标包括神经行为学评分、脑组织病理学检测、神经元凋亡检测、脑组织炎症因子检测等。
通过对这些指标的检测和评价，可以全面地评估全脑缺血再灌注模型的建立效果，为后续的实验研究提供可靠的依据。
全脑缺血再灌注动物模型建立方法一、引言脑缺血再灌注模型是研究脑缺血再灌注损伤的重要手段，对于深入理解缺血性脑损伤的病理生理机制，探索新的治疗方法具有重要意义。
本文将详细介绍全脑缺血再灌注动物模型的建立方法。
二、准备工作1. 实验动物：选择健康成年小鼠、大鼠或兔，确保其无疾病、无遗传性疾病。
2. 设备：准备好手术器械、显微镜、止血钳、无创血压计、冰冻浴盆、恒温湿毛巾等。
3. 药物：准备适量麻醉剂、抗生素、输液用品等。
三、全脑缺血模型的建立1. 麻醉：使用麻醉剂对实验动物进行全身麻醉。
2. 暴露手术部位：对实验动物进行全身消毒，打开腹腔，暴露手术部位。
3. 制作全脑缺血：使用特制的夹子将实验动物的脑血管夹闭，制造全脑缺血。
具体夹闭部位和时间需要根据实验需求进行调整。
四、再灌注过程的控制1. 解除血管夹闭：缺血时间结束后，缓慢解除血管夹闭，恢复血流。
2. 观察再灌注情况：在再灌注过程中，密切观察实验动物的神态、行为变化，以及脑部颜色、肿胀等情况。
五、模型评估与结果记录1. 评估再灌注效果：再灌注过程结束后，评估实验动物的全脑缺血再灌注效果，记录相关数据。
2. 观察病理变化：对实验动物的大脑组织进行病理学检查，观察缺血再灌注损伤后的病理变化。
3. 结果记录与分析：将观察到的结果进行记录，并对结果进行分析，为后续研究提供基础数据。
六、注意事项1. 麻醉剂的使用要适量，避免对实验动物造成过大的伤害。
2. 手术过程中要保持无菌操作，避免感染。
3. 制作缺血模型时，要确保夹闭的血管部位准确，时间适当，避免影响实验结果。
4. 再灌注过程要缓慢，确保血流的恢复不会对实验动物造成过大的刺激。
5. 病理学检查要取样准确，切片处理要规范，确保检查结果的准确性。
七、总结本文详细介绍了全脑缺血再灌注动物模型的建立方法，包括准备工作、缺血模型的建立、再灌注过程的控制和结果记录等。
该模型可用于研究脑缺血再灌注损伤的病理生理机制和探索新的治疗方法。
线栓法制备大鼠脑缺血再灌注模型的方法研究马贤德1孙宏伟1 柴纪严1 赵金茹1（1 辽宁中医药大学，辽宁沈阳 110032；）摘要①目的建立一种比较系统，操作简单，成功率高的大鼠大脑中动脉缺血(MCAO)再灌注动物模型，达到只要读者根据本文所述的方法操作就能制作出MCAO再灌注模型的目的。
②方法成年健康雄性 SD大鼠40只，参照Longa法并适当改进建立MCAO模型20只，假手术组20只。
本文将详细叙述手术过程以及再灌注时间点的合理选择。
最后利用行为学测试、四氮唑(TTC)染色对模型成功与否进行判定。
③结论线栓法是一种操作简单的制备MCAO 再灌注动物模型的方法，并且此方法的再灌注效果较为明显。
关键词动物模型；脑缺血；再灌注；线栓法Establishment a model of rat ischemia-reperfusion injury with intraluminal sutureMa Xian-de1 Sun Hong-wei1 Chai Ji-yan1 Zhao Jin-ru1(1.Liaoning University of Chinese Traditional Medicine, Shenyang, 110032) Abstract: Objective To establish a model of rat ischemia-reperfusion injury, in terms of the model, the operation will be simple, and the achievement ratio will be high. Methods: 40 Male