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文章编号:100724961(2000)0120069206花烛组织培养的研究Ξ王进茂,郑均宝,高秀丽,徐振华,张法勇(河北农业大学林业生物技术实验室,保定 071000)摘要:为了找出一条适合花烛工厂化生产的最佳组织培养程序,以茎尖、叶、根等作为外植体诱导愈伤组织发生,进而诱导不定芽的发生。
结果表明:黑暗有利于花烛愈伤组织的诱导和生长,其最佳培养基为MS +6-BA 017mg/L +K T 013mg/L 。
光照有利于芽的发生,其最佳培养基为MS +6-BA 015mg/L +K T 015mg/L 。
生长素不利于花烛愈伤组织和芽的诱导及增殖培养。
花烛增殖培养合适的代数以20次为宜。
生根培养基为1/2MS +I BA015mg/L 。
关键词:花烛;愈伤组织;不定芽增殖;生根中图分类号:Q94311 文献标识码:A花烛(Anthuriun andreanum Lind.)又名火鹤、灯台花、安祖花,为天南星科花烛属多年生草本植物,是世界名贵的切花及观赏植物。
其原产地为哥伦比亚,因此又名哥伦比亚安祖花。
现世界各地均有栽培。
我国从80年代开始大批引进,在香港、广州、福建偶有露地栽培,多在温室中培养。
其繁殖方法除分株外,也可以种子繁殖,但从授粉到种子成熟需6～7个月,甚至更长,且种子不能储藏。
播种后历经2～3a 才能长到产花、分株的大小,另外种子繁殖有较大的变异[1]。
早在70年代,国外就开始了花烛组织培养的研究,并已取得较大成功[2,3,4]。
国内也已开始了这方面的研究[5,6]。
我国北方温室培养的切花用花烛及盆栽花烛,也多用组织培养法繁殖,本文意在找出一条适合花烛工厂化生产的较好的培养程序。
1 材料与方法111 材料盆栽花烛植株及花烛无菌生根试管小植株。
112 方法11211 盆栽花烛叶片的灭菌和接种 盆栽花烛叶片按发育状态分为幼叶(叶片紫红色,未展开)、初展叶(叶片刚展开,叶片开始变绿)、中龄叶(叶片生长发育到最大,呈黄绿色)、老龄叶(已停止生长的叶子,呈深绿色)。
组织培养在花卉研究中的应用1 组织培养在花卉研究中的应用花卉研究中组织培养的应用是一种有力的技术，能够有效地研究花卉的生物学特性，分析其遗传表现，以及用于花卉繁育等方面。
随着科学技术的发展，组织培养技术的发展也在花卉研究中获得更多的应用。
下面介绍了组织培养在花卉研究中的几种重要应用。
一、用于花卉遗传改良组织培养技术可以有效地对花卉进行遗传改良。
组织培养条件优越，可以有效地促进花卉细胞的生长发育和分化。
经过一定时期的培养，可以因此得到一定的遗传表现，如拟南芥的培养可以获得花卉品系，在其中可以获得更优秀的基因表达。
二、用于花卉功能基因分析由于组织培养条件较为适宜，可以有效地激活花卉植物功能基因，从而发挥其特性。
例如，经过组织培养技术，玉兰花中的Bdellavellum geniculatum和Kerria lacca基因激活，可以得到高质量的花卉植物，具有良好的结实率和品质。
三、用于花卉新品种培育组织培养技术可以有效地加快花卉繁育进程，因此得到一批新型的花卉。
例如，南方植物育种中心经过组织培养技术，研究出一系列落叶乔木物种，并取名为“南方落叶乔木”，这系列新品种非常火爆，得到了国内外科学家的热烈关注。
四、可以用于花卉病害防治组织培养技术可以有效地降低花卉植物的易感性，从而有效地防止花卉病害的发生。
例如，经过组织培养技术，研究出一种抗花叶枯萎病的植物，它具有较强的抗病能力，可以有效地防止花卉植物患花叶枯萎病的发生。
总之，组织培养技术在花卉研究中有着重要的作用，可以为花卉研究者提供更全面、更具体的信息，可以有效地改良花卉的遗传表现，用于花卉新品种培育，并可用于花卉病害防治。
红掌的组织培养技术作者：宋朝辉胡亦民来源：《现代园艺》2010年第11期红掌(Anthurium andraeanum)又名花烛、安组花,是当今世界著名的切花和盆栽花卉之一。
但红掌的传统繁殖方式为分株繁殖,繁殖系数低、速度慢,不能满足日益增长的市场需求。
