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组织切片技术
固定：
组织块大小：1.5×1.5×0.2 CM
固定液>4倍组织体积
1. 酒精固定
纯究竟有较大的收缩力，固定时先用80%酒精固定数小时，然后换95%酒精。
优点：（1）尿酸结晶和糖类，用100%乙醇固定
（2）别的固定液固定后，80%乙醇保存
（3）边固定边脱水
缺点：（1）核染色不良
（2）脂类不行
（3）色素不行
（4）表面发硬，块大不行
2．福尔马林固定
市售为40%甲醛水溶液，应放入小量碳酸钠放置一段时间
福尔马林固定液：40%甲醛溶液1份，水9份
固定数小时后用水洗24小时
优点：克服了乙醇固定的缺点
苦味酸固定
以苦味酸饱和水溶液储存，固定后的组织经酒精脱水即可。
------------------------------------------ 最新资料推荐------------------------------------病理组织切片制作技术病理组织切片制作技术病理组织切片常用的制作方法有三种。
即石蜡切片法，冰冻切片法和火棉胶切片法。
以石蜡切片法为代表，切片的基本制作过程是：组织取材固定冲洗脱水透明浸蜡组织包埋组织切片展片附贴切片脱蜡染色脱水染片透明封固。
以上基本过程是互相联系的，任何一环节出现问题，都将使整个切片制作归于失败。
因此应细致、耐心、认真负责，并事先做好计划安排。
一、取材采取病料，要刀剪锐利，剪切时不可挤压，扯拉病料，以防人为损伤。
切取的工具要清洁。
采取病料越新鲜越好，一般不超过死后24小时。
应选择病变部与可疑病变部切取，切取时要由表及里，有浅入深并包括周围正常组织一部分。
特殊病料应根据器官的结构特点切取。
管状，囊状和皮肤组织应注意垂直切取（横切）。
带有薄膜的组织，要防止切时薄膜分离和脱落。
切取组织块大小，以1.51.50.3厘米为宜，最厚不宜超过0.5厘米。
组织块病变一面应平整光滑，另一面可不平整，以便包埋时辨认。
切取后，放入事先准备好的装有固定液的磨口玻璃广口瓶中，并做好标记。
二、固定固定的目的是迅速将组织细胞杀死，使细胞中的蛋白质，糖，脂肪等凝固，从而保持与活组织相似的结构状态。
材料取下后，应迅速固定。
固定液数量应为病理组织块的5到20倍。
由于一般把组织块浸入固定液后数小时，固定液渗入组织液的深度只达2至IJ 3厘米。
因此，可以放置冰箱内固定，使组织内酶失去作用，细菌也能停止滋生。
最常用的固定液是10%的福尔马林溶液：使用时，用40%的甲醛饱和水溶液10毫升，加水90毫升配成。
三、冲洗固定后的组织块，应将固定液洗去。
一般均用流水（自来水）冲洗12到24小时左右。
及时冲洗尚有停止固定的作用，防止固定过度，有利于制片染色。
冲洗时如不方便用流水冲洗，也可用较大容器盛装水浸洗，每隔相当时间换水一次。
病理学中的组织切片技术病理学是医学领域中非常重要的一个学科，研究人体各个器官和组织的疾病变化及其发生、发展机制。
而组织切片技术是病理学中的基础操作，是为了观察和诊断疾病而必要的步骤之一。
本文将详细介绍组织切片技术的相关知识和方法。
一、组织切片技术的概述组织切片技术是指将人体组织切割成薄片并染色，以便于病理学家观察。
这项技术已经存在了很长时间，并且随着技术的发展和改进，已经成为了诊断和治疗疾病的重要手段之一。
组织切片技术可以被广泛应用于疾病的研究、诊断和治疗中。
二、组织切片技术的步骤组织切片技术的主要步骤包括取样、固定、脱水、包埋、切片和染色。
下面将对这些步骤进行详细的介绍：1. 取样组织切片的第一步是取样，即从人体组织中取出一小块，以便于后续的操作。