Sprague-Dawley ( SD ) rats were separated into two groups randomly: 20 were model of rat ischemia-reperfusion injury based on Longa method, and the other 20 were sham-operated group. The process of the operation and the selection of different time point following ischemic-reperfusion were discussed in the paper. What’s more , the model was appraised by behavioral test and Triphenyl Tetrazolium Choloride（TTC）Staining. Conclusion: The operation of intraluminal suture method is very simple for the establishment of model of rat ischemia-reperfusion, what’s more, the effect of reperfusion is very obvious.Key words: Animal Model, ischemia, reperfusion, intraluminal suture脑缺血再灌注动物模型是研究缺血性脑血管病的一条重要途径，因为脑缺血再灌注动物模型具有很好的重复性并能最大程度模拟人类缺血性卒中的发生。
《丁苯酞预处理对脑缺血再灌注损伤大鼠的神经保护作用及机制研究》篇一一、引言脑缺血再灌注损伤是临床常见的神经系统疾病，其发病机制复杂，治疗难度大。
丁苯酞作为一种药物，已被广泛用于缺血性脑血管病的治疗。
然而，关于丁苯酞预处理对脑缺血再灌注损伤大鼠的神经保护作用及其机制的研究尚不够深入。
因此，本研究旨在探讨丁苯酞预处理对脑缺血再灌注损伤大鼠的神经保护作用及潜在机制，以期为临床治疗提供理论依据。
二、材料与方法1. 实验动物与分组本实验选用健康成年SD大鼠，随机分为四组：正常对照组、模型组、丁苯酞预处理组和药物对照组。
2. 脑缺血再灌注模型制备采用线栓法制备脑缺血再灌注模型。
3. 丁苯酞预处理及给药方法在缺血前对丁苯酞预处理组和药物对照组进行丁苯酞预处理及给药。
4. 检测指标与方法通过神经功能评分、脑组织病理学检查、免疫组化等方法，观察各组大鼠的神经功能恢复情况、脑组织损伤程度及相关蛋白表达情况。
三、实验结果1. 神经功能评分与模型组相比，丁苯酞预处理组大鼠的神经功能评分明显改善，表明丁苯酞预处理有助于改善大鼠的神经功能。
2. 脑组织病理学检查脑组织病理学检查显示，丁苯酞预处理组大鼠的脑组织损伤程度较轻，脑水肿程度较低。
3. 免疫组化结果免疫组化结果显示，丁苯酞预处理可上调/下调相关蛋白的表达，如抗凋亡蛋白Bcl-2、促凋亡蛋白Bax等。
这表明丁苯酞预处理可能通过调节这些蛋白的表达来发挥神经保护作用。
四、讨论本研究表明，丁苯酞预处理对脑缺血再灌注损伤大鼠具有显著的神经保护作用。
这可能与丁苯酞预处理能够调节相关蛋白的表达、减轻脑组织损伤、改善神经功能有关。
此外，丁苯酞预处理的机制可能涉及抗凋亡、抗炎等多种生物学过程。
然而，关于丁苯酞的具体作用机制仍需进一步研究。
五、结论本研究通过实验证实了丁苯酞预处理对脑缺血再灌注损伤大鼠具有神经保护作用，并初步探讨了其潜在机制。
这为丁苯酞在缺血性脑血管病的治疗提供了理论依据，为进一步研究丁苯酞的作用机制及临床应用提供了参考。
脑缺血模型实验的建立1.小鼠急性脑缺血模型的建立[1,2]1.1方法：昆明小鼠，60只，雌雄各半，分成6组每组10只。
