乙醇提取法
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从酒精溶液中提取乙醇的方法从酒精溶液中提取乙醇的方法可以采用以下步骤:
1. 蒸馏法:这是最常用的方法之一。
首先,将酒精溶液加热至乙醇的沸点(78.5摄氏度),乙醇会蒸发成气体,然后通过冷凝器冷却乙醇蒸汽使其重新液化,得到乙醇的纯净液体。
2. 分离漏斗法:如果酒精溶液与水等其他成分混合,可以使用分离漏斗进行分层。
将酒精溶液倒入分离漏斗中,加入适量的不溶于酒精的溶剂,如石油醚或氯仿。
混合后,等待一段时间,两个液相会分层,乙醇会集中在上层,然后可以轻松地将上层的乙醇分离出来。
3. 吸附法:可以使用活性炭等吸附剂来吸附乙醇。
将酒精溶液通过装有活性炭的柱子或过滤器,乙醇会被活性炭吸附,其他成分会通过。
然后可以用适当的溶剂洗脱活性炭上的乙醇,得到纯净的乙醇溶液。
需要注意的是,提取乙醇的方法取决于酒精溶液的成分和纯度要求。
在实际操作时,应根据具体情况选择合适的方法,并严格遵守相关安全操作规程,避免火灾和化学品泄漏等危险情况的发生。
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乙醇提取的方法乙醇提取是一种常用的分离和提纯技术,广泛应用于化学、生物、医药等领域。
乙醇提取方法简单易行,成本低廉,且对大部分物质具有较好的溶解性,因此在实验室和工业生产中被广泛采用。
一、乙醇提取的原理乙醇提取是基于物质在乙醇溶液中的溶解度差异来实现分离纯化的。
乙醇作为一种极性溶剂,可以与许多有机化合物和生物大分子发生相互作用,形成溶液。
通过控制溶剂的浓度、温度和提取时间等条件,可以使特定的目标物质在乙醇溶液中溶解度发生变化,从而实现目标物质的分离纯化。
二、乙醇提取的步骤1. 准备样品:将待提取物质样品准备好,可以是固体、液体或悬浮液等形式。
如果是固体样品,需要先研磨成粉末状,以增加与乙醇的接触面积。
2. 酸碱调节:根据目标物质的性质,可以酸化或碱化样品,以调节其溶解度。
这一步骤可以使用酸、碱或缓冲溶液进行调节。
3. 加入乙醇:将适量的乙醇溶剂加入样品中,使样品完全浸泡在乙醇中。
乙醇的浓度可以根据目标物质的溶解度进行调节,一般在30%至70%之间。
4. 搅拌提取:将样品与乙醇溶剂充分混合,并进行搅拌提取。
搅拌可以加速溶质与溶剂的相互作用,提高提取效果。
搅拌的时间可以根据实际需要来确定,一般在10分钟至数小时之间。
5. 分离收集:停止搅拌后,将乙醇溶液与样品分离。
可以通过离心、过滤、蒸发等方法将乙醇溶液中的目标物质分离出来。
分离的目的是得到纯净的目标物质溶液,可根据实际需要选择合适的方法进行分离。
6. 蒸发回收:将分离得到的目标物质溶液进行蒸发,以回收乙醇溶剂。
蒸发的条件可以根据溶剂的性质来确定,常用的方法有加热、减压等。
7. 干燥纯化:蒸发后得到的目标物质通常含有少量的残余溶剂和杂质,需要进行干燥和纯化处理。
可以使用烘箱、真空干燥器、再结晶等方法进行处理,得到纯净的目标物质。
三、乙醇提取的应用乙醇提取方法广泛应用于化学、生物和医药领域。
在化学领域,乙醇提取常用于有机合成反应中的中间体和产物的分离纯化。
乙醇法提取茶多酚的原理好嘞,今天咱们聊聊乙醇法提取茶多酚的事儿。
茶多酚,这东西听着高大上,其实它就藏在你我每天喝的茶里,咱们的那杯绿茶、红茶,都是它的家。
当你喝上一口的时候,感觉清新、顺滑,这就是茶多酚在舞动,它能抗氧化,保护咱们的身体,听起来就像是个小英雄。
怎么才能把这些宝贝提取出来呢?就要靠乙醇这位好帮手了。
乙醇,别看它名字听着有点陌生,其实就是咱们平时喝酒的那种酒精。
嘿,谁说酒只能喝,提取茶多酚也很给力哦!提取的时候,咱们把茶叶泡在乙醇里,让它们相互亲密接触。
哇,这时候,茶叶里的多酚就像是找到了舞伴,欢快地从茶叶里跳出来,溶解在乙醇里,形成了咱们需要的提取液。
说到这里,很多小伙伴可能会问,为什么要用乙醇呢?乙醇的溶解能力非常强,能够把茶叶里的多酚、氨基酸这些好东西都“抓”住。
乙醇还很容易挥发,提取完了咱们可以通过加热让它蒸发,留下纯净的茶多酚。
这样一来,干净利落,就像喝茶一样,简单又直接。
提取的过程其实还蛮有意思的,想象一下,茶叶在乙醇里“游泳”,它们的味道、颜色慢慢渗透出来,就像在做一场美丽的变身秀。
这个时候,咱们可以观察到提取液的颜色逐渐变深,说明茶多酚在慢慢增加,就像是看到一个小朋友从青涩变得成熟,心里别提有多欣慰。
提取的温度、时间可不能随便来哦!这就像做菜,要掌握火候。
温度太高,茶多酚可能就会被破坏,时间太短,又提取不完全。
这时候得小心翼翼,像是给自己做一顿丰盛的晚餐,既要有耐心,也得有技巧。
正所谓“慢工出细活”,只有耐心和细致才能提取出最精华的部分。
除了乙醇,咱们还可以用水来提取茶多酚,但乙醇的效果就是更好。
水提取出的东西有点稀薄,缺乏那种浓郁的味道,而乙醇提取出来的茶多酚,浓郁而醇厚,仿佛让人置身于一片清新的茶园,耳边都是那种轻风拂面的感觉,心情一下子就好起来了。
提取出来的茶多酚还能做成各种各样的产品,比如护肤品、保健品,甚至还可以加入到饮料里。
想象一下,喝着加了茶多酚的饮料,简直就像是给身体加了个保护罩,抗氧化、抗衰老,一口气多了好多美好。