取样的方法根据不同的情况会有所不同，比如在手术中取样，就需要根据病变的部位和特点来选择取样点，而在活检中取样，就需要根据患者的症状和体征来确定取样点。
2. 固定取样后，需要用一种方法把组织中的细胞和结构固定住，以便于后续处理。
目前常用的固定剂是福尔马林，它可以迅速把组织中的蛋白质交联，使其不易变性，从而保持组织形态的完整。
3. 脱水在固定后，需要将组织逐渐从水中转移到酒精、乙醇等脱水剂中，以便于把组织中的水去除，使其硬化。
这是组织切片的关键步骤之一，如果脱水不彻底，切出的组织切片会变形或破损。
4. 包埋将脱水的组织置于熔蜡中，使其被包覆在蜡中。
这么做可以保持组织的形态，并使其更易于切割。
5. 切片蜡包埋后，组织需要被切成薄片。
切片可以使用手工或自动切片机完成，手工切片需要技巧和经验，而自动切片机可以更好地保证切片的厚度和质量。
6. 染色切片完成后，需要对组织进行染色，以便于病理学家对其进行观察。
目前常用的染色剂有血液学染色剂、组织学染色剂以及免疫组化染色剂等。
三、组织切片技术的应用组织切片技术在病理学中有广泛的应用，其中包括：1. 诊断和治疗疾病组织切片技术是病理学家进行诊断和治疗疾病的重要手段之一。
组织切片制备技术在生命科学领域中，组织切片制备技术是一项基本且重要的技术，它被用于组织学、解剖学、病理学和神经科学等诸多领域。
组织切片制备技术可以产生高质量的组织切片样本，以便进行研究和分析。
本文将探讨组织切片制备技术的具体步骤和注意事项。
1. 组织处理在进行组织切片制备之前，需要对样本进行处理。
处理的目的是保护组织结构和细胞形态，以便在组织切片过程中得到高质量的切片。
处理的方法包括固定、脱水和浸渍。
2. 组织固定组织固定是组织切片制备技术中的一个重要步骤，目的是停止组织活动并保护组织结构。
固定的方法包括乙醛、甲醇和布氏液等。
3. 组织切片组织切片是组织切片制备技术的核心步骤之一。
合适的切片厚度应该根据需要来决定。
切片的方法包括手工切片和机器切片。
机器切片可通过旋转式、滑动式或挤压式制备。
4. 切片染色切片染色是组织切片制备技术中的关键步骤，可使细胞和组织结构变得更明显。
切片染色的方法主要有荧光染色和显微镜染色。
5. 成像和分析成像和分析是组织切片制备技术的最后一步。
通过显微镜成像和分析，可以观察到细胞和组织结构的形态和分布。
这种方法还可以被用于研究细胞和组织中的基因，蛋白质和其他特定目标。
注意事项：- 操作中要注意安全，佩戴手套和眼镜等防护设备；- 操作环境要保持清洁，防止异物进入；- 操作材料要储存妥善，避免过期或者污染；- 操作流程要规范，避免操作过程中发生错误。
结论：组织切片制备技术是在生命科学领域中非常基本的技术。
制备高质量的组织切片样本是开展组织学、解剖学、病理学和神经科学等领域的基础工作。
研究人员在进行组织切片制备时，必须依据标准的步骤和注意事项，以确保所获得的数据是可靠且具备参考价值的。
生物组织切片技术的步骤与显微镜观察注意事项生物组织切片技术是生物学实验中常用的一种技术，它可以使我们更加清晰地观察和研究生物组织的微观结构。
然而，要获得高质量的组织切片和准确地观察细胞结构，需要掌握一些关键步骤和注意事项。
1. 细胞固定和处理：首先，选择适当的生物组织进行研究，并将其固定。
常用的固定剂包括福尔马林、缩醛等。
固定过程中，应注意固定液的浓度、温度和固定时间，以获得最佳的切片结果。
2. 组织切片：固定后的组织需要进行切片以获得薄片。
切片可以使用手动或自动切片机进行。
切片时，要注意刀片的锋利度和切片的厚度，过厚或过薄的切片都会影响观察结果。
此外，在切片过程中需使用切片液体，保持组织的湿润性。