分别为模型组,假手术组,阳性对照组，受试药高、中、低剂量组。
阳性对照组每天腹腔注射舒血宁注射液5．2ml／kg，假手术组及模型组腹腔注射等剂量的生理盐水，受试药高、中、低剂量组分别腹腔注射等量的相应药物，连续给药5d。
于末次给药30min后．各组小鼠用乙醚麻醉，暴露双侧颈总动脉及迷走神经，并用细手术线结扎该动脉及神经．缝合皮肤．假手术组除不结扎血管神经外均同于受试药组。
小鼠结扎10min后立即断头取脑（保留大脑及间脑），称重。
用4℃生理盐水冲洗．并用4℃生理盐水制成10％的脑组织匀浆（约取0.1或0.3g）。
此匀浆液4℃3000r／min离心10min，取其上清液。
1.2观察指标：（脑指数=脑湿重/体重×100%）、小鼠脑组织匀浆中LDH、SOD、MDA活性和Ca2=-ATPase、Na=-K=- ATPase的含量。
2．线栓法建立MCAO脑缺血模型的建立[3,4]2.1方法：SD大鼠120只，雄性，分成6组每组20只。
分别为模型组,假手术组,阳性对照组，受试药高、中、低剂量组。
阳性药物组及受试药物组每天腹腔注射(ip)给药1次．连续给药3d，术后持续给药3d后处死。
假手术组及模型组术前3d及术后3d给予腹腔注射生理盐水。
MCAO 脑缺血模型制备：各组大鼠用10%水合氯醛（0.4-0.5ml/100g）腹腔注射麻醉，大鼠固定于手术台上，颈部正中作2cm长切口，逐层暴露左侧颈总动脉（CCA）、颈内动脉（ICA）、颈外动脉（ECA）。
在ECA深面穿二条细线，近心端打一活结，并推向ECA根部，远心端结扎ECA及其分支，分离ICA主干至翼腭动脉（PPA），并在其根部小心结扎PPA，同时夹闭CCA，在ECA残端剪0.2mm小口，然后将用浓度为2.4×106/L肝素钠溶液浸泡好的栓线（4-0尼龙线）插入，轻推尼龙线尾端经CCA分叉部沿ICA入颅，至大脑前动脉（ACA）（约19～20mm），再往回拉约2mm 即至大脑中动脉口，以阻断大脑中动脉（MCA）及颅内反流来源的血流。
脑缺血动物模型具体步骤及详细方法原型物种人来源脑缺血再灌注（MCAO线栓法）模式动物品系Balb/c 小鼠，SPF级，雄性，健康，体重25g~30g实验分组随机分组：对照组，模型组，阳性药物组和药物组，每组15只实验周期24 hours, 3 days or 7 days建模方法1. 3%戊巴比妥钠麻醉小鼠，颈部备皮，消毒，插入肛温探头，保持体温在37±0.5℃。
2. 颈部正中切口，暴露右侧颈总动脉，颈内动脉和颈外动脉。
使用7-0丝线在距离颈总动脉分叉2mm处结扎颈外动脉远心端，在颈外动脉穿入另一根7-0丝线，在靠近颈总动脉分叉处打一个活结。
3. 使用动脉夹夹闭颈总动脉。
在距离颈总动脉分叉处1.5mm处的颈外动脉上剪一个小口，将一根头端处理过的0.18mm直径的尼龙线从小口中插入，进入颈内动脉，并向内插入大脑中动脉，尼龙线的插入深度距离颈总动脉分叉处约9±1mm。
4. 缺血后60min拔掉线栓，用7-0丝线结扎外动脉近心端，用5-0丝线缝合颈部伤口，活力碘消毒伤口，将小鼠放在加热垫上，待清醒后放入恒温抚养箱饲养。
5. 术后24h，对小鼠进行神经功能评分，然后麻醉小鼠，取大脑进行TTC染色和病理染色。
应用疾病模型1.神经功能缺失体征评分参考Longa及Bederson的5分制法在动物麻醉清醒后24h进行评分，分值越高,说明动物行为障碍越严重。
0分:无神经损伤症状1分:不能完全伸展对侧前爪2分:向对侧转圈3分:向对侧倾倒4分:不能自发行走,意识丧失2.TTC染色麻醉小鼠后，取小鼠脑组织，放入-20℃冰箱冷冻30min。
用PBS配置1% TTC（W/V），37℃水浴至TTC溶解，将冻好的脑组织切片，置于10ml TTC 溶液中，37℃恒温孵育10min。
不时翻动脑片，使组织均匀染色。
正常脑组织染色后呈鲜红色，而梗死区呈苍白色。