叶绿素酒精提取法叶绿素是一种绿色的植物色素,它在光合作用过程中非常重要。
叶绿素的结构中包含多个芳香环,这些环中含有许多双键,能够吸收不同波长的光线以供光合作用使用。
因此,叶绿素也被广泛应用于药物、化妆品和食品等领域中,是一种非常重要的生物制品。
叶绿素的提取方式有很多种,其中酒精提取法是叶绿素提取的常用方法之一。
这种方法具有简单、快速、易行和成本低廉的特点,因此受到科学家们的广泛应用。
叶绿素酒精提取的步骤:材料准备为了提取出高纯度的叶绿素,科学家通常选择新鲜的植物叶子作为原料。
需要将叶子清洗干净,去掉杂质,并切碎成小块以便于提取。
同时,为了保证提取过程的卫生和安全,需要准备一些仪器和设备,如手套、口罩、胶管、夹子、加热器等。
提取步骤1.取一定量的叶子放入绞肉机中切成小块,并放入破碎机中打碎。
2.将打碎的叶子用加热器稍微加热,不断搅拌,使其均匀受热。
3.加入适量的乙醇,搅拌均匀。
通常用70%的酒精,比例为1:5(1克植物叶子:5毫升酒精),使其充分浸泡。
4.将上述材料放入离心管中,用离心机离心10分钟,将有机溶液与渣分离。
溶液去除渣后可以得到深绿色的液体。
5.将上述液体倒入干燥瓶中,用氮气吹干,再用空气干燥。
6.最后,用0.22μm孔径的过滤器将提取的溶液过滤,去除其中的杂质,直到得到高纯度的叶绿素。
优缺点优点:1.酒精提取法简单、快速,易于操作。
2.提取得到的叶绿素纯度较高,可以用于多种研究和应用领域。
3.提取成本低廉,设备简单,适用于小规模实验室使用。
缺点:1.由于溶剂的使用,对原料中化学成分的影响较大,提取得到的叶绿素可能不够纯净或者含有其他物质。
2.使用酒精提取法提取叶绿素时需要大量的乙醇,对环境有一定的污染。
3.需要用一些专业的仪器对提取得到的叶绿素进行分离和纯化,对于一些小型实验室而言费用较高。
综上所述,叶绿素酒精提取法是一种简单、快速、经济的提取方法。
虽然存在一些缺点,但作为叶绿素提取的常用方法之一,其在生物制品研究和应用中具有重要的作用。
中药乙醇提取法原理嘿,朋友们!今天咱来唠唠中药乙醇提取法原理。
你说这中药乙醇提取法啊,就像是一个神奇的魔法!咱可以把它想象成是一个大厨在精心烹饪一道美味佳肴。
乙醇呢,就像是那独特的调料,能把中药里的精华成分给“勾引”出来。
咱先说说这乙醇,它可是个厉害的角色呢!它就像个热情的小伙伴,能和中药里的各种成分打成一片。
有些成分可能一开始还躲躲藏藏的,但乙醇一来,嘿,它们就乖乖现身啦!这乙醇能溶解好多有用的东西,把它们从中药的大集体里给分离出来。
中药呢,就像是一个装满宝藏的宝库。
而乙醇提取法呢,就是打开这个宝库的钥匙。
通过乙醇在里面这么一搅和,那些珍贵的成分就被带出来啦。
这就好比在一个大果园里,我们用乙醇这个特别的工具,把那些又大又甜的果子摘下来。
你想想看啊,要是没有乙醇提取法,那好多中药的精华不就被埋没了吗?那多可惜呀!这乙醇提取法就像是给中药来了一次华丽的变身,让它们能更好地发挥作用,为我们的健康服务。
而且哦,这个过程还挺有意思的呢!看着乙醇和中药相互作用,就像看着一场精彩的表演。
有时候会有一些奇妙的现象发生,让你忍不住感叹大自然的神奇和中药的奥秘。
咱再打个比方,乙醇提取法就像是一场选拔比赛。
乙醇就是那个严格的裁判,它会把最优秀、最有价值的成分挑选出来,让它们站在舞台中央,发挥出自己最大的作用。
那些不符合要求的成分呢,就只能被淘汰啦。
这中药乙醇提取法,咱老祖宗可是用了好久好久啦。
经过这么多年的实践和改进,它变得越来越厉害了呢!它能把中药里那些看不见摸不着的好东西给提炼出来,让我们能更好地利用中药的神奇力量。
总之啊,中药乙醇提取法原理可真是个了不起的东西!它让中药变得更有价值,也让我们的健康有了更多的保障。
咱可得好好珍惜这个神奇的方法,让它继续为我们服务呀!这就是我对中药乙醇提取法原理的理解,你们觉得怎么样呢?是不是也觉得很有趣呀!。
中药常用的提取方法中药常用的提取方法一、概述中药提取是指从中草药中分离和提取出活性成分的过程,是中药研究的重要环节之一。
中药提取方法主要包括传统的水煎法、浸泡法、乙醇提取法、水蒸气蒸馏法、超声波提取法、微波提取法等。
本文将对这些常用的提取方法进行详细介绍,并探讨其优缺点及适用范围。
二、水煎法水煎法是传统的中药提取方法,也是最常用的一种方法。
它基于煮沸水将中草药中活性成分提取出来的原理。
水煎法操作简单,成本低,适用于大批量生产。
然而,由于水煎法对温度和时间的要求较高,容易使药材中的活性成分受热破坏。
水煎法只能提取药材中的水溶性成分,对于非水溶性成分的提取效果较差。
三、浸泡法浸泡法是将药材放入适量的溶剂中浸泡一定时间,使溶剂渗透到药材内部,将活性成分溶解出来的方法。
浸泡法操作简单,可以提取多种成分,适用范围广。
但浸泡法需要较长的浸泡时间,且溶剂消耗较多,提取效率相对较低。
四、乙醇提取法乙醇提取法是利用乙醇作为溶剂将草药中的有效成分提取出来的方法。
乙醇具有较好的溶剂效果,能够提取多种成分,且提取效率较高。
乙醇提取法适用于大多数草药,但对一些有毒成分的提取效果较差。
乙醇提取法对药材质量要求较高,需要控制好提取过程中的温度和时间,避免过度提取或破坏活性成分。