3. 脱水和清洁：切片完成后，需要对切片进行脱水和清洁。
脱水可以使用不同浓度的酒精进行，逐渐将水分从切片中去除。
脱水过程要缓慢进行，以免引起组织变性。
清洁时，可以使用温水和清洗剂将切片浸泡，去除脱水剂和其他残留物质。
4. 上染料及固定：完成脱水和清洁后，可以对切片进行染色。
染色可以增加组织结构的对比度，并使细胞和组织成分更加明确可见。
常用的染料有伊红、吉姆萨和涅瓦脱尔等。
染色后，需要将切片进行固定，以防止染色物质在观察过程中脱落。
5. 显微镜观察：对于观察切片，最关键的工具就是显微镜。
首先，将切片放置在显微镜载物台上，并选择适当的镜头放大倍数。
然后，调节聚焦和光源，确保观察到的细胞结构清晰可见。
同时，调整光源的强度，避免过强的光线造成过度曝光。
在观察细胞结构时，还需注意以下事项：a. 观察角度：切片必须放置在正确的平面上，以便观察到所需的细胞结构。
切片的厚度和切面的角度会对观察结果产生影响，因此要确保选择正确的切面进行观察。
b. 观察时间和条件：观察时应适度控制观察时间，避免过度放大或观察时间过长引起疲劳。
此外，观察时要注意环境条件，避免把显微镜放置在强光下或者有振动的地方，以免干扰观察。
c. 记录和分析：在观察过程中，要及时记录所观察到的细胞结构，并进行分析。
鱼肝脏制片1、取材2-3mm厚2、固定卡诺氏固定液固定3-4h；波恩氏液中固定6-10h或者12-24h（时间根据组织块的大小而定）3、洗涤若用卡诺氏固定液固定：则95%乙醇洗2次→70%乙醇中保存若用波恩氏液中固定：70%乙醇洗3次或者5次→70%乙醇中保存4、脱水80%乙醇→90%乙醇→100%乙醇→100%乙醇30min 30min 30min 30min5、透明1/2 100%乙醇+1/2 二甲苯→二甲苯Ⅰ→二甲苯Ⅱ15min 15min 15min6、透蜡1/2 二甲苯+1/2 石蜡→石蜡Ⅰ→石蜡Ⅱ30min（35-37℃） 30min（56-60℃）30min（56-60℃）7、包埋8、切片9、贴片10、染色二甲苯Ⅰ→二甲苯Ⅱ→1/2 二甲苯+1/2 100%乙醇→100%乙醇5min 5min 5min 2min→90%乙醇→80%乙醇→70%乙醇→50%乙醇→H2O2min 2min 2min 2min 2min→埃里希氏苏木精→H2O→H2O→1%HCl→H2O→氨水中蓝化→H2O→H2O 15-20min 2.5min 2.5min 几秒1min 3-4min 2.5min 2.5min →1%伊红水溶液→50%乙醇→70%乙醇→80%乙醇→90%乙醇→100%乙醇1-5min 2min 2min 2min 2min 2min →1/2 二甲苯+1/2 100%乙醇→二甲苯Ⅰ→二甲苯Ⅱ5min 5min 5min→封藏（树胶或者加拿大树胶）→50℃温箱中烘干植物根、茎、叶1、取材根1-2cm，茎0.5cm 叶子2-4mm2、固定FAA 24h3、洗涤70%乙醇洗涤两次4、脱水80%乙醇→90%乙醇→100%乙醇→100%乙醇1-2h 1-2h 0.5-1h 0.5-1h5、透明1/2 100%乙醇+1/2 二甲苯→二甲苯Ⅰ→二甲苯Ⅱ1-2h 0.5-1h 0.5-1h6、透蜡1/2 二甲苯+1/2 石蜡→石蜡Ⅰ→石蜡Ⅱ2天（35-37℃） 1h（56-60℃）1h（56-60℃）7、包埋8、切片9、贴片10、染色二甲苯Ⅰ→二甲苯Ⅱ→1/2 二甲苯+1/2 100%乙醇→100%乙醇→95%乙醇10min 10min 5min 5min 5min →90%乙醇→80%乙醇→70%乙醇→50%乙醇→30%乙醇→H2O 5min 5min 5min 5min 5min 2min →1%番红水溶液→H2O→50%乙醇→70%乙醇→80%乙醇→90%乙醇2h 几秒10min 10min 10min 10min →95%乙醇→1%固绿（95%乙醇配制）→95%乙醇→100%乙醇10min 30s 几秒5min →1/2 二甲苯+1/2 100%乙醇→二甲苯Ⅰ→二甲苯Ⅱ5min 5min 5min→封藏（树胶或者加拿大树胶）→50℃温箱中烘干。