取脑后用4%多聚甲醛溶液固定，蔗糖溶液脱水后，经OCT包埋做冰冻切片，切片10um，做尼氏染色，可做梗死面积的评价。
大鼠脑缺血再灌注模型的建立首席医学网2009年10月27日16:34:55 Tuesday医师杂志征稿急救医师学术年会冠心病诊疗研讨会网站运营核心论文年内发表泌尿外科主任研讨世界神经内镜大会内蒙中医药超值牙科管理课程世界糖尿病大会神经病学国际论坛心血管介入研讨会欧洲放射学年会美国骨科年会中医药学术大会作者：先雄斌杨朝鲜作者单位：(泸州医学院神经生物学研究室，四川泸州646000)【关键词】脑缺血/再灌注;模型脑血管病具有发病率高、致残率高、死亡率高、复发率高和并发症多的特点，是中、老年人致死和致残的主要疾病。
缺血性脑血管病约占全部脑血管病人的70%～80%。
因此建立稳定的、可重复、损伤小的大鼠脑缺血再灌注模型具有极其重要的价值。
以往模型的建立〔1，2〕均缺乏详细操作过程及各操作细节的注意要点，因而建模的重复性和成功率相对较低。
本文成功制备了大量SD大鼠局灶性脑缺血再灌注模型，现介绍如下。
1 对象与材料1.1 实验动物的选择由于SD大鼠具有成本低、种系纯合性好、抗感染能力较强，与人类的脑血管解剖相似,以及与Wistar大鼠比较,SD大鼠可见恒定的顶颞皮质梗死灶，梗死体积大于Wistar大鼠，变异较小，周边不完全坏死区(半暗带)所占体积明显小于Wistar大鼠等优点〔3〕,因此本文采用成年SD大鼠(第三军医大学实验动物中心),清洁级，体重250～320 g，雌雄不限。
1.2 器械和药品线剪1把、眼外科剪2把、弯镊4把、4#手术缝线、6×17三角形缝针、0.2 mm直径的尼龙线、游标卡尺1把、持针钳1把。
多聚 L 赖氨酸、戊巴比妥钠、速尿(20 mg/支)、硫酸庆大霉素(80 mg/支)等。
1.3 阻塞线的制备把0.2 mm直径的尼龙盘线剪成6 cm每段，一端靠近酒精灯火焰加热，并放于显微镜下观察，要求末端成光滑球面且直径不要大于0.30 mm。
过大者可能造成较难通过颈静脉孔，不光滑者可能刺破血管，导致蛛网膜下腔出血，且可引起血小板聚集和血栓形成，导致微血管循环的逐渐恶化。
线栓法大鼠MCAO模型制作的要点及经验总结林军;李艳芳;李冲;蒙兰青【摘要】大鼠大脑中动脉闭塞模型接近于人体活体局灶脑缺血的动物模型而被广泛用于局灶性脑缺血的科学研究,线栓法具有不开颅、易操作、创伤小、重复性好、可准确控制缺血及再灌注时间等优点,是广大研究者制作大鼠局灶性脑缺血模型首选的方法,线栓法大鼠大脑中动脉闭塞模型是目前研究局灶性脑缺血的理想模型.但其成功率仍受很多要素的影响,如大鼠的选择、麻醉剂的选用、线栓的制备、术前准备、手术流程及术后护理等要素均可影响造模成功.【期刊名称】《医学综述》【年(卷),期】2018(024)017【总页数】6页(P3398-3402,3408)【关键词】大脑中动脉闭塞模型;线栓法;经验总结【作者】林军;李艳芳;李冲;蒙兰青【作者单位】右江民族医学院,广西百色533000;右江民族医学院,广西百色533000;右江民族医学院,广西百色533000;右江民族医学院,广西百色533000【正文语种】中文【中图分类】R743.32脑卒中是一种急性脑血管病，具有高发病率、高病残率及高病死率的特点，严重危害患者身心健康，同时给社会造成巨大的负担，临床上分为缺血性和出血性，其中缺血性脑血管病占80%[1]。
因此，建立一种理想的脑缺血动物模型对脑缺血的发病机制、治疗途径等研究具有重要意义。
大鼠因具有与人类相近似的脑血管解剖结构、功能等特点，常被用于复制脑缺血的实验动物模型[2]，由于大脑中动脉(middle cerebral artery,MCA)为缺血性脑血管病的易患部位，故MCA 闭塞(MCA occlusion,MCAO)模型被广泛用于大鼠局灶性脑缺血的研究[3-5]。
