毒理学动物实验基础

毒理学动物实验基本操作一，实验目的1.了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一2.掌握小鼠动物实验的基本操作二，实验器材电子称，小鼠固定器，注射器，灌胃针，棉签，镊子，生理盐水，苦味酸。

三，实验内容1.实验动物（小鼠、大鼠）性别鉴定：性别鉴定依据：性器官与肛门的距离2.实验动物抓取和固定。

3.大鼠和小鼠的称重和编号标记方法大鼠均为250g 编号方法如图所示：实验动物基本信息如下表：编号性别类别体重/g13 雌小鼠22.6327 雄小鼠23.9256 雌小鼠22.787 雄大鼠250.0018 雌大鼠250.00124 雄大鼠250.00179 雄大鼠250.004 .大鼠和小鼠的灌胃给药方法：灌胃时灌胃针按在注射器上，吸入药液。

左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽喉壁徐徐插入食道。

动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。

常用灌胃量：小鼠0.2ml，大鼠1ml。

5. 小鼠腹腔注射给药：左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5~1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。

6. 小鼠尾静脉注射给药：操作时，应将小鼠头部用棉手套盖住，用酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头与尾部平行的角度进针，开始注射时少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，便可进行注射。

7. 处死方法（股动脉放血）：各组留取全血5 ml备用（15 ml离心管，加抗凝剂）方法是：将老鼠固定于固定架上，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，剪开此静脉用15ml离心管采血即可。

大鼠可采8ml血。

8. 处死方法（颈椎脱臼）方法是：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力按住鼠头，鼠便立即死亡。

9.解剖，识别以下脏器：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢，并称重，计算各脏器的脏器系数：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢。

毒理学基础实验指导
以下是一份关于毒理学基础实验的指导：
实验目的：了解常见的毒物对生物体的毒性影响。

实验材料：
1. 实验动物（例如小鼠、大鼠或离体组织）
2. 各种毒物（例如重金属盐、农药、有机溶剂等）
3. 实验室常用设备和试剂（例如试管、移液器、显微镜）
实验步骤：
1. 实验前应先准备好实验动物，确保动物健康且体重相近。