五、水蒸气蒸馏法水蒸气蒸馏法是利用水蒸气将药材中的活性成分提取出来的方法。
该方法主要适用于草本植物中活性成分含量较低的情况,能够避免高温破坏活性成分。
水蒸气蒸馏法操作简单,提取效果较好,适用范围广泛。
但该方法对设备要求较高,耗时较长,不适合大批量生产。
六、超声波提取法超声波提取法是利用超声波震荡的作用将草药中的活性成分提取出来的方法。
超声波具有高频振动和微小液滴爆破等特点,可以快速破坏细胞结构,提高提取效率。
超声波提取法操作简便,提取效果好,适用于大多数草药。
然而,超声波提取法对设备要求较高,且震荡过程中产生的高温会影响部分活性成分。
七、微波提取法微波提取法是利用微波加热的作用将草药中的活性成分提取出来的方法。
植物精油提取方法
植物精油提取方法可分为水蒸气蒸馏、乙醇提取、气液萃取、溶剂提取等。
一、水蒸气蒸馏法
水蒸气蒸馏是将植物材料加入到蒸馏装置中,将水蒸气冷凝,提取出植物材料中的植
物精油,这是最传统的植物精油提取方法。
优点是效率高,提取效率可达90%以上,而且
植物精油的化学成分更稳定。
缺点是消耗大量的水,生产过程费时费力,耗用能源也大,
产品价格较高。
二、乙醇提取法
乙醇提取法,利用有机溶剂乙醇,提取植物材料中的植物精油。
优点是效率高,提取
的植物精油的化学成分稳定,而且利用乙醇可以从多种植物材料中提取植物精油,不会改
变植物材料的特性。
缺点是使用易燃易爆的乙醇,操作过程中存在安全隐患。
三、气液萃取法
气液萃取法,利用液态压缩气体,把植物中的精油萃取出来。
优点是操作过程要求低,可以从多种植物材料中提取植物精油,而且提取的效率高达90%以上。
缺点是耗能比较高,不适合大规模高产。
四、溶剂提取法
以上就是植物精油提取方法介绍,从水蒸气蒸馏到溶剂提取,不同的植物精油提取方
法有着不同的优缺点,根据使用目的,选择合适的植物精油提取方法,有助于提高植物精
油的利用率和质量。
提取无水乙醇实验报告实验目的本实验旨在通过反应提取纯度较高的无水乙醇,并学习提取有机物的方法。
实验原理无水乙醇的提取可通过酸催化的脱水反应来实现。
在本实验中,我们将使用浓硫酸作为催化剂,将乙醇脱水生成无水乙醇。
浓硫酸可以吸水反应物中的水分,促进乙醇分子之间的水脱水,从而得到无水乙醇。
该反应的化学方程式如下所示:C2H5OH + H2SO4 →C2H5HSO4 + H2O实验器材和试剂- 乙醇- 浓硫酸- 水浴- 反应瓶- 温度计实验步骤1. 在一个干燥的反应瓶中,加入适量的乙醇。
2. 向乙醇中加入少量的浓硫酸,搅拌均匀。
3. 将装有乙醇和硫酸的反应瓶置于水浴中。
4. 使用温度计监测水浴的温度,保持在60-65摄氏度之间。
5. 等待反应进行,观察反应液颜色的变化。
6. 当反应液变为深红色时,说明反应已经完成。
7. 关闭水浴,让反应液冷却至室温。
实验结果与数据处理在进行实验的过程中,我们观察到乙醇和浓硫酸反应后,反应液颜色逐渐变深,最终变为深红色,符合预期结果。
实验结果表明,乙醇中的水分被脱除,生成了纯度较高的无水乙醇。
实验注意事项1. 在实验过程中要注意安全,避免接触到浓硫酸和无水乙醇,穿戴实验服和防护眼镜。
2. 反应瓶和试管要干燥,否则会影响反应结果。
3. 操作过程中要轻拿轻放,避免剧烈摇晃或碰撞容器。
实验结论本实验通过浓硫酸的催化作用,成功提取了纯度较高的无水乙醇。
实验结果证明了酸催化的脱水反应是提取无水有机物的有效方法。
同时,在进行该实验的过程中,我们也学习到了实验操作的注意事项和安全知识。
无水乙醇的提取有着广泛的应用场景,例如在某些化学合成反应中作为溶剂,或者用作纯净实验试剂。
通过本次实验,我们对无水有机物的提取方法有了更深入的了解,并获得了一定的实验技能。
实验方案_低温乙醇法从人血清中提取免疫球蛋白低温乙醇法从人血清中提取免疫球蛋白的实验方案:实验目的:通过低温乙醇法从人血清中提取免疫球蛋白,获取纯度较高的免疫球蛋白样品。
实验原理:低温乙醇法是一种常用的蛋白质沉淀方法,其基本原理是在低温下,添加适量的乙醇,使蛋白质发生沉淀,从而实现分离纯化目的。
实验步骤:1.实验前准备:1.1.预先配制10%的乙醇溶液,使用冷藏保存。
1.2.准备人血清样品。
1.3.准备离心管和离心机。
2.实验操作:2.1.取一定体积的人血清样品,将其转移到离心管中。
2.2.在离心管中加入等体积的10%乙醇溶液。
2.3.混匀溶液,并在4℃下静置20-30分钟,使免疫球蛋白发生沉淀。
2.4.将离心管放入离心机中,以1500-2000g的速度离心15分钟,沉淀免疫球蛋白。
2.5.将上清液倒掉,并用凉蒸馏水轻轻洗涤沉淀2-3次,以去除杂质。
2.6.加入一定储存缓冲液(如磷酸盐缓冲液)重悬沉淀,得到免疫球蛋白样品。
2.7. 可进一步使用其他方法(如电泳、Western blot等)检测免疫球蛋白的纯度和活性。
3.结果分析:通过低温乙醇法提取的免疫球蛋白样品,可以通过其他实验方法来检测其纯度和活性。
同时,实验中的收率和纯度也可以根据实验结果进行分析和评估。
注意事项:1.实验操作要在低温下进行,以避免免疫球蛋白的降解和失活。
2.实验过程中离心操作要平稳,避免产生气泡和颗粒。
3.在操作过程中要小心避免受到污染,以确保提取的免疫球蛋白的纯度。
