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组蛋白修饰与表观遗传调节生命的奥秘不仅仅体现在物种的多样性上，更是体现在细胞的多样性上。
包括人类在内的真核细胞中，每个细胞都包含着约2米长的DNA，然而它却可以被紧密地压缩成一个约1微米大小的细胞核。
这需要非常复杂的调控机制，其中包括组蛋白修饰和表观遗传调节。
组蛋白修饰是指利用化学修饰来改变组蛋白的结构，进而改变DNA与其结合的方式。
组蛋白是DNA包装的主要蛋白质，在细胞核中以八聚体形式存在，它们通过N-和C-端相互连接，形成一系列核小体，这种状态称为“常规状态”。
在这种状态下，DNA不容易被转录及复制，显示出相对比较紧密的伸长态。
组蛋白修饰可以改变组蛋白八聚体之间的连接方式，导致DNA与其结合的松弛或紧致状态的变化。
组蛋白修饰主要包括翻译后修饰和转录调控。
翻译后修饰是指翻译后对组蛋白进行改变，最常见的形式是酰化、甲基化、乙酰化、磷酸化和泛素化等修饰。
转录调控是指一种组蛋白修饰关闭或开启某一基因的表达，最常见的形式是乙酰化和甲基化。
通过组蛋白修饰的方式，细胞可以在不同的环境下改变组蛋白的修饰状态，以此调整细胞功能，实现组织特化和细胞命运的分化。
表观遗传调节指的是非DNA序列相关的遗传信息传递。
它主要通过DNA甲基化、组蛋白修饰和非编码RNA（ncRNA）的调控来实现。
DNA甲基化是指通过加入甲基基团将DNA化学结构发生改变，从而影响其转录调控。
甲基化可以被传给子孙代，因此它也是一种“遗传”的特征。
组蛋白修饰的调控方式通过修改其组装状态，可以让细胞减少或增加转录因子结合到某些基因上，影响基因的表达水平。
不编码RNA是指RNA分子，其含量并不决定蛋白产量，而是通过与复杂基因组相互作用，介导某些表观遗传调控作用。
表观遗传调节在控制细胞分化和发育中扮演了至关重要的角色。
在胚胎发育阶段，表观遗传调节机制几乎是没有作用的，然而当胚胎细胞开始分化，表观遗传调节的作用就会显现出来。
组蛋白修饰和DNA甲基化不仅影响细胞命运，而且还可以影响某些疾病的进程，比如晚期癌症。
生命科学中的组蛋白修饰与遗传表观遗传自然界一切生命体都存在基因，而基因的表达则是由胞内蛋白质组分的复杂网络调控完成的。
组蛋白修饰是其中一个较为重要的调控过程之一，同时是现代生命科学中一个热门的研究领域。
本文将详细介绍组蛋白修饰这个议题，并探讨其在遗传表观遗传方面的重要性。
一、组蛋白修饰概述组蛋白是偏游离在细胞核中的蛋白质，是染色体的主要结构成分之一。
在染色体结构中，组蛋白发挥着支撑和紧密卷曲的作用，对DNA的保存起着至关重要的作用。
正常情况下，组蛋白主要通过负电荷的碱基同正电荷的组氨酸和赖氨酸的电荷相互作用，组成了染色体的核小体结构。
这是一个非常稳定和静止的状态。
然而，组蛋白结构的稳定性使得其对转录因子和其他转录调节因子的附着减弱，因此对基因的表达过程产生了限制。
为了调控基因表达，细胞开始将组蛋白进行修饰。
暂且不论组蛋白结构和组成的详细性质，这个过程可以大致分为4大类：1、乙酰化(acetylation)：负责增强组蛋白与转录因子的相互作用，使得组蛋白更容易解开紧密的结构。
2、甲基化(methylation)：具有增强或减弱特定交互的功能，允许组蛋白在不同的转录阶段进行调节。