组织培养是解决红掌快繁的有效途径,现将该技术介绍如下:1 外植体的选择与处理目前,用于红掌组培的外植体材料很多,顶芽、茎段、叶片、叶柄等均可获得再生植株,其中叶片尤其是带主脉的嫩叶是较理想的外植体。
外植体要选自生长旺盛、无病虫害的健壮植株,使用前需进行消毒处理,常规消毒方法是:用清水冲洗掉外植体表面灰尘,用沾有洗洁精的软毛刷轻轻刷洗材料表面,再用自来水冲洗15分钟。
用75%乙醇表面消毒30秒,转入1g/L的升汞溶液中处理8~10分钟,用灭菌水冲洗5~6次,再用锋利手术刀迅速把叶片切成0.5cm×1.0cm小块,叶柄切成1~2cm小段,接入已准备好的培养基中。
对于红掌叶片来说,这种消毒方法较好,污染率低于30%。
2 基本培养基的选择组织培养是通过外源营养成分和激素等条件来调控外植体细胞的生长状态,从而诱导萌发,产生较多有效的丛生苗,其目的是否实现,取决于培养基成分和添加激素的种类和浓度。
红掌组织培养所采用的基本培养基包括MS、1/2MS、N6、B5、KC和Nitsch等,其中1/2MS培养基对红掌愈伤组织诱导效果最好。
不同添加物对红掌愈伤组织诱导效率也有影响,与葡萄糖相比,蔗糖和食用白砂糖更有利于愈伤组织的诱导。
红掌的组织培养一般采用蔗糖作为适宜碳源。
培养基中每L加入30g蔗糖,5g琼脂,121℃高温灭菌25分钟。
3 外源激素的选择生长调节物质是培养基中不可缺少的关键物质,其用量很少,但对外植体愈伤组织的诱导和器官分化起着重要的调节作用,其中以生长素类和细胞分裂素最为常用。
目前常使用的外源主要激素是生长素类(如IAA、2,4-D和NAA)和细胞分裂素类(如BA、ZT、KT)。
红掌组织培养与快速繁殖技术现状及发展李扬（海南大学农学院生物技术系，海南儋州571737）摘要：综述了红掌组织培养与快速繁殖技术方面的研究成果，对国内外在红掌组培快繁方面积累的经验和技术进行总结分析，并针对存在的问题对今后的发展前景进行了展望。
关键词：红掌；组织培养；快速繁殖红掌(Anthurium andraenumLind) 又称为安祖花、大叶花烛，属南星科，火烛属，原产地哥伦比亚，其花色艳丽，花茎挺拔，叶型翠绿美观，是当今世界著名的切花和盆栽花卉之一。
具有极高的观赏价值和经济价值。
红掌的繁殖方法通常采用分株、扦插、人工种子和组织培养。
由于红掌用常规分株繁殖难以扩大生产，而播种繁殖，要经人工授粉才能获得种子，耗费人力等，组织培养是红掌快速繁殖的唯一途径。
而且，该项技术的应用可大大降低种苗生产成本，缩短繁育周期，具有较好的推广应用价值，对推动国内红掌花卉产业的发展具有重要意义。
[1]以下是对国内外在红掌组培快繁方面积累的经验和技术进行的总结和分析。
1红掌组培快繁的研究历史自Pierik于1974年对红掌进行组织培养取得成功以来，国内外学者对其进行了大量的组织培养的研究报道，但绝大多数的报道仅限于某一品种或单一器官（茎尖报道最多）。
1986年Keller等研究用MS.skoog培养基作叶插（加KT2 mg/L），1～2个月可形成愈伤组织。
1992年，Lighthoarn等报道0.5 mg/L的2，4-D对愈伤组织的诱导效果最好，增加NH4NO3浓度可使叶片愈伤组织增殖加快。
1992年，KuehrleA等用4种杂交种幼苗的叶进行组培，发现在暗培养1个月后有半透明的胚胎发生。
2～3个月后，用MS + 6-BA 0.2mg/L + 2%蔗糖继续培养，成苗后移入温室。
1993年，复旦大学研究表明，在幼苗微培养中，昼长夜短可诱导愈伤组织生长；3%葡萄糖对愈伤组织形成是最有效的。
[2]2红掌组织培养的研究现状2.1再生体系的建立用红掌的茎尖，茎段、幼嫩叶片和叶柄作为最初培养诱导材料，即外植体。
红掌幼叶诱导组织培养技术研究吕游1，乔永旭1*，成思涵1，周晓静1，周静1，张永平1*，郑萍2（1宿迁学院建筑工程学院，江苏宿迁223800；2江苏新境界农业发展有限公司，江苏宿迁223800）摘要：红掌深受市场青睐，但其组织培养繁殖技术未成体系。
本研究以红掌‘特伦萨’的嫩叶为外植体，MS 为基础培养基，探究添加6-BA 、2,4-D 和NAA 对愈伤组织诱导、愈伤组织增殖、丛生芽诱导和丛生芽生根的影响。