4.提取的免疫球蛋白样品可以进一步保存、分析和应用于实验研究中。
总结:低温乙醇法是一种简便、经济、有效的免疫球蛋白提取方法,适用于从人血清等样品中提取纯度较高的免疫球蛋白样品。
通过该实验方案,可以得到稳定、纯度较高的免疫球蛋白样品,为后续实验研究提供基础数据和支持。
需要注意的是,在实验过程中要严格控制实验条件,以确保实验结果的可靠性和有效性。
乙醇提取植物中的中药成分的操作方法乙醇提取是一种常用的中药成分提取方法,下面是50条关于乙醇提取植物中的中药成分的操作方法的详细描述。
1. 材料准备:准备需要提取的草药或植物材料,确保材料的新鲜度和质量。
2. 选择合适浓度的乙醇:根据不同草药的成分特性,选择合适浓度的乙醇溶剂,一般常用浓度在60%-95%之间。
3. 材料碎破:将草药或植物材料进行粉碎或切碎,增加提取效率。
4. 确定样品和溶剂比例:根据草药的含量和需求,确定合适的样品和溶剂比例,一般常用的比例为1:5-1:20。
5. 溶剂预处理:对乙醇溶剂进行预处理,如去除杂质和杀菌消毒处理,确保提取后的成分纯净。
6. 提取温度控制:根据不同草药成分的特性,选择合适的提取温度,通常在40-60℃之间,避免过高的温度对药物成分的破坏。
7. 提取时间确定:根据草药成分的特性和提取效果,确定合适的提取时间,一般在1-3小时之间。
8. 提取方法选择:根据不同草药成分的特性选择适合的提取方法,常见的有浸泡法、煮沸法、回流法等。
9. 震荡提取法:将草药和乙醇溶剂放置于容器中,通过震荡设备进行提取,提高提取效率。
10. 浸泡提取法:将草药和乙醇溶剂加入密封容器中,静置一定的时间进行提取,提取时间越长,提取效果越好。
11. 煮沸提取法:将草药和乙醇溶剂加入锅中,加热至沸腾,保持一段时间进行提取。
12. 回流提取法:使用回流设备进行提取,将草药和乙醇溶剂置于提取瓶中,通过加热产生气压,提高提取效率。
13. 液液提取法:将草药和乙醇溶剂混合,搅拌一段时间,利用溶剂的溶解性将药物成分提取出来。
14. 超声波提取法:将草药和乙醇溶剂放置于超声波提取仪中,利用超声波的物理效应进行提取,提高提取效果。
15. 过滤提取液:将提取液通过滤纸或滤网进行过滤,去掉不溶物和杂质。
16. 浓缩提取液:将提取液通过低温浓缩、真空浓缩或蒸馏等方法进行浓缩,除去大部分溶剂,得到浓缩物。
17. 残渣处理:对提取后的残渣进行处理,如使用水煮、熏干或研磨等方法,得到提取物。
乙醇提取法一、参考文献:2011Antioxidant Activity of Uruguayan Propolis. In Vitro Ethanolic Extracts Preparation. Propolis samples from thesouthern region of Uruguay were provided as raw material by the Uruguayan Beekeepers Association (SAU), collected in late spring/early summer, and stored at 20 C in the dark until use. Propolis ethanolic extracts (EEP, 40 g/L) were prepared by adding 20 mL of 75% ethanolto 2 g of raw propolis previously milled. The suspension was heated to 50-60 C for 30 min under agitation and then filtered. This procedure was repeated twice over each sample, and the collected extracts were combined to a final volume of 50.0 mL. EEP were gently bubbledwith nitrogen and stored at room temperature in the dark. The UV absorption spectra were performed in a Cary 50 spectrophotometer (Varian, USA)Total Polyphenols and Flavonoids Determination.Therelative content in polyphenols was determined according to theFolin Ciocalteu (FC) method.Briefly, dilutions of EEP or gallic acid(standard) were mixed with FC reagent, and 10% Na2CO3was added.Absorbanceat 760 nm was measured in a Varioskan Flash microplate reader (Thermo Electron Corp.) after 2 h of incubation at room temperature.Flavonoid content was determined by mixing dilutions of EEP or quercetin (standard) with 5% Al2Cl3;21 the mixture was left in the dark for 30 min, and the absorbance was measured at 425 nm in the microplate reader.