3、泛素化(ubiquitination)：通常将组蛋白标记为降解的信号，或用于作为信号转介质与其他蛋白质相互作用。
4、磷酸化(phosphorylation)：作为暂时的修饰物，可用于解开组蛋白的紧密结构并恢复到稳定状态。
当组蛋白修饰完成后，前述的组成成分则被进一步分类，例如H3.3，H2A.Z，H4等多种类型，进一步对核小体的稳定性进行了调控。
这个过程是非常动态和复杂的，为正常的细胞功能奠定了基础。
二、遗传表观遗传遗传表观遗传指的是家族和种族基因表达上的稳定性。
这个稳定性与基因本身的基因组不同。
如果我们将基因组想象成电影的话，那么基因表达就是电影中的某一帧。
基因组的每个个体基因组是相同的，但基因表达会因为生理活动和环境的变化而有所不同。
高三生物体外受精和早期胚胎培养人教实验版【本讲教育信息】一. 教学内容：体外受精和早期胚胎培养二. 学习内容本节内容是在哺乳动物体内受精和胚胎发育的理论基础上，着重简述哺乳动物体外受精和胚胎早期培养的技术方法。
内容简单，容易掌握，但应对体外受精在家畜快速繁殖中的重要意义和哺乳动物体外受精技术的主要操作步骤有深刻体会，领悟其探究的方法，并能通过学习，简述哺乳动物体外受精技术的主要操作步骤，简述哺乳动物胚胎的早期培养方法，绘制出“试管牛”工厂化生产的技术流程图解。
三. 学习重点（1）体外受精在家畜快速繁殖中的重要意义。
（2）哺乳动物体外受精技术的主要操作步骤。
四. 学习难点（1）卵母细胞的采集和培养。
（2）精子的采集和获能。
五. 学习过程1. 知识框架2. 卵母细胞采集的方法和操作的要领方法一：对实验动物小鼠、兔和小家畜猪、羊等卵母细胞采集时，可先用促性腺激素处理，使其排出更多的卵子，然后在适当的时间从输卵管冲取卵子，并使其直接与获能的精子在体外受精。
方法二：从刚屠宰的雌性动物体内摘取卵巢，再从卵巢中采集卵母细胞。
方法三：直接从活体动物的卵巢中采集卵母细胞，叫活体采卵。
需借助超声波探测仪、内窥镜或腹腔镜，直接从活的动物卵巢中吸取卵母细胞。
后两种方法适用于大家畜和大动物。
注意：采集的卵母细胞需在体外培养成熟后才能与获能的精子受精。
3. 用于体外培养的卵母细胞选择和培养在选择卵母细胞时，无论用哪种方法采集到的卵母细胞，外围一般都应该有数层卵丘细胞所包围，形成一个叫卵丘复合体的结构（COC）。
这种结构对于卵母细胞在体外条件下的成熟是十分重要的。
在对家畜体外受精的操作中，一般把未成熟的卵母细胞分成A、B、C、D四级。
对A级卵母细胞要求是有3层以上的卵丘细胞包围，卵母细胞的细胞质均匀；B级是少于3层卵丘细胞，但卵母细胞质要均匀；C级为没有卵丘细胞包围的卵母细胞，又称裸卵，培养效果很差；D级是退化或死亡的卵母细胞，应淘汰。
表观遗传学修饰—组蛋白修饰（1.生物工程学院，天津300457；）摘要：表观遗传学对于生物性状的传递有重要的意义，而组蛋白修饰对于基因的转录、表达有极其重要的影响，比如甲基化、乙酰化、磷酸化等，这些组蛋白的修饰都对基因的表达有着不同的调控机制，本文间介了组蛋白修饰的几种类型及其机制，以及组蛋白修饰与肿瘤的关系。
关键词：表观遗传学；组蛋白修饰；甲基化；中图分类号：文献标志码：文章编号：1672-6510（0000）00-0000-00表换遗传学又称“拟遗传学”、“表遗传学”、“外遗传学”以及“后遗传学”，研究在没有细胞核DNA 序列改变的情况时，基因功能的可逆的、可遗传的改变。