线栓法具有不开颅、损伤小、易操作、可重复、可准确控制缺血及再灌注时间等优点，是制作大鼠脑缺血模型首选的方法[5-6]。
线栓法MCAO模型是目前研究局灶性脑缺血的理想模型[7]。
影响线栓法MCAO模型成功率的要素很多，但制模各要素目前尚未能达到统一标准，现就线栓法造模的制作要素予以综述和探讨。
局灶性脑缺血动物模型制作步骤及方法大脑中动脉(Middle cerebral artery, MCA)是人类脑卒中的多发部位，大脑中动脉闭塞(Middle cerebral artery occlusion, MCAO)模型被普遍认为是局灶性脑缺血的标准动物模型，主要方法有线栓法、电凝法、光化学法和血栓栓塞法。
1线栓法(thread occlusion of the middle cerebral artery)(1)复制方法雄性SD大鼠，体重为250～300g。
经腹腔注射水合氯醛(350～400mg/kg体重的剂量)或戊丨巴丨比丨妥丨钠(50～60mg/kg体重的剂量)麻醉，仰卧位固定，剃除颈部毛发，手术区域皮肤常规消毒。
切开右侧颈部皮肤，钝性分离胸锁乳突肌和胸骨舌骨肌，显露右侧OCA及迷走神经。
结扎CCA、颈外动脉(exterial cerebral artery, ECA)及其分支动脉。
分离右侧颈内动脉(interial cerebral artery, ICA)，至鼓泡处可见其颅外分支翼腭动脉，于根部结扎该分支。
在ICA 近端备线、远端放置动脉夹，在ECA结扎点(距颈内、颈外动脉分叉5mm处)剪一小口，将一直径为0.22～0.249mm(4-0号)的尼龙线经ECA上剪口插入。
插入前加热处理使插入端变钝(也可在尼龙线头端用L-多聚赖氨酸涂抹后置肝素中浸泡，使成功率增高，梗塞面积恒定)，并做好进入线长度标记。
扎紧备线，松开动脉夹，将尼龙线经ECA、ICA分叉处送入ICA，向前进入17～19mm时会有阻挡感，说明栓线已穿过MCA，到达大脑前动脉的起始部，堵塞MCA开口，造成脑组织局部缺血。
1～3h后可缓慢退出尼龙线实施再灌注。
(2)模型特点线栓法的优点为：无须开颅，动物损伤小，MCA闭塞效果较为理想，目前该模型被认为是惟一能观察到再灌流的局灶性脑缺血模型，近年来较为常用。
注意点：线选择极为重要，较细时不容易穿到MCA，且缺血不明显；较粗时缺血重，容易造成实验动物的死亡。
线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验(MCAO模型)的经验大脑中动脉阻断(MCAO)模型是神经科学领域中常用的大鼠模型。
其通过阻塞大脑中动脉，模拟人类中风事件，研究其神经生理学和病理学特征。
其中线栓法(MCAO)是最常用的方法之一。
在此分享我们实验室的线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验的经验。
器材和试剂•线栓：0.25 mm 在线自收缩线(ETHICON)•麻醉药品：氯丙嗪(SP)，异丙酚，芬太尼，低温麻醉药戊巴比妥(CooperSurgical)•体外保温罩•50mL离心管，注射器•玫瑰灌注液(Rose Bengal)•激光•带有选定项的二氧化碳激光打印机•小鼠充氧仪实验步骤1. 麻醉和体外保温在实验前，给大鼠注射氯丙嗪50mg / kg和芬太尼0.05mg / kg进行麻醉。
然后将其放在温控加热膜上，在37°C的环境中保持温暖，避免体温下降，影响实验结果。
2. 大脑中动脉的阻断通过颅骨开窗术来暴露左大脑前动脉（MCA）和大脑中动脉（CCA）。
然后将一根0.25mm的ETHICON线栓通过MCA插入CA1段，并通过其向上提拉，直到线栓嵌塞MCA，被阻断的程度可通过检查大鼠是否出现神经功能损伤来估计。
3. 脑卒中检测通过检查神经功能损伤来确定阻断是否成功。
此外，在大脑中动脉阻断模型中，使用玫瑰灌注液作为标记物，使脑组织变为黄色，并用二氧化碳激光打印机将其扫描并记录，以测量阻塞后卒中区域的大小。