结果表明，愈伤组织诱导的最佳培养基是1/2MS+6-BA 0.5mg/L+2,4-D 0.5mg/L ；愈伤组织增殖的最佳培养基是1/2MS+6-BA 0.5mg/L+2,4-D 0.2mg/L ；丛生芽诱导的最佳培养基是MS+6-BA 0.5mg/L+NAA 0.2mg/L ；丛生芽生根的最佳培养基是1/2MS+NAA 0.2mg/L ；生根后的幼苗，移栽成活率高达100%。
以期为红掌种苗扩繁提供参考。
关键词：红掌；愈伤组织；丛生芽诱导；丛生芽生根基金项目：江苏省苏北科技专项（SZ-SQ2021042）；宿迁市科技计划现代农业项目（L202208）；宿迁学院学科建设项目（2021ZDJS04）；宿迁学院人才引进科研启动基金项目（校2022XQT004）。
第一作者：吕游（2022-），女，在读本科生，专业方向：园林。
通信作者：乔永旭（1978-），男，博士，教授，研究方向：园林园艺植物资源开发与利用。
张永平（1978-），女，博士，教授，研究方向：园林园艺植物逆境生理生化。
加蔗糖30g/L ，琼脂5.5g/L ，pH 值5.8；培养条件：温度25±1℃，光照周期12h/d ，光照强度2000Lx ，进行愈伤组织的诱导。
每个处理接种100个外植体，重复3次，培养30d 后，统计愈伤组织的诱导率，愈伤组织诱导率（%）=（诱导愈伤组织的叶块数/总叶块数）×100。
1.2.3愈伤组织的增殖。
植物学通报 2006, 23 (6): 698￣702．组织培养简讯． 花烛离体培养叶色变异株系的相关性状徐彬１，辛伟杰１，王广东１＊，郭维明１，文方德２，金剑平２1南京农业大学园艺学院, 南京 210095; 2珠海市园艺研究所, 珠海 519070摘要以花烛(Anthurium andraeanum)间接器官发生途径中再生出的一株花叶变异植株为原始材料, 进行增殖并对得到的3个叶色变异株系的叶色相关性状进行了初步研究。
结果表明: 通过愈伤组织器官发生途径和腋芽增殖途径对这一花叶苗进行增殖, 均分离到3种变异株系, 即花叶苗、黄化苗和天鹅绒绿色叶片苗; 天鹅绒绿色苗叶片中的叶绿素含量比正常离体苗的含量低; 叶片解剖结构表明, 叶绿体在叶肉细胞中的分布与其叶片表现型相同, 天鹅绒绿色叶片与正常叶片在解剖结构上无明显差异。
花烛原套只具有1层细胞, 无明显的L2层分生结构, 因此叶肉的薄壁细胞完全由向各个方向分裂的原体细胞发育而来, 这种组织结构导致花叶叶片中含有叶绿体的细胞和不含有叶绿体的薄壁细胞呈不规则分布。
这种花叶株系可以作为育种材料或直接作为盆栽花烛进行推广。
关键词花烛, 叶色变异, 叶绿素含量, 解剖结构Characteristics of Chimeras of Anthurium andraeanumfrom in vitro MutationBin Xu1, Weijie Xin1, Guangdong Wang 1*, Weiming Guo1, Fangde Wen2, Jianping Jin21College of Horticulture, Nanjing Agricultural University, Nanjing 210095, China2Zhuhai Institute of Horticulture, Zhuhai 519070, ChinaAbstract One variegated plantlet resulting from chlorophyll loss of partly parenchymal tissue was obtained from the adventitious shoots regenerated from callus of Anthurium. Three types of chimeras were achieved in the process of propagation by indirect shoot regeneration via callus or axillary bud emergence, namely varie-gated types， albino types, and jade-green