组织切片技术第一章组织制片概述组织制片技术是观察细胞、组织的生理和病理形态变化的一种主要的方法。
组织化学技术和原位杂交技术都是以组织制片为基础的。
一、制片前的准备工作1.染色缸和标本瓶的清洗用毛刷沾去污粉将染色缸和标本瓶里外擦洗，自来水冲洗干净备用。
金属银或组织化学染色时，器皿更要彻底清洗。
先去污粉洗，再洗液浸泡过夜，再自来水和蒸馏水冲洗。
洗涤液的配制：重铬酸钾300克浓硫酸300毫升蒸馏水3000毫升2.载玻片和盖玻片及其清洗载玻片简称为玻片或载片，一般尺寸为76毫米×26毫米，厚度为1-1.5毫米。
盖玻片一般为正方形或长方形，厚度为0.15-0.5毫米。
最常用的规格为18×18毫米、20×20毫米，还有其它规格的。
煮沸洗涤法: 新旧玻片均可采用。
洗衣粉水浸没玻片，加热煮沸15-20分钟，冷却，自来水冲洗，干净的白棉布或纱布擦干，保存备用。
酒精浸泡擦拭：新的玻片或载片可直接用酒精浸泡、擦拭，保存备用。
洗液浸泡法：要求严格的玻片，可在洗液浸泡后在冲洗干净。
二、制片方法的种类（一）非切片法不用切片机、没有切片手续而制成切片的方法。
常用的有以下几种：1.整体封藏法待制作的材料一般很小或为一薄片状，如无脊椎动物的水螅和草履虫等，脊椎动物的鸡胚和蛙胚等。
这些材料取下后经固定、脱水和染色就可以封藏在玻片内。
2.涂片法主要是液体或半流动性的材料，如血液、精液、细胞学检查、微生物等，直接将材料涂在玻片上，再经固定和染色制成标本。
血液涂片的制作与染色：取一干净载玻片，用左手拇指和食指夹住，然后取一小滴动物血置于载玻片右端,再取另一张边缘光滑的载玻片, 斜置于血滴左侧, 先向右稍移动轻轻触及血滴,使血液沿玻片端展开成线状, 两玻片的角度以30~40°为宜(角度过大血膜较厚,角度小则血膜薄), 轻轻将载玻片向左推进,即涂成血液薄膜,推进时速度要一致,否则血膜成波浪形,厚薄不匀. 待涂片在空气中完全干燥后,将血涂片靠近中央部分的两边(与载玻片短边平行的边)用玻璃铅笔圈上并平放在染色架上进行染色。
①滴加数滴瑞特氏-姬姆萨(Wright’s-Giemse)混合染液覆盖已圈血膜，同时记住滴数，染3-5分钟。
②滴加等量的蒸馏水后稍加晃动玻片继续染色5-10分钟。
③用蒸馏水或自来水冲去染液(注意还要直接冲洗已圈部位), 吸水纸吸干或凉干即可观察。
3.撕片法疏松结缔组织和肠系膜等就是采用这种方法。
4.磨片法主要用于含钙盐较多的坚硬的材料，如脊椎动物的牙齿和骨。
5.撕碎法6.压碎法7.印片或触片法（二）切片法使用切片机切片而制成切片的方法。
常用的有以下几种：.石蜡切片法、冰冻切片法、振动切片法、超薄切片法第二章石蜡切片技术第一节取材和固定制作切片的第一步就是把动物杀死，取下需要制作切片的材料。
动物杀死的方法很多。
根据动物的大小、种类及观察目的而定。
例如，青蛙和小鼠等较小的动物可用断头法。
一些较大的动物如兔子和猫等可用空气栓塞法，从耳静脉注射入空气，使动物心脏发生急性空气栓塞，循环障碍，痉挛而死。
此种方法各脏器易瘀血。
也可采用扑杀法。
无论那种方法都应该使动物迅速死亡。
动物杀死后立即取材和固定，否则组织会因失水变形和发生死后变化。
