裸鼠成瘤实验注意事项

裸鼠皮下移植瘤实验造模步骤顾名思义，这种模型的建立是将肿瘤细胞或肿瘤组织直接种植在小鼠的皮下。

种植的点也有讲究，一般选择血运淋巴回流丰富的腹股沟和腋窝。

可根据实验设计选择移植点，统一移植点的位置，除了遵守实验统一的条件外，待肿瘤成熟后收集肿瘤时留下照片证据也显得美观。

裸鼠（Balb/c 鼠，无毛发， T 淋巴细胞缺陷）是比较常见和常用的实验用鼠，尤其是在皮下移植瘤肿瘤模型的建立中起到重要作用。

裸鼠移植瘤模型的建立具有建立周期短、成瘤率高、易于操作、成本低的优点。

当然，这种肿瘤模型也有缺陷，即不能很准确的模拟正常人体肿瘤发生发展的过程。

☞肿瘤细胞移植时的简要步骤首先准备好要移植的肿瘤细胞（细胞量根据不同肿瘤略有不同，我们所用的前列腺癌细胞系每个移植点一般选择1x106 左右；肿瘤细胞可与基质胶 1:1 混匀后用 1 ml 注射器吸取，基质胶能够给肿瘤细胞提供营养环境，有助于肿瘤细胞生长）。

戴无菌手套后，将小鼠用左手大拇指和食指捏住颈部皮肤，然后将鼠尾用左手无名指和小指固定于左手大鱼际。

将腋窝或腹股沟用75% 酒精消毒3 次。

右手持吸有肿瘤细胞和基质胶混合液的注射器，在腹股沟或腋窝的位置，45 度斜角进针，注意不要突破腹膜，将针头保持于皮下位置。

然后近水平位置将针头几乎完全插入皮下，将混有基质胶的肿瘤细胞注射入皮下（肿瘤细胞量约1x106），快速退针，左手食指轻压针孔约1 min 后将小鼠放回饲养笼中，注意将小鼠侧放于垫料上，放置其不适呕吐时呕吐物误入呼吸道引起窒息。

2～3 h 后观察小鼠是否苏醒。

如果是利用肿瘤组织（人体肿瘤标本或小鼠移植瘤传代）建立裸鼠皮下移植瘤模型，则需要首先将肿瘤组织用无菌PBS（或1640 培养基）洗涤3 次，然后在无菌平皿上切成或用无菌剪刀剪成<1 mm3体积的小块（种植前可裹基质胶）备用。

将小鼠用水合氯醛麻醉后平卧于解剖板上，四肢用胶带固定，将腋窝或腹股沟用 75% 酒精消毒 3 次，然后用眼科剪剪开约 0.5 cm 小口，小镊子将皮下筋膜与皮肤分开，然后将肿瘤组织放入贴近腹股沟或腋窝的深部，每个位置放置 2～3 块肿瘤组织，注意不同组间统一放置肿瘤组织块数以保持一致。

裸鼠肿瘤接种技术实验操作方法裸鼠肿瘤接种一般有细胞接种和瘤块接种两种方式，接种取材有手术活检标本、癌性胸腹水标本和体外培养的细胞系三种。

l楼主看来是做体外培养的细胞的裸鼠接种，一般用带6号针头的注射器取适量细胞悬液注射于裸鼠的皮下，部位看试验要求而定，一般在腋下或背部皮下，每个接种部位注射0.1-0.2ml。

就是将培养的细胞收集起来调整到适宜浓度重悬于不含血清的培养液或PBS中，放于冰盒中携至动物房，直接注射即可。

是牵涉到细胞株的成瘤性问题，可以通过增大细胞悬液浓度的办法来解决。

一般细胞浓度可在1*10的6次方到5*10的7次方之间，浓度再大就可能打不进去了。

具体浓度需要查相关文献。

如果成瘤率太低，可以通过把瘤块在裸鼠身上传2—3代的方法提高成瘤率，即将已成瘤鼠的瘤块取出接种于新鼠身上，成瘤后再取出接种新鼠，如此传几代，肿瘤性质稳定后，再将肿瘤取出，剪碎、研磨、匀浆成为细胞悬液后再接种。