types, in which the chlorophyll content was lower than that of the normal in vitro plantlets. Anatomy structure of leaves indicated the consistency of phenotypes and chloro-phyll distribution but little difference between the jade-green leaf and the normal leaf. One cell layer constitutes the tunica, and thus no L2 layer can be defined. So all the parenchymal cells were derived from meristem cells in corpus, which divided in all directions. This tissue structure explains the irregular distribution of parenchy-mal cells containing chloroplasts or not. The chimeras, especially the variegated plantlets, might be potential breeding materials or new cultivars.Key words Anthurium andraeanum, leaf color mutation, chlorophyl content, anatomy structure 花烛(Anthurium andraeanum)为天南星科(Araceae)花烛属(Anthurium)多年生草本花卉,收稿日期: 2006-01-16; 接受日期: 2006-07-07基金项目: 国家自然科学基金(No. 30300244)和广东省科技厅项目(No. K130532002-1-4)* Author for correspondence. E-mail: gdwang@6992006徐彬 等: 花烛离体培养叶色变异株系的相关性状其佛焰苞色泽艳丽, 色彩丰富, 瓶插期长, 叶片也具有一定观赏价值, 目前已成为仅次于热带兰的第二大热带观花观叶花卉(Laws and Galinsky,1996)。
火鹤花组织培养繁殖初探
沈国军;徐祖荣;诸常青
【期刊名称】《内蒙古科技与经济》
【年(卷),期】2006(000)06S
【摘要】火鹤花又叫花烛，它作为一种高档花卉的应用前景非常良好，因其花朵独特，象花烛，色艳且花期长，四季开花不断，既可做插花又可做盆栽，市场反映不错。
近年来，盆栽火鹤花一跃成为高档盆花。
然而，火鹤花是一种高投入高产出的植物，保持其优良的种性，并在较短时间内生产大量的健康种苗供应生产，对生产者保持竞争力，获得高额回报显得十分重要。
因此，通过组织培养扩繁火鹤花种苗已在实践中被采用。
【总页数】2页(P90-91)
【作者】沈国军;徐祖荣;诸常青
【作者单位】浙江省绍兴市越城区农业技术推广中心,浙江绍兴312000;江西省抚州职业技术学院,江西杭州344000;浙江省绍兴市常青园林花卉有限公司,浙江绍兴312000
【正文语种】中文
【中图分类】Q953
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5.火鹤花组织培养繁殖初探 [J], 沈国军;徐祖荣;诸常青
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红掌组培方案2食品与生物技术系何海慧 1102040220指导教师：黄峰一、植物简介：红掌（Anthurium andraeanum）属天南星科，花烛属多年生常绿草本植物，别名花烛、红苞芋、幸运花等，原产中美洲，喜温暖、湿润、阴暗环境，特别适合室内观赏，兼作鲜切花，为当前国际流行的名贵花卉。