4. 恢复当所有实验数据都被记录下来时，位置应该被清理干净，手术区域应该被缝合。
大鼠应该被放回到保暖的笼子中，直到醒来。
在恢复期间，鼠标应以其正常饮食的50％的速度进食。
针头和注射器使用过后应正确处理。
线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验是一个耗时、复杂的实验，但它是研究脑卒中和其他神经疾病的有效模型。
正确执行实验步骤和仔细注意实验细节是保证实验安全和有效的关键。
我们希望通过分享这些实验经验，能够为闵行科学家提供一些有价值的参考建议。
线栓法大鼠脑缺血再灌注模型制备方法Pipilulu目录：第一部分线栓模型制备理论及经验1插线法局灶性脑缺血模型简介2大鼠颈部及颅内动脉解剖及常用插线位置3大鼠大脑中动脉阻断实验的总结和心得（zhuqing0506战友）4 也谈大鼠MCAO模型的实验体会（bladeflyer战友）5 我的做MCAO模型的一些体会（intelligentwang战友）6 线栓法大鼠脑缺血再灌注模型（MCAO）制备技巧（ysf2k战友）第二部分线拴模型制作过程（雨后天晴战友）第三部分灌注取脑（pipilulu战友）第四部分 TTC染色（pipilulu战友）前 言相信不少神经内科的研究生都作过或将要作大鼠线栓模型，都有一个从查文献了解方法到跟师兄、师姐学习再到自己体会摸索直至熟练的过程，在模型制作的过程中可能的经历了从模型不成功的郁闷到熟练后成功的喜悦（我们是有这样的感觉）。
为了缩短各位将要作或刚开始作MCAO 模型的战友的摸索过程，提高模型制作的成功率，我们愿意将自己的经验与大家分享，相信各位战友看过后将对制作大鼠线栓模型有更深的认识，并以其为乐趣，同时欢迎各位熟练的战友与我们交流经验。
第一部分线栓模型制备理论及经验⒈插线法局灶性脑缺血模型简介八十年代Koizumi和Longa创用了不开颅的大鼠MCA可逆性脑梗塞模型，此后，应用插线法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的方法不断改进和完善，已渐趋成熟，目前该法已逐渐取代开颅法而成为最流行的方法。
该模型先阻断颈外动脉（ECA）及其分支，且阻断翼腭动脉（PPA），以切断颅外来源的侧副循环血流。
从ECA插入尼龙线，经颈内动脉（ICA）到大脑前动脉（ACA），机械性阻断大脑中动脉（MCA）发出处的血供来建立大脑中动脉缺血模型。
此模型可在无麻醉状态下拔出尼龙线，恢复血流，实现再灌注。
1994年Huang等[55]首次将线栓技术应用于小鼠局部永久性脑缺血模型。
1997年Hara 等[56]将线栓技术改进后应用于小鼠局部暂时性脑缺血模型。
此后不断有学者借助于显微技术和多功能生理监测手段建立小鼠局部线栓脑缺血模型[57,58]。
国内蒋晓帆等[59]，王芙蓉等[60]也对该方法进行了研究。
线栓法具有不开颅、效果肯定、可准确控制缺血及再灌注时间的优点，用于研究神经元对缺血的敏感性、耐受性，药物疗效观察以及再灌注损害和治疗时间窗较为理想，同时也具有对全身影响小、动物存活时间长的特点，适于慢性脑损伤的研究。
控制好易变因素，可避免实验结果的不稳定性。
但线栓造模也并非完美无缺，存在着下列不足：①线栓造模过程是非直视下的手术，血流是否完全阻断不能即刻得知。
②动物品系、体重、批次会影响结果。
动物饲养条件好的单位所繁育的动物，可以使影响程度降低。
③操作者的科研训练影响结果。
严格的训练和足够例数的实践可以复制出稳定的结果。
④血管破裂出血。
操作不小心极易刺破血管或拔线栓时引起出血。
轻柔、精细的操作可以减少血管破裂的发生。