二、参考文献:2004Antioxidant activity of propolis of various geographic origins样品的制备:Crude propolis materials were extracted with ethanol at roomtemperature for 24 h. The ethanol suspension was separated by centrifugation, and the supernatant was concentrated under reduced pressure to give EEP.Total polyphenol contents in EEP were determined by theFolin-Ciocalteau colorimetric method (Kumazawa,Taniguchi et al., 2002; Singleton, Orthofer, & Lamuela-Raventos, 1999). EEP solution (0.5 ml) was mixed with 0.5 ml of the Folin-Ciocalteau reagent (Kanto Chemicals, Tokyo, Japan) and 0.5 ml of 10% Na2CO3, and the absorbance was measured at 760 nm after 1 h incubation at room temperature. EEP samples were evaluated at the final concentration of 20 mg/ml. Total polyphenolcontents were expressed as mg/g (gallic acid equivalents).Total flavonoid contents in EEP were determined by the method ofWoisky and Salatino (1998), with minor modifications. To 0.5 ml of EEP solution, 0.5ml of 2% AlCl3 ethanol solution was added. After 1 h at room temperature, the absorbance was measured at 420 nm. EEP samples were evaluated at the final concentration of 20 mg/ml. Total flavonoid contents were calculated as quercetin (mg/g) from a calibration curve.三、参考文献:Chemical and Functional Characterization of Italian Propolis Obtained by Different Harvesting MethodsPropolis Extraction. As previously mentioned, three differentsolvents were used for the extraction: ethanol, acetone, and chloroform. For each extract, 1 g of minced propolis was extracted with 10 mL of solvent under continuous stirring at room temperature for 30 min. The extraction was performed a second time after 24 h of continuous stirring. The ethanolic extract was filtered in a 25 mL volumetric flask and filled to volume with ethanol. The acetone and chloroform extracts were filtered and evaporated under vacuum at approximately 55 °C. Then, each residue was dissolved in ethanol, and the volume was filled to 25 mL.