在全球热带花卉贸易中，红掌销量居第二位，欧洲、美国、日本是红掌主要消费市场，栽培自动化程度很高，栽培面积不断扩大，我国红掌商业化生产，尤其是工厂化组培快繁，还处于起步阶段。
大理州经济作物科学研究所采用组培快繁技术对红掌进行快繁研究已取得初步成效，为进一步推动我国发展新兴的红掌产业及消费市场奠定理论依据。
二、组织培养（一）培养基的制备①初代培养MS+6-BA 1.0 mg/L+2,4-D 0.2 mg/L+琼脂0.6%+糖3%，PH值为5.8②继代培养MS+6-BA 2.0mg/L +2,4-D 0.2mg/ L+糖30g/L +琼脂6.8g/L，PH值为5.8.③壮苗生根培养1/2MS+IBA 2.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L+糖30g/L +琼脂6.8g/L，PH值为5.8.④配制量6L⑤严格按照培养基制作流程的操作进行⑥将煮制好的培养液,然后分装到培养瓶中。
培养瓶中的分装量为1～1.5公分⑦将分装好的培养基和无菌水放入高压蒸汽灭菌锅中进行灭菌（二）实验前的准备一、1.外植体的选择：红掌的茎尖、茎段、幼嫩叶片或叶柄2.外植体的处理：将材料带回洗涤室进行处理。
①将取回的茎段进行修剪，剪去多余的叶片②用软毛刷顺着材料的逆生长方向刷洗茎段表面的大颗粒物质③将刷洗完的茎段剪成3～4㎝的小段④用洗衣粉溶液将茎段洗涤⑤再用清水缓慢冲洗⑥用吸水纸将材料表面的水分吸干后装入无菌瓶中，将材料拿入接种室中的超净工作台上进行一下步骤操作⑦用75%的酒精浸泡漂洗⑧用0.1%的升汞溶液浸泡10min⑨用无菌水冲洗三次，沥干后放入无菌瓶中备用接种（三）材料的接种①初代培养：取出灭菌好的材料，切除伤口部分，将切割好的材料接种到初代培养基中，并放到培养室进行培养，直至材料发育成完整植株②将初代培养成功的材料进行扩繁：待初代培养成功发育成完整植株时进行扩繁。
文章编号:100724961(2000)0120069206花烛组织培养的研究Ξ王进茂,郑均宝,高秀丽,徐振华,张法勇(河北农业大学林业生物技术实验室,保定 071000)摘要:为了找出一条适合花烛工厂化生产的最佳组织培养程序,以茎尖、叶、根等作为外植体诱导愈伤组织发生,进而诱导不定芽的发生。
结果表明:黑暗有利于花烛愈伤组织的诱导和生长,其最佳培养基为MS +6-BA 017mg/L +K T 013mg/L 。
光照有利于芽的发生,其最佳培养基为MS +6-BA 015mg/L +K T 015mg/L 。
生长素不利于花烛愈伤组织和芽的诱导及增殖培养。
花烛增殖培养合适的代数以20次为宜。
生根培养基为1/2MS +I BA015mg/L 。
关键词:花烛;愈伤组织;不定芽增殖;生根中图分类号:Q94311 文献标识码:A花烛(Anthuriun andreanum Lind.)又名火鹤、灯台花、安祖花,为天南星科花烛属多年生草本植物,是世界名贵的切花及观赏植物。
其原产地为哥伦比亚,因此又名哥伦比亚安祖花。
现世界各地均有栽培。
我国从80年代开始大批引进,在香港、广州、福建偶有露地栽培,多在温室中培养。
其繁殖方法除分株外,也可以种子繁殖,但从授粉到种子成熟需6～7个月,甚至更长,且种子不能储藏。
播种后历经2～3a 才能长到产花、分株的大小,另外种子繁殖有较大的变异[1]。
早在70年代,国外就开始了花烛组织培养的研究,并已取得较大成功[2,3,4]。
国内也已开始了这方面的研究[5,6]。
我国北方温室培养的切花用花烛及盆栽花烛,也多用组织培养法繁殖,本文意在找出一条适合花烛工厂化生产的较好的培养程序。
1 材料与方法111 材料盆栽花烛植株及花烛无菌生根试管小植株。
112 方法11211 盆栽花烛叶片的灭菌和接种 盆栽花烛叶片按发育状态分为幼叶(叶片紫红色,未展开)、初展叶(叶片刚展开,叶片开始变绿)、中龄叶(叶片生长发育到最大,呈黄绿色)、老龄叶(已停止生长的叶子,呈深绿色)。
从盆栽花烛植株上取不同叶龄的叶片,用清水冲洗干净。
在无菌条件下,先用75%的酒精漂洗2min ,接着用无菌水冲洗1次,再用1‰的氯化汞溶液漂洗5min ,然后用无菌水冲洗4～5次,切成约015cm ×015cm 的方块接种到培养基中。