一、可移植性肿瘤的建立方法1．腹水瘤的建立将动物实体瘤细胞注入受体动物腹腔内，或将实体疤移植于受体动物的腹壁内，肿瘤生长后引起腹水，腹水内含高大量瘤细胞可移植传代．即为腹水瘤。

建议腹水瘤初期、腹水往往是血性，多次传代后逐渐变为乳白色的瘤性腹水。

腹水如培养基一样供给瘤细胞生长所需的营养。

若将腹水瘤细胞注入皮下，又可形成实体瘤。

由于瘤细胞游离在腹水内，因此总呈圆形，体积可有大、中、小之分c：r．在一些细胞边缘偶见大小不等的泡状突起，称之为“鼓泡”。

一般在接种后第5天时核分裂相达高峰。

偶见三吸或四极分裂。

二、肿癌移植方法1．常规保种传代方法(1)腹水瘤移植方法：瘤源一般用接种后第5～6天的腹水，抽出的腹水以乳白色为佳。

接种应从下腹部件入受体动物腹腔，一般接种o．1一o．2m1。

可在腹水内加适量的抗凝药物。

(2)实体型肿瘤接种法：1)小块接种法：将瘤取出后，切开，选出生长良好而无变性坏死、呈谈红色、鱼肉状的瘤组织，切成小块(约5*5*5mm)；在受体动物腹部外例剪开—个小口，用无钩眼科镊子夹取小块，送入切口内皮下。

裸鼠皮下成瘤及原位瘤动物实验方案分组:正常细胞组、EGFR1转染无关siRNA组、EGFR1转染目的基因（每组6只）。

细胞准备及注射裸鼠方法：到动物室准备实验。

取出未作处理的小鼠和处理后小鼠用鼠笼，顺序摆放在超净台中。

选体形较大的小鼠称重，以3μl/g剂量，腹腔注射10％水合氯醛麻醉小鼠。

约5分钟，小鼠开始进入安静状态，将其仰卧固定。

切忌麻醉剂过量使用。

(1)铺白布于鼠板上，仰卧位固定小鼠四爪，碘伏棉球消毒腹侧面上至颈部、下至腹股沟、后至腋后线。

消毒两次。

铺手术巾于小鼠上，在其左侧剪口（4*4cm），暴露其左侧腹部, 用碘伏消毒一次。

在左侧肋弓下缘1cm处向下剪开2cm皮肤，暴露腹壁肌肉，镊子牵拉腹壁肌肉，避开腹腔内脾脏，剪开腹壁肌肉，暴露内脏。

用棉签蘸PBS，拨出脾脏下极，切忌牵拉，以免损伤脾脏和胰腺。

(2)找到脾脏同时，用25微升Matrigel混合于细胞管中，打悬细胞沉淀，使细胞分散均匀成单细胞悬液。

用BD针吸净EP管中的单细胞悬液，稍退针芯，打出气泡，在脾脏下极内侧（凹面）进针向脾门方向约2mm开始注射细胞，注射完毕停留约30秒钟，缓慢退出针，以防细胞渗出。