原因,好在哪里Total Phenolics Determination. T he total phenolics content (TP)was estimated by a properly modified Folin−Ciocalteu method.A volume of 50 μL of extract diluted to 1:50 (v/v) in ethanol was mixed with 2.5 mL of the Folin−Ciocalteu reagent 1:10 (v/v) and 2.0 mL of a hot saturatedsolution of Na2CO3. The absorbance was measured at 760 nm after 5 min ofincubation at 50 °C in the dark. Gallic acid was used for the calibration curve (20−800 μg/mL). TP was expressed as milligrams of gallic acid equivalents per gram of propolis (GAEs/g).Total Flavones and Flavonols Determination. T he total flavonesand flavonols (TFF) were estimated according to an aluminumchloride method based on the procedure described by Woisky and Salatino。
For the calibration curve, four standard solutions of quercetin in 80% ethanol (25, 50, 100, and 200 μg/mL) were prepared.A 0.5 mL portion of standard solutions was separately mixed with1.5 mL of 95% ethanol, 0.1 mL of 10% AlCl3 in water (w/v), 0.1 mL of1 M potassium acetate, and 2.8 mL of 80% ethanol. After incubation at 20 °C for 30 min, the absorbance was measured at 425 nm. The 10% AlCl3 was substituted by the same quantity of distilled water in the blank sample. Similarly, 0.5 mL of each extract diluted to 1:50 (v/v) in 80% ethanol was analyzed as described above. The results are expressed as TFF % w/w.水提取法一、参考文献:Seasonal effect on chemical composition and biologicalactivitiesTotal phenolic contentTotal phenolic content of propolis extracts was determined as described by Popova et al. (2004, 2005) with slight modifications(Popova et al., 2004; Singleton & Rossi, 1965; Woisky & Salatino,1998). Forty microlitres of propolis extract were diluted with 300 ul of distilled water and 80 ul of Folin–Ciocalteu reagent and 120ul of a 20% sodium carbonate solution were added. The reaction mixture was brought to 1 ml with distilled water and incubated in the dark (at room temperature) during 2 h. The absorbance was measured at 760 nm in a spectrophotometer (Aquamate Plus UV–Vis, Thermo Scientific). The total phenolic content was estimated using a mixture of pinocembrin and galangin(2:1 w/w) standard.Flavone and flavonol contentThe total flavone and flavonol content of propolis samples