一、取材1.动物屠宰前应写好程序，准备好刀子、剪子、镊子、线、注射器、生理盐水、固定液等。
固定液的量一般为材料的10---15倍或稍多。
2.取材注意事项取材的刀、剪要锋利；动作要轻，不可来回切割，不要挤压组织以免损伤内部，先用镊子轻轻夹住，再用剪子或刀子切下，被镊子夹过的部分不要；柔软的组织可取稍大些，固定数小时后再切成小的组织块，继续固定；取材要快；切取的材料应根据需要观察的部位进行选择，考虑好切面的方向。
3.取材的顺序先取容易自溶的组织，骨骼和肌肉后取，依次为心脏、肺、肝、脾、肾、小、大肠、肾上腺、睾丸、卵巢、子宫、脑垂体等。
取肠时可用生理盐水轻轻冲洗肠内容物，然后结扎一端，注入固定液，再结扎另一端，固定3—4小时后再切成小段。
肺脏可用少量固定液自气管或支气管注入，约20分钟后略膨胀再切成薄片固定。
4.取材的大小取材的大小一般为0.5×0.5×0.3厘米，1×1×0.3厘米，最厚不超过0.5厘米。
取材很关键，应新鲜、迅速。
二、固定将取下的材料，立即投入固定剂内，借助药品的作用，使组织细胞的形态结构保存起来。
（一）固定的目的1.防止组织的溶解和腐败。
2.使细胞内的蛋白质、脂肪、糖、酶类等各种物质沉淀下来，保存组织细胞原有的结构。
3.固定剂兼有硬化作用，使组织硬化、增加硬度，使组织不易变形，有利于以后的处理。
（二）固定剂的种类种类很多，一般分为单纯固定剂和混合固定剂。
单纯固定剂是用一种药品作为固定剂的如乙醇、甲醛等，混合固定剂是用几种药品配合起来，可以使各自的优点相互补充。
1.单纯固定剂1）乙醇---无色的液体，可以与水以任何比例混合。
具有以下特点：穿透速度快，与其他固定液混合使用时可以增加他们的穿透力。
酒精固定的组织硬化显著，体积收缩厉害，组织在高浓度酒精中滞留过久，会变脆，体积缩小原体积的20%左右。
通常用95%或100% 的酒精固定，但是不宜放置过久，一般保存在70%酒精。
酒精是一种还原剂，易被氧化成乙醛，再变为醋酸，所以不能与铬酸、重铬酸钾、锇酸等氧化剂混合。
酒精可沉淀白蛋白、球蛋白和核蛋白，前二者生成的沉淀不溶于水，后者所生的沉淀则溶于水，所以酒精固定的标本对核的染色不良。
2）甲醛---是一种气体，一般市售的为37-40%的甲醛水溶液或者称福尔马林，易挥发，有强烈的刺激性气味。
福尔马林固定组织，渗透力强，组织收缩少，但经酒精脱水时收缩很大，它能使组织硬化并增加组织的弹性。
甲醛为非沉淀性固定剂，但是可与蛋白质化和，对脂肪、神经及髓鞘的固定效果较好，也可固定高尔基复合体和线粒体，为一般病理制片常用。
固定后，核的染色较好，胞浆染色较差。
适合固定的浓度：10%的福尔马林。
固定小块组织数小时即可，时间长也没有关系。
加热可缩短固定时间。
对于较长时间固定的组织须流水冲洗24小时甚至48小时，否则会影响染色效果。
因为福尔马林防止久，能产生三聚甲醛白色沉淀，在高温下可变回甲醛，甲醛易氧化，变成乙酸，使溶液变为酸性，增加标本的酸性，严重时影响核的染色。
可用如下方法保持中性甲醛：福尔马林100毫升，蒸馏水900毫升，一水磷酸二氢钠4克，磷酸氢二钠 6.5克3）醋酸---17℃以下结冰，又称冰醋酸。
此液能凝固细胞核中的蛋白质，适合染色质或染色体的固定，穿透力强，对于一般的组织块，只需固定1小时。
此液可使细胞膨胀，防止收缩；不能凝固细胞中的蛋白质，所以不会使组织硬化，常和酒精、福尔马林等容易引起组织变硬和收缩的液体混合。
4）苦味酸---是一种黄色结晶，在水中的溶解度为0.9-1.2%，在空气中能自燃，在封闭容器中能剧烈爆炸，故在实验室中常配成饱和水溶液保存。
易溶于酒精、二甲苯、苯、水。
苦味酸可沉淀一切蛋白质，它对类脂物、碳水化合物无作用。