这些改变包括DNA的修饰(如甲基化修饰)、组蛋白的各种修饰等。
也指生物发育过程中包含的程序的研究。
在这两种情况下，研究的对象都包括在DNA序列中未包含的基因调控信息如何传递到下一代这个问题。
组蛋白的翻译后修饰不仅与染色体的重塑和功能紧密相关，而且在决定细胞命运、细胞生长以及致癌作用的过程中发挥着重要的作用[1]，如组蛋白磷酸化就在有丝分裂、细胞死亡、DNA损伤修复、DNA复制和重组过程中发挥着直接的作用[2]。
组蛋白的修饰主要包括：甲基化、乙酰化、磷酸化、泛素化、ADP-核糖基化等。
1组蛋白的修饰结构基础真核生物约146bp的DNA缠绕核心组蛋白八聚体（各两分子的H2A, H2B, H3, H4）构成了染色体的基本单位核小体，核小体再通过DNA 和组蛋白H1连接构成染色质纤维。
组蛋白不仅在染色体组装方面有着重要的作用，而且组蛋白的翻译后修饰在调控基因动态表达方面也有着重要的作用。
组蛋白翻译后修饰多发生在组蛋白的N-端尾部，包括甲基化、乙酰化、磷酸化、ADP-核糖基化、泛素化和小分子泛素化修饰[3]，这些修饰有助于其他蛋白质与DNA的结合，从而产生协同或者拮抗作用来调控基因转录。
例如，乙酰化使组蛋白尾部正电荷减少，从而削弱了与带负电荷DNA骨架的作用，而促进染色质呈开放状态[4],甲基化激活或抑制基因功能主要依赖于修饰的位点，主要与赖氨酸残基的单甲基化、双甲基化或三甲基化有关[5]。
组蛋白修饰和表观遗传学的作用近年来，随着科学技术的不断发展，人们对于组蛋白修饰和表观遗传学的研究越来越深入，这些研究可以为我们更深入地了解人类的遗传信息提供重要的帮助。
那么，组蛋白修饰和表观遗传学究竟是什么？它们对于人类的遗传信息又有哪些影响呢？本文将从不同角度来论述这个问题。
一、组蛋白修饰是什么？组蛋白是一种含有大量碱性氨基酸的蛋白质，存在于细胞核内，是染色体核小体的主要成分。
除了参与染色质结构的维持之外，组蛋白还起到了调控DNA复制和基因转录的重要作用。
组蛋白上的修饰可以改变其结构和功能，从而影响某些基因的表达状态。
这就是组蛋白修饰。
目前，已知的组蛋白修饰包括甲基化、解甲基化、磷酸化、泛素化、ADP-核糖酸化、羟甲基化等等。
这些修饰形式可以单独存在，也可以多种修饰形式同时存在，互相影响。
除此之外，组蛋白修饰还与DNA甲基化、mRNA修饰等相互作用。
这些修饰和作用形成了一个庞大的调控体系。
二、组蛋白修饰如何影响表观遗传学？组蛋白修饰对表观遗传学的影响，主要表现在两个方面：1.基因转录的调节基因转录是指将DNA上的遗传信息转录成RNA的过程。
组蛋白修饰通过改变染色质的结构和状态，影响细胞核环境的完整度和稳定性，从而对基因的转录起到重要作用。
以甲基化为例，DNA上的甲基化作用会降低基因表达，而组蛋白甲基化则可以对基因的表达产生正向或负向调节作用。
组蛋白的解甲基化可能会激活或抑制一些基因的表达等影响都是由于组蛋白修饰与基因转录的相关性产生的。
2.细胞命运和发育的调节组蛋白修饰也影响细胞命运和发育。
细胞命运可以分为分化和增殖两个方面。
在细胞分化过程中，细胞会特化成为特定类型的细胞，分化程度的不同会产生不同的组蛋白修饰模式。
在组织的发育中，组蛋白修饰也起到了调控细胞命运的作用。
组蛋白修饰与表观遗传学的相互关系已经成为了研究热点之一。
通过特定的组蛋白修饰可以实现基因的精确调控，由此影响细胞的分化和发育。