2大鼠颈部及颅内动脉解剖及常用插线位置3大鼠大脑中动脉阻断实验的总结和心得（来自zhuqing0506战友）本人现在正在做线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验（MCAO模型），这方面的资料我查了一些，这个实验我也作了一段时间，不敢说很专业了，不过现在基本上我能在15min左右完成手术，而且手术过程中不出一滴血，造模后缺血程度基本一致。
虽然前面有很多前辈发了很多MCAO的很专业的贴子，不过我觉得比较凌乱，现在我把我的心得体会和以前的贴子的精华部分奉献给大家，希望这会对将要做这个实验的朋友有一丝的帮助。
虽然做实验总会有郁闷的时候，不过风雨之后总会见到彩虹的，这可以也是我的心得体会。
衷心祝福大家能把实验做的成功、完美！！！！实验前准备麻醉剂：水合氯醛（应较好的控制大鼠体温）保温：60W白炙灯高度为37cm直接照射能使肛温保持在 37℃栓线的制备：1.取熔点为56℃的固体石蜡一块，在瓷杯中加热熔化。
直径为o．24mm、长5cm的鱼线一端5mm长的一段，垂直在熔化的石蜡中迅速浸入并提起，立即凝固的一薄层石蜡可牢固地粘附在鱼线一端的表面，其直径为0.26mm。
就这样，普通的鱼线即可变成规相一致头端光滑圆钝的栓线。
2.在鱼线18mm的位置用涂改液标记一个白色点。
TTC的配制：用0.2mol/L磷酸缓冲液（PBS）配成2%TTC溶液（pH7.5）,避光保存。
体重与栓线直径：线栓直径0.24mm采用的SD大鼠，体重250-300g。
实验方法：动物用10％水合氯醛（35mg/kg）腹腔注射麻醉。
仰卧位固定，颈正中线切口，沿胸锁乳突肌内缘分离肌肉和筋膜，分离左侧颈总动脉（CCA）、颈外动脉（ECA）和颈内动脉（ICA），在CCA远心端和近心端及ECA处挂线备用。
用微动脉夹暂时夹闭ICA，然后近心端结扎CCA、ECA。
然后在距CCA分叉部4mm处剪一小口，将拴线插入到ICA，这时用绕在CCA远心端的细线轻轻系牢拴线。
（不可过紧，否则近线困难，但松了又会出血。
）用眼科镊轻推拴线，从血管分叉处开始算距离，当插入深度在18 mm时（一定要将血管放松至原来状态, 且保证标记点在分叉处,由于标记的是白色的所以很容易看的），紧紧系牢CCA远心端的细线，此时的关键是动作轻柔，不要使ICA有任何的牵拉，否则栓线会脱出ACA，可能会造成缺血失败。
血管外的栓线不要留得过长，更不要缝在皮外，大鼠醒来后会自己拔出。
缝合伤口，单笼饲养观察。
如果需要再灌的话，就把拴线抽出即可，因为脑底有个动脉环，结扎一侧颈总动脉大脑不会缺血的。
注意事项：1．分离时要层次清楚：正中剪开SD大鼠颈部皮肤，分离皮下结缔组织时会发现该组织与颈部两侧鼓泡腺体（很多人误认为那是甲状腺）结合紧密，因此不必分离过于太细，直接在正中两侧鼓泡腺体之间分离，这样能不接触胸锁乳突肌而直接暴露颈前颈群且不会损伤腺体造成过多出血。
下一步是分开颈前肌群，这时候要注意用小钳子作撑开分离动作要在左右肌肉块之间而不是一块肌肉的肌纤维之间，虽然它们看起来很模糊，但这样能保证不会出现较多条索状细肌纤维条影响下一步颈内动脉的寻找与分离，并且能整块地向一侧牵开颈前肌群暴露颈动脉鞘。
见到颈动脉鞘了则要注意细致分离迷走神经，若损伤则可能影响其呼吸而死亡的。
2.分离血管时，要尽量将血管剥离的干净些，这样在用眼科剪剪口时就不会误剪外膜（误剪的话再剪就很容易把口剪大了或者剪断了，要注意口子越小越好插线），且要剪一个斜行的切口（眼科剪与血管约成45度），这样在血液刚流出时仍能看上翻的断口管壁，这样即容易插入栓线且血管受得了插线时一定的牵拉。
当然，切勿牵拉过猛，以免使血管发生痉挛，导致栓线不能顺利进入。
3.注意尽量不要损伤在颈内颈外分叉下的交感神经节。
4. 如果你用的是中长效麻醉剂，插线成功后，固定丝线，然后让其俯卧位，而且稍稍抬高其颈部，才能确保模型成功。
5. 栓线进入后颈内动脉后即可逐渐插入了，有时候很顺利一插到底，但有时候在中间就怎么也进不去了，这是因为在血管入颅穿过颅骨时有一个狭窄或者角度。