was estimated by the colorimetric method based on aluminium chloride complex formation as described by Popova et al. (Bonvehi &Coll, 1994; Popova et al., 2004). Forty microlitres of propolis extract were diluted with 400 ul of methanol(w/v) were added. The volume was brought to 1 ml with and 20ul of 5% AlCl3methanol.The mixture was incubated for 30 min (at room temperature). The absorbance was read at 425 nm in a spectrophotometer (Aquamate Plus UV –Vis, Thermo Scientific). The results were expressed as milligrams per gram of propolis of rutin equivalents.二、参考文献:Preparation of Water Extract of Propolis.Propolis samples were frozen at -18 o C and ground into powder by a mill. Four grams of powder was dissolved in 20 mL of distilled water at 60 o C for 7 h. The crude extract was filtered, and the residue was re-extracted under the same conditions. Both extracts were centrifuged at 28000g for 30 min, and the supernatants were concentrated under reduced pressure to produce the WEP. The average WEP yield of 26 propolis samples was 6.0 ( 1.6%. The WEP solution (10 mg/mL H2O) was used as the sample solution for further experiments.Total Polyphenol Contents. Total polyphenol contents in WEP were determined by the Folin Ciocalteu colorimetric method according to the method of Tawaha et al.Briefly, 20 μL of WEP (10 mg/mL) was mixed with 3.0 mL of the Folin Ciocalteu reagent and 2.0 mL of 20% Na2CO3 and then agitated and diluted to 25 mL using distilled water. The absorbance was measured at 765 nm after 1.5 h of incubation at 30 o C with intermittent shaking. Total polyphenol contents were expressed as gallic acidequivalent (mg/g).Flavone Flavonol and Flavanone Contents. The flavone-flavonol and flavanone contents were measured using the method of Ivan et al.31 with minor modifications. To determine the flavone-flavonol content, 1.0 mL of WEP (10 mg/mL) was mixed with 3.0 mL of 95% alcohol, then 2.5 mL of 10% AlCl3 and 2.5 mL of 1 mol/L KAc were added, and the mixture was agitated and then diluted to 25 mL using distilled water. After 15 min at room temperature, the absorbance was measured at 415 nm. Flavone-flavonol contents were calculated as quercetin equivalent (mg/g).此文献还测了可溶性碳酸盐溶液的含量这个指标。