此固定液对细胞收缩明显，收缩程度可达50%以上，但是不使组织变硬；穿透速度慢。
经苦味酸固定的组织不用水洗，可直接用70%的酒精洗去黄色，即使留些颜色也无妨碍。
固定时间不宜过久，否则影响苏木精碱性染料的染色。
2.混合固定剂1）Bouin氏液：苦味酸饱和水溶液75毫升福尔马林25毫升冰醋酸5毫升。
是一种良好的固定剂，一般组织学和胚胎学的材料均可固定，该液渗透力强，固定均匀，组织收缩少，可把一般的微细结构显示出来。
一般组织固定12-24小时，小块组织数小时。
2）Carnoy氏液：纯酒精60毫升冰醋酸10毫升氯仿30毫升。
此液穿透速度快，达快组织不超过3-4小时，小块组织20-40分钟，时间久了，会使组织膨胀并有硬化现象。
多用于细胞学制片，固定染色体、中心体、有丝分裂相等；对外膜致密的组织特别适合，也适于腺体和淋巴组织。
第二节洗涤和脱水一、洗涤材料从固定液中取出后，需要立即冲洗使其中含有的固定液全部除去。
否则留在组织中的固定液，有的可妨碍染色，有的可以发生沉淀物或结晶影响观察，有的可继续发生作用，使材料变坏或使以后的处理发生困难。
冲洗有一定的原则，视固定剂的种类而异：1.含有苦味酸的固定液，如Bouin氏液，倒去固定液入70%的酒精更换数次即可脱水。
如想除去苦味酸的黄色，可在70%的酒精中加入少量的氨水（数滴），且能中和苦味酸，更换数次新液。
2.福尔马林固定的组织，一般不需要冲洗，固定时间长久的标本一定要充分水洗，否则会影响染色，一般自来水冲洗12-24小时。
3.含有铬酸、重铬酸钾的固定剂，必须流水冲洗，冲洗时间与固定时间相同或多于固定时间。
4.如固定液中含有氯化汞，应根据溶液的性质用水或酒精冲洗，冲洗后必须在70%的酒精中加碘去汞（一般为0.5%的碘酒精），去汞后再用5%的硫代硫酸钠去除碘的黄色。
因为汞易在组织内形成结晶不利于切片，不利于观察。
5.锇酸及含有锇算的固定液，必须用流水冲洗。
因为锇算能使组织发黑，影响染色，经过酒精时形成沉淀。
6.用酒精或酒精混合液固定的组织，一般不要求冲洗，若冲洗，酒精浓度应与固定液酒精浓度相同，不可用水冲洗。
二、脱水（一）脱水的目的和重要性组织冲洗完毕后进一步就是脱水。
因为组织经固定和洗涤后含有多量水分，因为水分不能和石蜡或火棉胶等支持剂混合，组织内有极少量的水分存在，就会妨碍这些支持剂的渗入，所以必须把组织中的水分彻底去除，这一步骤称为脱水。
脱水的作用：有利于组织的透明和透蜡。
因为透明剂（二甲苯、氯仿）必须在组织完全无水的情况下才能渗入；水不能与包埋剂混合。
脱水有利于组织的永久保存，水的存在能使组织分解。
这是制片中相当重要的一个步骤，如果这一步骤没有掌握好，脱水不彻底，就会影响到组织的透明和透蜡，即使包埋好的材料也切不出好的切片，浪费材料和时间。
（二）脱水剂和方法脱水剂必须在任何比例下与水都能混合，主要有两种类型：1.非石蜡溶剂的脱水剂如酒精、丙酮等，组织在脱水后必须经二甲苯透明才可浸蜡。
1）乙醇---常用的脱水剂，价格低廉，方法容易掌握。
但是能收缩和硬化组织，还必须透明后才能透蜡。
脱水方法：一般组织可从70%酒精开始，经过80% 、90%、95%、100%酒精，使其逐步脱水。
对一些柔软的组织如胚胎需从20% 、30%或50%开始，否则组织收缩较大。
脱水的时间根据组织块的种类、体积大小而定。
高浓度酒精一般不超过2小时，最长不超过3-4小时。
脱水必须干净，在换入高一级的酒精时，要先在吸水纸上吸干以免把水分带入高一级的酒精中，夹持组织动作要轻，不要损坏组织。
2）丙酮---可代替酒精做脱水剂，作用和酒精相似。
脱水能力比酒精强，但组织收缩较大，多用于快速脱水或固定兼有脱水的方法中。