同时用蘸PBS的棉球压迫周围出血点止血。

(3)用注射器吸取庆大霉素注射液（用生理盐水250：1稀释）约400微升，注入腹腔，棉球蘸干皮缘渗出的抗生素。

开始缝合腹壁肌肉（连续缝合4针）。

再次用注射器吸取庆大霉素注射液约400微升冲洗缝合口，棉球蘸干。

缝合皮肤（间断缝合4针）。

碘伏棉球消毒缝合口。

撤除固定，使小鼠处于自然体位，放于鼠笼中。

(4)所有细胞注射完毕，剪耳标记，记录剪耳标记及分组情况。

Day5-7：注意小鼠的状态，及时发现小鼠是否有因手术刺激、胰腺损伤、感染等死亡的情况。

Day42：颈椎离断，处死小鼠，解剖尸体，观察脾脏肿瘤生长状况，肝脏、肺脏及其他器官是否有转移瘤形成。

所有可疑组织均做好标记，拍照，若有表面结节，计数后，冻于液氮中。

裸鼠成瘤实验安全操作及保养规程引言近年来，裸鼠成瘤实验逐渐成为一种常见的实验手段，被广泛应用于生物医学领域的基础、药物研究。

然而，由于实验过程中需要使用大量的化学试剂和高度精密的操作，所以如果在实验操作过程中未能注意安全问题，会带来诸多安全隐患。

因此，为了确保实验的顺利进行，有效避免实验操作中出现意外情况，本文将针对裸鼠成瘤实验，列出相应的安全操作及保养规程。

裸鼠成瘤实验前的准备工作在进行裸鼠成瘤实验时，需要提前准备充足的实验器材和生化试剂，同时也需要对实验室的环境进行合理的调整。

下面列出相应的注意事项：1.实验室环境要求实验室环境需保持干净整洁，避免有任何因素干扰实验的进行。

库房要求干燥、通风，实验区不得放置一切与实验无关的器械、试剂或物品，以确保实验室内部的清洁程度，并保持实验设备的灭菌。

2.实验器材和试剂的准备裸鼠成瘤实验器材需保证正常功能，严格按照使用说明使用，并对每种器材进行标注。

在实验前，应对涉及到的试剂进行检查，确保其没有已失效或污染，充分消毒。

对于不同类型的裸鼠成瘤实验所需要的各种器材和试剂的使用方法进行预见性的了解，将可在实验操作之前大幅降低因操作不当而产生的误差和成本。

3.人员准备实行裸鼠成瘤实验的操作人员应具有科学背景，拥有必要的实验技能和实验安全意识。

在实验操作之前，必须全面了解实验流程及实验器材的使用，以及实验操作过程中所需要的基本操作技能并保证其全面掌握。

裸鼠成瘤实验中的关键操作技能为了确保裸鼠成瘤实验的成功，降低实验操作中产生的偏差，必须合理掌握实验中的关键操作技能。

下面分别介绍实验中的几个关键操作技能：1.裸鼠的饲养和保养保证裸鼠进食和饮水的质量和数量，确保空气清洁，为其提供足够的光源和温度环境，定期检查和清理它们的笼子和环境等都是保证裸鼠安全、健康和成瘤的关键操作技能。

2.药物的制备及添加药物的选择要合理，必须进行初步检测。

准确制备药物，严格按照说明书添加化学试剂，安全量。

关于肿瘤细胞株的选择，确实是一个很麻烦的问题，各类文献中提到过的细胞株有很多，但是一般而言，我觉得，对于我们做裸鼠肿瘤模型，细胞株的选择应该考虑一下几个方面：1. 国际公认度，虽然SFDA的指导原则上表示只要是建株细胞株均可以，但是一般来说，还是应该尽量考虑国际上比较公认的细胞株。

2. 体内生长情况，很多细胞株，在文献中有很高的出镜率，但是实际上，基本都是从体外开始有名，所以很多人就硬生生的往体内套，结果就是吃力不讨好，比如楼主提到的A549，还有MCF-7，都是很有名气的细胞株，但是在体内却不是一个好的试验对象，成瘤率低，生长慢，均一度差。

现在国内的很多研发单位，特别是一些公司的领导们，缺乏这方面的认识，动不动就把这些著名的细胞株挂在嘴边，硬压着一线的研究人员去花功夫做这些细胞株，作的不好，就怀疑大家的水平如何如何的，奶奶的，对此非常生气！3. 药物的敏感性，这一点常常被大家忽视，大部分的裸鼠肿瘤模型都是为抗肿瘤药物的筛选以及研究服务的，但是常常大家只考虑了这个细胞株是不是好做，但是没有考虑到细胞株本身对于药物的敏感性，比如Lovo细胞，国际公认度也还可以，体内生长情况也很棒，但是对于药物的敏感性不佳，大部分的常规化疗药物到了它这里，抑瘤率都会下降，显而易见，对于抗肿瘤药物的筛选来说，它不是一个好的选择。