Ξ收稿日期:1999-04-09;修改稿收期:1999-07-06王进茂:男,1970年生,讲师,主要从事组织培养研究工作。
第15卷第1期河 北 林 果 研 究V ol 115N o 112000年3月HEBEI JOURNAL OF FORESTR Y AN D ORCHAR D RESEARCH Ma r.200011212 愈伤组织的诱导 花烛试管生根小植株上的叶片、茎段、根及花烛盆栽植株的叶片等,均可作为外植体。
试管苗的叶片,用剪刀横向剪2～3道伤口至叶中脉,茎段、根切成015cm 的小段,接种到不同处理的培养基上,每瓶2个样本,每种处理10瓶。
光照或黑暗条件下培养,50d 后统计愈伤组织诱导情况。
11213 诱导不定芽的分化 把诱导出的愈伤组织在最适培养基中继代培养,待愈伤组织长到直径015～110cm 大小时,接种到诱导不定芽的培养基中。
每处理20个样本,40d 后统计不定芽发生情况。
11214 芽的增殖和生根培养 将高015～110cm 的嫩茎接到诱导不定芽分化和诱导生根的培养基中,40d 后观察统计结果。
113 培养条件及所用培养基培养室温度为(25±2)℃,光照强度1500～3000lx ,光照时间16h/d 。
试验所用培养基统一编号如下:(1)MS +6-BA 015(8)MS 0(2)MS +6-BA 015+K T 013(9)1/2MS +I BA 011(3)MS +6-BA 017+K T 013(10)1/2MS +I BA 012(4)MS +6-BA 017+K T 013+NAA 011(11)1/2MS +I BA 015(5)MS +6-BA 115+K T 110(12)1/2MS +I BA 110(6)MS +K T 015+2,4-D 015(13)1/2MS +NAA 015(7)MS +6-BA 011(14)1/2MS +I AA 015 其中外源植物激素的浓度单位均为mg/L ,(1)～(8)培养基加蔗糖25g/L ,(9)～(14)加蔗糖15g/L 。
2 结果与分析211 诱导愈伤组织发生与不定芽分化21111 外植体和外源植物激素 试验结果表明,外植体是诱导愈伤组织发生的重要因素。
从表1可以看出,相同培养条件下茎段最容易诱导愈伤组织的发生,诱导率最高可达73%;其次是叶片,为44%;根尖最低,只有8%。
表1的试验结果还表明,在培养基(2)、(3)上诱导叶片和茎段愈伤组织发生,其诱导率明显高于其他3种培养基。
培养基(4)添加的外源植物激素与培养基(2)、(3)相比只是多加了NAA 011mg/L ,可见,011mg/L 的NAA 对愈伤组织分化的诱导有一定的抑制作用。
培养基(5)诱导率低的原因是6-BA 和K T 的浓度过高。
培养基(1)诱导率低于(2)、(3),因为只添加了6-BA ,而未添加K T 。
盆栽花烛植株不同龄期的叶片愈伤组织诱导率也不同,以中龄叶最高(见表2)。
且从盆栽花烛叶片诱导愈伤组织发生,添加的外源植物激素与试管小植株不同,需添加低浓度的2,4-D 。
愈伤组织经过继代培养,仍然接种到(1)～(5)号培养基中,在光下诱导不定芽分化,继而发育为嫩茎。
试验结果仍是(2)、(3)号培养基较适宜,来源于叶片的每块愈伤组织平均产生415～515个嫩茎,茎段产生515～713个;而在(4)号培养基上,叶片为211个,茎07 河 北 林 果 研 究 第15卷表1 不同外植体和外源植物激素对诱导愈伤 组织的影响培养基号外源植物激素愈伤组织诱导率/%6-BAK TNAA 叶片茎段根尖平均(1)01536155463212(2)015013446984013(3)017013397373913(4)017013011275742913(5)115110285132713表2 盆栽花烛植株不同龄期的叶片对诱导愈伤 组织发生的影响培养基号外源植物激素愈伤组织诱导率/%K T 2,4-D 幼叶初展叶中龄叶老龄叶(6)0150153713446117段为418个。
在(5)号培养基上,虽然叶片为913个,茎段为1016个,但茎纤细,叶片发黄,生长明显弱于上述4种培养基。