2. 将动物随机分组，每组注射不同浓度的毒物。

3. 观察实验动物的行为和生理状况，记录脱毛、体重下降、活动能力减退等现象。

4. 按照实验动物的生理时间表，定期进行采血样本和组织标本收集。

5. 使用合适的实验方法和仪器，对采集的样本进行毒性指标的分析，例如血液生化指标、组织病理学检查等。

6. 对实验结果进行统计学分析，以评估不同浓度毒物对动物的毒性影响。

7. 根据实验结果，给出毒物的毒性分类，并评估不同剂量的毒物引起的毒性反应。

注意事项：
1. 所使用的毒物应具备相应的安全证书，并按照实验室安全操作规程进行操作。

2. 在实验过程中，需格外注意动物的福利和保护，遵守实验伦理规范。

3. 实验结束后，对实验动物和实验室环境进行适当的处理，确保没有潜在的危害。

以上是一份毒理学基础实验的指导，具体实验操作和流程应根据实际需要进行调整和规范。

毒理学动物实验的基本要求毒理学动物实验的基本要求包括以下几个方面：1. 伦理要求：实验设计必须符合伦理要求，即保护动物福利和权益，尽量减少对动物的痛苦和苦难。

实验过程中必须遵循当地和国际上的动物保护法律法规，进行必要的伦理审查。

2. 选择实验动物：选择合适的实验动物是进行毒理学实验的首要条件。

通常会选择具有相似生理、代谢和病理特征的实验动物，如小鼠、大鼠、猴等。

根据研究的目的和毒性评估的需求，选择适当的物种和品系。

3. 实验条件：提供适当的实验条件是保证实验结果可靠性的关键。

实验动物应该在恒定的温度、湿度和光照条件下饲养，且要提供适宜的空间和舒适的生活环境。

饲养过程中还需要监测和维持动物的健康状态，包括提供适当的饮食和水源。

4. 实验设计：实验设计的合理性和科学性对于实验结果的可信度至关重要。

必须明确实验的目的、假设、实验组和对照组的设置、样本量大小和分组设计等，并进行随机分组和盲法操作，以减少实验操作员对结果的干扰。

5. 监测和数据收集：在毒理学实验中，需要定期监测实验动物的生理指标、行为反应以及可能的副作用和病理变化。

监测数据的收集需要使用合适的实验方法和技术，并保证数据的准确性和可靠性。

6. 结果评估和统计分析：针对实验得到的数据，进行结果评估和统计分析是必要的。

可以应用统计学方法对数据进行分析，以确定实验组和对照组之间的差异是否具有显著性，并评估毒性效应的大小和剂量-反应关系。

7. 毒性评估报告：毒理学动物实验的结果和评估需要进行详细的报告，包括实验设计、方法、结果和结论等方面的内容。

报告要清晰、准确地记录实验过程和结果，以便于科学界和监管机构对实验结果进行审阅和评估。

毒理学动物实验的基本要求是确保实验过程符合伦理要求，实验动物得到适当的照顾和舒适的生活环境，实验设计合理、可靠，数据收集准确，结果评估科学可信。

这些要求的目的是保证毒理学实验的可靠性和可重复性，同时尽量保证实验动物的福利和权益。

实习一毒理学动物实验基础【实验设计的原则】毒理学作为一门动物实验课程，应该遵循动物实验中对照、重复和随机三个基本原则。

【不成文原则】1、保护好自己最重要。

2、经典的步骤只是提供一个符合的大多数人习惯的参考，具体实验时每个人可按照自己的习惯以及现实有的条件来完成操作，只要能够按要求完整地实现相关的操作目的即可。

【实验动物】大鼠（价格低廉，同时相比小鼠，大鼠的生理生化过程与人类较为接近，故在毒理学实验中常用）【大鼠的捕捉及固定】大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。

如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。

【大鼠性别的鉴定】动物性别不同对毒物的敏感性也不同，因此，要根据实验要求选择性别，一般实验如对性别无特殊要求者，以选用雌雄动物各半。

大鼠、小鼠主要以肛门与生殖空间的距离区分，间距大者为雄性，小者为雌性。

成年雄鼠卧位时可见到睾丸，雌性在腹部可见乳头。

【实验动物的编号及标记方法】好的标记应达到清晰、耐久、简便适用的要求。

常用的方法有化学染色法，耳缘剪口法或打小孔法，挂牌法及烙印法。

1. 化学染色法: 染色标记法是用毛笔或棉签蘸取化学药品，在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。

常用染色液：3％～5％的苦味酸溶液(染成黄色)；0.5％的中性品红溶液(染成红色)（1）用一种染色剂染动物的不同部位，颜色可标记1～10号（10号不标记）。

如图：（2）若用两种颜色的染液配合使用，其中一种颜色代表个位数，另一种颜色代表十位数，可编到99号。

例如要标记12号，就可以在左前腿涂上红色，左腹部涂上黄色。

《食品毒理学》实验动物一般操作技术及生物材料采集一、实验目的和要求毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量—反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。

通过本次学习，熟悉并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取、动物分组、采血及处死等技术。

二、主要仪器设备实验动物：成年昆明系实验小鼠（SPF级别）。

器材：解剖剪刀、血色素吸管、干棉球、注射器、镊子、玻璃毛细管、电子分析天平、动物体重秤、酒精棉球、棉签、鼠笼、一次性手术手套、一次性口罩、注射器。

试剂：医用酒精、脱脂棉、苦味酸酒精饱和液。

三、实验内容（一）健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。

健康动物检查时要求达到：外观体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。

选择时重点检查以下几项：l．眼睛：明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物。

2．耳：耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。

3．鼻：无喷嚏，无浆性粘液分泌物。

4．皮肤：无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。

5．颈部：要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。

6．消化道：无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。

7．神经系统：无震颤、麻痹。

若动物(大鼠、小鼠)出现圆圈动作或提尾倒置呈圆圈摆动，应放弃该动物。

8．四肢及尾：四肢、趾及尾无红肿及溃疡。

（二）实验动物的性别鉴定小鼠：主要依据肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄鼠，小者为雌性。