因此，碰上这种明显阻力时，一定不能盲目向前使力插，越插栓线前端变形越进不去且容易损伤血管。
这时候正确的作法是往外抽出较多栓线，也许会有一定的动脉血流出，不必慌，只要顺着血管走行调整一下进线角度轻柔的使劲，一般都能进去，反复试几次还不行最好换根栓线，很可能前端也经变形角度变了！颈内动脉的走向为内上方,可以用眼科镊夹住鱼线插,但进去后要注意,别太用力,要不血管就要破了6. 栓线不能在血管里反复进退，否则及容易造成蛛网膜下腔出血，，而且很容易误解为模型成功，因为这时的神经功能改变也很明显，但并不是由于栓塞引起的7. 进线时，使栓线有一定程度的弯曲，且只要保证栓线向屋顶方向弯曲，一般都能将线插如颅内，决不会进入翼腭A。
8. 术后一定要注意保暖。
9. 插入线拴要轻柔熟练，速度尽可能快，以避免时间长了血管内血栓形成。
10．手术后评分的主观因素很大，有用4分制和11分制的，我个人认为用4分制比较准些。
其标准是：0分，无神经损伤症状; 1分，手术对侧前指不能完全伸展；2分，向手术对侧行走；3分，大鼠成追尾状运动。
11. 性激素对脑梗死面积有较大影响，应采用单一性别的动物进行实验。
舍去标准：⑴栓线插入深度不足18 mm,且无明显神经功能缺损表现或症状很轻的大鼠⑵蛛网膜下腔出血、MCA起始部或其附近的willis环动脉有凝血块的大鼠，因为这是出血性脑损伤或永久性脑缺血损伤，而非MCAO/Reperfusion损伤。
3）手术时出血较多，症状很重的动物。
死亡原因分析：首先要找出死亡原因，解剖死亡大鼠的脑，先看是否有蛛网膜下腔出血，如有出血，表明死因是插线太深，以后注意插线深度；如无出血，则还要再看是否有严重的半球水肿，如水肿严重，则表明死因是脑缺血时间太重，需要缩短缺血时间；如既无出血，又无明显的脑水肿，那就要注意动物状态或生活环境是否太差。
附带的其他说明：1..线拴法存在一定的死亡率。
对于这情况我感觉比较头疼，也希望高手指点。
2. 模型成功率和评价指标是相关联的矛盾，手术后可根据动物的表现加以评分，确定模型是否成功，模型成功与否会对结果的评价带来影响。
有可能你模型没成功，结果判断为是药物的作用效果。
所以对手术后模型是否成功应该进行筛选的。
另一方面，如果你做了预防给药，药效的作用也容易被认为是模型不成功，这也需要后边进行脑组织染色和组织血检查进行验证。
脑组织检查时可剔除模型不成功以及SAH的个例。
故实验在手术后要进行行为学评分，试验结束时应对脑组织进行组织学检查或染色。
TTC染色是采用的宏观标本染色，确定梗死面积可采用体积法或面积法，但最好用扫描仪将脑组织切片进行扫描，选择合适的软件统计梗死面积。
3.大鼠大脑中动脉永久性闭塞性脑缺血模型，梗死体积出现的最小时间点可能为2h，体积随时间进行性增大，至12h基本趋于稳定4. 整个试验是很费动物的，存在15-30％的淘汰率（如果你做的好），但注意严格控制自己淘汰的动物（纪录具体情况）。
5. 除了刚才说的蛛网膜下腔出血外，还有一些老鼠肺出血明显，整个肺暗红，我也想不出原因，不知道是不是医学临床所说的脑肺综合症.6．在颈内和颈外之间常常会有一个交通支，其位置也不太相同，一定要万分小心，我曾经因为不知有这个交通支而勿将其破坏，导致大鼠出血不止！4 也谈大鼠MCAO模型的实验体会（来自bladeflyer战友）我的课题是关于某药物对缺血性神经疾病的保护作用研究，因此对于动物脑缺血模型尤其是MCAO模型的制作不得不熟练掌握，于是有了大量郁闷的摸索与重复劳动，也有关于它的提高与体会，虽然前面有很多前辈对于MCAO的贴子已经很专业了，但我想也许自己也能有此微弱的闪光让后面的朋友们感到少许光明和温暖，哪怕只是一个愿望，呵呵！关于大脑中动脉缺血模型，目前文献能查到的有三种制作方法，应用手术的方法和颈内动脉注射ET-1的方法都不如线栓法流行，而我自己的实验也证明线栓法制作MCAO是效果稳定并可行的。