另外说一点，体内与体外的关系，现在做体内的人，常常被体外的人牵着鼻子走，体外做出来什么什么细胞株敏感，体内的人就得吭哧吭哧的去做这个，但是却死活做不好，其实，现在我和一些老前辈们的观点是，体内和体外应该协调好细胞株的选择问题，体外的人手上有大把的细胞株可以选择，如果，体内的人不去和他们协调，那么将永远被牵着鼻子走，受累还不讨好，应该大家坐下来，一起选择20~30种细胞株作为常规的筛选细胞株，这就足够了，细胞株选择的时候考虑好方向（胃癌、肝癌、肺癌什么的）、靶点（EGF、vEGF等等），不能漫无边际的抓着哪个体内就的做哪个，谁也没有这个本事啊。

裸鼠成瘤实验裸鼠服务流程1、操作方案设计2、方法开发3、细胞制备4、裸鼠成瘤裸鼠皮下成瘤动物实验方法分组:SW620细胞组、SW620转染无关siRNA组、SW620转染目的基因（每组6只）。

细胞准备及注射裸鼠方法：到动物室准备实验。

取出未作处理的小鼠和处理后小鼠用鼠笼，顺序摆放在超净台中。

选体形较大的小鼠称重，以3μl/g剂量，腹腔注射10％水合氯醛麻醉小鼠。

约5分钟，小鼠开始进入安静状态，将其仰卧固定。

切忌麻醉剂过量使用。

(1)铺白布于鼠板上，仰卧位固定小鼠四爪，碘伏棉球消毒腹侧面上至颈部、下至腹股沟、后至腋后线。

消毒两次。

铺手术巾于小鼠上，在其左侧剪口（4*4cm），暴露其左侧腹部, 用碘伏消毒一次。

在左侧肋弓下缘1cm处向下剪开2cm皮肤，暴露腹壁肌肉，镊子牵拉腹壁肌肉，避开腹腔内脾脏，剪开腹壁肌肉，暴露内脏。

用棉签蘸PBS，拨出脾脏下极，切忌牵拉，以免损伤脾脏和胰腺。

(2)找到脾脏同时，用25微升Matrigel混合于细胞管中，打悬细胞沉淀，使细胞分散均匀成单细胞悬液。

用BD针吸净EP管中的单细胞悬液，稍退针芯，打出气泡，在脾脏下极内侧（凹面）进针向脾门方向约2mm开始注射细胞，注射完毕停留约30秒钟，缓慢退出针，以防细胞渗出。

同时用蘸PBS的棉球压迫周围出血点止血。

(3)用注射器吸取庆大霉素注射液（用生理盐水250：1稀释）约400微升，注入腹腔，棉球蘸干皮缘渗出的抗生素。

开始缝合腹壁肌肉（连续缝合4针）。

再次用注射器吸取庆大霉素注射液约400微升冲洗缝合口，棉球蘸干。

缝合皮肤（间断缝合4针）。

碘伏棉球消毒缝合口。

撤除固定，使小鼠处于自然体位，放于鼠笼中。

(4)所有细胞注射完毕，剪耳标记，记录剪耳标记及分组情况。

Day5-7：注意小鼠的状态，及时发现小鼠是否有因手术刺激、胰腺损伤、感染等死亡的情况。

Day42：颈椎离断，处死小鼠，解剖尸体，观察脾脏肿瘤生长状况，肝脏、肺脏及其他器官是否有转移瘤形成。

裸鼠移植瘤方法建立1.细胞准备：1.1用PBS 清洗细胞两遍，加入胰酶消化，吹打离心，无血清培养基清洗两次，然后用无血清培养基将细胞重悬，进行细胞计数，使得200μL 悬浮液里面含有1×107个细胞。