成年雄鼠卧位可见睾丸，雌性在腹部可见乳头。

（三）抓取方法正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行，小鼠的抓取方法：先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。

小白鼠毒理学实验方法小白鼠毒理学实验是一种用于评估化学物质对生物体的毒性和安全性的方法。

在进行任何实验之前，必须遵循伦理原则和法规，并获得相关的伦理和法规批准。

以下是一般的小白鼠毒理学实验步骤和方法：1.实验设计：•定义实验的目标和假设。

•选择适当的小白鼠品种和数量。

•确定实验的时间框架。

2.动物养护：•提供合适的饲料和水源。

•保持适宜的环境条件，如温度、湿度和光照。

•对小白鼠进行标准的动物养护，包括定期的健康检查。

3.实验物质准备：•准备待测物质的适当浓度。

•使用合适的载体（如生理盐水）进行稀释。

4.剂量选择：•确定实验物质的剂量范围。

•制定实验组和对照组，确定每组的小白鼠数量。

5.实验过程：•将小白鼠随机分组。

•给予实验组和对照组相应剂量的实验物质或载体。

•记录小白鼠的行为、体重、食物摄取量等。

6.观察和记录：•定期观察小白鼠的行为和外观。

•记录小白鼠的体重变化。

•定期采集生物样本，如血液、尿液等。

7.实验结束和分析：•在实验结束时，根据实验设计收集最终数据。

•进行数据统计和分析。

•撰写实验报告，包括实验方法、结果和结论。

8.伦理和法规遵守：•遵循动物实验伦理原则，确保实验不会造成动物不必要的痛苦。

•遵守国家和地区的相关法规和规定。

需要强调的是，小白鼠毒理学实验必须受到严格的伦理和法规的监管，确保动物福利并减少对动物的不适。

此外，现代的毒理学实验越来越倾向于使用替代方法、体外实验和计算机模拟，以减少对动物的使用。

一、常用实验动物染毒技术在进行毒理学动物实验时要使动物经一定的途径接触毒物，染毒的途径（Route of administration）要依实验目的并结合人类的实际接触方式，毒物的多少及理化性质和具体设备条件等来决定。

食品毒理学中最常用的染毒方式有经消化道染毒（Gastrointestinal tract exposure），在特殊需要时也使用注射染毒。

（一）经消化道染毒方法经消化道染毒方法主要有灌胃法、喂饲法和吞咽胶囊三种。

为防止胃纳充盈影响化合物的吸收及毒性，经消化道染毒要求实验动物空腹。

依动物生活习性的不同，禁食的时间也不同，白天进食的动物（如兔、猫、狗等）可在白天动物进食前给毒，夜间进食的动物（如大鼠、小鼠等）应隔夜禁食。

1 ．灌胃法 1 ）大鼠、小鼠及豚鼠灌胃法灌胃针头连接注射器，吸取受试物。

左手抓住动物背部皮肤，将动物固定，要使动物的消化道为自然垂直位。

右手持注射器，针头由动物嘴角插入，沿咽后壁缓缓插入食道。

进针过程应没有阻力，若遇阻力，应调整方向，不要强行进针。

进针后先回抽针芯，如无气泡抽出，并有一定负压，说明位置在胃中，可进药。

否则应重新进针。

一般灌胃针插入深度小鼠约34cm，大鼠、豚鼠约46cm。

灌胃量小鼠0.2 l ml，大鼠l4ml，豚鼠l5ml。

2 ）免、猫、狗等较大动物灌胃法通常以胃管或导尿管为灌胃导管。

先将动物固定，保持伸直的体位。

在动物上、下门牙间放一开口器，并固定之。

开口器可用本料或金属制成，梭形，宽度依动物口腔大小而定，中间钻一小孔，以使灌胃导管能通过。

灌胃导管经开口器中心圆孔插入，沿咽后壁经食道插入胃中。

如遇阻力应拔出，稍等片刻后重新插入，不可强行插管，以免造成创伤或误入肺部。

为检查导管插入是否正确，将导管外口通人一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为在食道中，若不断出现气泡，则可能误人肺内，应拔出重插。

确认插入胃中后，用注射器吸取受试物，经导管注入。

注入速度不要太快，以免引起呕吐。