21112 光照或黑暗培养 诱导花烛愈伤组织的发生比较缓慢,外植体培养30d 后,叶片、茎段、根尖的切口处开始出现少量突起。
在暗培养下的呈淡黄色,质地较疏松,表面平滑;光培养下的愈伤组织呈淡黄绿色,质地致密。
由表3可见,暗培养中愈伤组织诱导率明显高于光培养,在叶片诱导愈伤组织发生时表现尤为突出,暗培养下诱导率为5914%,是光培养下(1212%)的近6倍。
表3还说明,光照培养有利于诱导愈伤组织分化不定芽;相反,黑暗条件下培养没能诱导出不定芽。
在(3)号培养基中,叶片、茎段来源的愈伤组织在光下不定芽的诱导率可达100%。
将黑暗条件下培养50d 的愈伤组织转到光下培养,愈伤组织逐渐由淡黄色变成黄绿色,由疏松变致密,30d 后在其表面形成圆锥状小突起,即不定芽原基,继续培养则形成不定芽。
表3 不同外植体在光或暗培养下诱导愈伤组织和芽的发生培养基号激素6-BAK T外植体 光或暗培养愈伤组织诱导率/%愈伤组织中芽诱导率/%3每块愈伤组织产生的不定芽个数3叶片光1212100918叶片暗59140(3)017013茎段光48181001310茎段暗68160根尖光6-根尖暗714- 3培养120d 的调查结果212 嫩茎的培养与生根将上述芽丛在原培养基中进行增殖培养,50d 后调查发现,不定芽的增殖有着同诱导愈伤组织产生不定芽相似的趋势,即适宜浓度6-BA 和K T 配合使用,比单独使用6-BA 更有利于芽的继代和增殖,高浓度的细胞分裂素易产生畸形芽,低浓度的NAA (011mg/L )抑制不定芽的增殖。
不定芽在(2)、(3)号培养基上可继续发育为嫩茎。
在芽增殖培养基上培养的嫩茎,可以维持较高的分化能力。
新生嫩茎多发生在现存嫩茎17 第1期 王进茂等:花烛组织培养的研究 的基部,初期新嫩茎生长较快,随时间的延长嫩茎生长减缓,继续培养在增殖培养基上,新嫩茎则不再长大,而是又开始分化。
因此,为了获得足够大小的嫩茎,要将已充分分化的嫩茎接种到细胞分裂素较低的培养基MS +6-BA 011或MS 0中,促使嫩茎长高,叶片增大。
实验过程中还发现,以丛生嫩茎的形式进行嫩茎的增殖数为单一嫩茎增殖的3～5倍,同时还要注意,在继代培养时要不断地除去失去分生能力的衰老组织。
切取高015～110cm 的嫩茎接到表4的6种培养基中,培养约3周开始出现根原基。
表4是培养40d 的调查结果,可以看出,外源植物激素的种类和浓度对生根率的影响并不显著,而对根的向性和数量有较大的影响。
嫩茎生根有两种情况,一种是正常向下的根;另一种是向上的气生根。
后者影响栽植成活率。
I BA 、I AA 和NAA 诱导无根试管苗的生根率都很高,但I AA 和NAA 诱导的根多为向上生长的气生根,它占总根数的7115%,并且向下的根多为短粗状,近似愈伤组织,移栽成活率低,而添加I BA 的气生根占总根数的2113%。
I BA 浓度为015～110mg/L 时,嫩茎生根数量增多,但气生根比例也同时增加,因而选择(11)号培养基为适宜生根培养基。
表4 外源植物激素对诱导生根的影响培养基号激素I BA NAAI AA生根率/%每株苗平均根条数根的向性/%上下(9)0118721415168414(10)0121004122080(11)0151005112476(12)110971551528117119(13)01510031571142816(14)0159731071192811213 生根试管植株的移栽当嫩茎长出3～5条(长>1cm )向下的根、3～5片成熟叶片后就可以移栽了。
首先应将准备移栽的生根试管植株在未揭封口膜的试管内,置于光强大于10000lx 的自然光下照光锻炼5～7d ,但气温不得超过35℃。
培养花烛试管苗所用栽培基质成分配比为腐殖质∶壤土∶细沙=3∶1∶1。
生根试管植株移栽的最适气温为20～30℃,温度较低,小苗生长缓慢,缓苗期长;气温高于30℃,根易腐烂,两种情况都使成活率降低。
移栽时,用清水冲去生根试管植株根部附着的培养基,栽到直径8cm 、高8cm 的黑色塑料小花盆中,以浸盆的方式浇足水分,置于遮阴的塑料薄膜小拱棚中培养,棚内空气相对湿度不低于80%,温度不超过30℃,否则要喷水或适当通风降温。