总共需要细胞: 18（只）*200ul*1.2=4.32ml×107个，将混合好的细胞放于4°C冰盒运至动物房。

2.裸鼠准备：2.1 3周龄小鼠饲养一周后，每只于右侧腋腹壁皮下接种MDA-MB-231和MCF-7细胞1×107/200μ L。

每日观察肿瘤生长情况, 待出瘤后使用游标卡尺测量肿瘤体积, 肿瘤体积=(D×d 2)/2(D表示肿瘤的长径, d表示肿瘤的短径)。

（注射器型号BD一次性使用无菌胰岛素注射器规格：1ml 25G）2.2 当肿瘤体积约为80 mm 3 时(100至150左右)，将裸鼠进行随机分成3 组（肿瘤大小，体重尽量接近），每组3只。

对照组，TO901317组，DADS组。

每天（每天给药？会不会太频繁？可以查阅相关类似成药的半衰期或综合国外文献的数据）将实验组灌胃TO901317，剂量为25mg/kg/d，将粉末状的TO901317 溶解到蓖麻油（或芝麻油以及生理盐水）里，每只裸鼠注射含有TO901317 的蓖麻油200μL；对照组注射等体积的蓖麻油。

连续注射两周。

（12号灌胃针头，每次用后一定要煮沸消毒）（灌胃进针时针头偏右，一般就不会进肺了）腹腔注射DADS，剂量为50mg/kg (含10%小牛血清的D ME M 培养液（最好使用生理盐水）)每次注射200 μL , 隔日注射, 连续7次给药。

2.3每2～3d观察测量1次, 计算肿瘤相对体积(RTV)。

以每组动物移植瘤体积的平均值, 绘制移植瘤生长曲线。

实验结束时在超净工作台上对裸鼠进行拍照，完整剥离肿瘤，用游标卡尺对肿瘤的大小进行测量，用电子天平称量移植瘤重量，用手术剪取出肿瘤，拍照。

裸鼠荷瘤实验接种量要查文献来确定接种量，在找不到任何相关资料的情况下，最高就用到1*107/0.2ml/site,再高也没有意义了。

如果你的细胞很小，1*107/0.1ml也可以操作，不至于很粘稠，那么最好是1*107/0.1ml/site。

查文献看他们的构建条件是什么样的，比如培养条件，接种量，接种位置什么的，是不是一定要用雌性鼠等等。

有的瘤株也有可能很容易成瘤，而且生长速度很快。

建议用几只动物试试不同的接种浓度，万一能够长出来，而且还长得很快，那你就要根据情况选择一个合适的浓度了。

基本上一般认为比较合适的接种浓度有这么几个特征：1. 接种后10到15天左右可以开始试验。

2. 开始试验时可以用于试验的动物数不少于60~70%，而且SD 不大于平均值的1/3左右。

3. 开始试验三、四周后肿瘤重量大于1g，并且没有溃烂。

当然，这些条件都是锦上添花的东西，如果以1*107/site 都勉勉强强长出肿瘤，那么就不必过多的去考虑它了。

接种部位接种部位:腋窝中部外侧皮下为好。

皮下肿瘤模型中，想要成瘤率高就接种在腋下。

接种时由裸鼠体侧腰部稍靠上的部位进针，要保证与接种点的距离小于针头的长度，向头部方穿行，绝对不能刺破皮肤或者刺破肌肉层，当针头到达接种位点时注射，退出针头，这样操作的目的并不完全是避免漏液，其实熟练后，不需要皮下穿行也不会漏液，主要是避免污染，进针点还有少量污染的可能性的，针头在皮下穿行一段后，接种点离进针点较远，最大限度减少污染的可能。

如果是用于正式实验，那么一只老鼠就只能接种一个位点，不可以接种多个位点用于保证可用的模型数。

因为在有些情况下，一个老鼠身上有多于一个肿瘤的情况下，会有相互影响的可能，无论这几个肿瘤相距有多远。

要是想多打几个部位做做预试验，倒也不是不可以，但是我觉得，基本上没有什么必要。

皮肤不用绷得太紧，平展就可以了，另外接种的时候进针点很靠下，针头在皮下走一段再注射，速度不要太快。