这种影响在细胞再生、个体发育等方面有着重要的意义。
哺乳动物胚胎发育过程中表观遗传调控的作用哺乳动物胚胎发育是一个复杂的过程，该过程涉及到大量的基因表达调控，而表观遗传调控是影响这些调控过程的关键机制。
本文将介绍表观遗传调控在哺乳动物胚胎发育过程中的作用。
1. 表观遗传调控的概念表观遗传调控是指通过改变基因的表观遗传状态，即在不改变DNA序列的情况下调节基因表达的过程。
目前已知的表观遗传调控方式包括DNA甲基化、组蛋白修饰、非编码RNA和染色质结构调控等。
2. DNA甲基化在哺乳动物胚胎发育中的作用DNA甲基化是一种广泛存在于生物体内的表观遗传调控方式。
在哺乳动物胚胎发育过程中，DNA甲基化扮演着非常重要的角色。
在胚胎发育的早期阶段，DNA甲基化水平非常低，在胚胎发育过程中迅速增加。
随着胚胎发育的不断发展，DNA甲基化水平逐渐变高，尤其是在囊胚期。
研究表明，DNA甲基化在哺乳动物胚胎发育中的作用非常显著。
在DNA甲基化发挥作用的胚胎发育过程中，需要大量的胚胎发育相关基因参与。
这些基因的表达，受到DNA甲基化调控的影响，其中一部分被静默，另一部分则被激活。
因此，DNA甲基化的变化对哺乳动物胚胎发育过程中的基因表达具有重要影响。
3. 组蛋白修饰在哺乳动物胚胎发育中的作用组蛋白修饰是另一种常见的表观遗传调控方式。
组蛋白修饰通常由组蛋白甲基转移酶、溶解酶和磷酸酶等酶类参与。
组蛋白修饰通常包括甲基化、磷酸化、乙酰化、泛素化等多种方式。
研究表明，组蛋白修饰在哺乳动物胚胎发育过程中也扮演着非常重要的角色。
例如，在哺乳动物胚胎发育过程中，有些基因基因会出现亲和力和选择性表达变化，这些变化可能与相关组蛋白修饰的改变有关。
此外，组蛋白修饰水平的改变也可能与哺乳动物胚胎发育的细胞命运决策有很大关系。
4. 非编码RNA在哺乳动物胚胎发育中的作用非编码RNA，是指不能翻译成蛋白质的RNA分子。
随着方法的发展，越来越多的非编码RNA被发掘出来，它们在哺乳动物胚胎发育中的作用也越来越引起关注。
组蛋白修饰与胚胎发育研究自诞生之日起，人类一直在思考和探究生命的奥秘。
生命是如何从一个单细胞到一个完整的个体，胚胎发育的过程中发生了什么，是科学家一直在努力解决的问题。
近年来，随着生物技术的发展，越来越多的奥秘得以揭开面纱。
其中一个重要的方向是研究组蛋白修饰与胚胎发育的关系。
胚胎发育的过程是非常复杂的。
每个细胞都含有相同的基因组，但在胚胎发育过程中不同基因的表达是有序、时空分布的。
研究表明，胚胎发育过程中基因转录的表观遗传调控是非常重要的因素，而组蛋白修饰就是其中的一个重要机制。
组蛋白修饰包括DNA甲基化、组蛋白乙酰化、组蛋白甲基化、组蛋白泛素化等一系列化学修饰。
这些化学修饰可以调节染色质的结构和功能，从而影响基因的表达。
组蛋白修饰也是细胞命运调控的重要机制。
胚胎发育过程中，细胞会经历不同的分化阶段，研究表明组蛋白修饰与分化阶段有密切关系。
在早期胚胎发育阶段，细胞呈现为全能性，即可以分化为任何细胞类型。
此时，组蛋白修饰的主要特点是低甲基化状态。
随着胚胎发育的推进，细胞开始分化为不同的细胞类型，组蛋白修饰的状态逐渐变化。
比如，一些神经元特异基因会被特定的组蛋白修饰调控其表达。
研究还发现，在胚胎发育过程中，组蛋白修饰的变化通过信号传导途径实现。
组蛋白修饰与胚胎发育的关系还在不断深入研究。
研究表明，组蛋白修饰的变化不仅影响单个细胞的发育，也影响整个发育系统的稳定性和改变能力。
所以，组蛋白修饰研究也成为了胚胎干细胞研究的热点方向之一。
除了胚胎发育，组蛋白修饰还在其他领域有重要的作用。
比如，组蛋白修饰可以调节细胞的自我更新和分化，是肿瘤和疾病的重要发病机制之一。
组蛋白修饰也可以应用在转基因技术、治疗基因相关性疾病等方面，具有广阔的应用前景。
总之，组蛋白修饰是生命科学领域中一个重要的研究方向。
它与胚胎发育的关系已经被证明是命运调控的重要机制之一。
随着技术的不断进步，组蛋白修饰的研究也将会得到更加深入和广泛的应用。
组蛋白修饰与表观遗传研究在遗传中，DNA序列是传承父母给子女的一项基本信息。
但是，除了DNA序列之外，还存在着一些重要的信息。
这些信息并不是靠类似于密码一样的序列传递的，而是通过表观遗传机制传递。
组蛋白修饰是一种重要的表观遗传机制，它能够通过对组蛋白的化学修饰来影响基因转录的调控，进而影响个体的表型。
组蛋白是构成染色质核小体的主要蛋白质，一个核小体包含两个同型体的四个组蛋白蛋白质(H2A, H2B, H3和H4)分子，以及一条DNA分子。
由于组蛋白能够直接绕在DNA分子上，因此组蛋白与DNA紧密结合，进而产生了染色质亲和性。
组蛋白本身是能够发生化学修饰的。
这些化学修饰可能涉及到组蛋白分子的氨基酸残基的甲基化、乙酰化等。
以H3K4甲基化为例。
H3K4甲基化指的是在组蛋白H3上特定的氨基酸残基-Lysine 4 (K4)-上连接了一个甲基基团。
这个甲基电子云的贡献导致了这个氨基酸残基发生了化学变化，这个化学变化进而引发一系列的生化反应，在几个层面上影响了基因表达。
一个可能的影响是，基因变成“开放”的态势，获得转录机器的便利，更容易被转录而产生蛋白质。
具有这种组蛋白修饰的染色质被称为活动染色质，它能够较为容易地转录；而缺乏这种组蛋白修饰的染色质被称为沉默染色质，它比较难以转录。
过去10年来，人们广泛研究组蛋白修饰与基因表达之间的关系，并对正常和异常的表观遗传作用进行了深入研究。
研究表明，某些组蛋白修饰已成为诸如肿瘤和神经变性疾病等复杂疾病的提示性标记。
例如，研究表明，H3K4甲基化在神经生长和神经递质释放中发挥了重要作用，并且H3K4甲基化水平异常与神经退行性疾病相关。
组蛋白修饰还可通过转录因子(teanscription factor)与另外的功能蛋白质产生反应。
例如，一项研究表明，组蛋白脱乙酰化酶HDAC2和糖尿病相关转录因子的相互作用，可以形成一个同源复合物，在参与神经退行性疾病的过程中发挥了重要作用。
组蛋白修饰与遗传表观遗传学的研究随着遗传学研究的深入，科学家们开始逐渐意识到，除了DNA序列的变化，还有一种非常重要的遗传变化，这就是所谓的表观遗传学。
表观遗传学是指在不改变DNA序列的前提下，细胞可以通过各种途径调控基因的表达，从而对成果发生变化。
而组蛋白修饰是表观遗传学中非常重要的一部分。
本文将会对组蛋白修饰与遗传表观遗传学的研究进行探讨。
1. 组蛋白修饰的基础知识组蛋白是一种非常重要的蛋白质。
它存在于染色体上，与DNA缠绕在一起，形成染色质，是细胞分裂和基因表达的基础。
而组蛋白修饰则是指在组蛋白上产生化学修饰，从而影响基因表达的过程。
组蛋白修饰包括了许多种化学修饰，如甲基化、酰化、磷酸化等等。
这些修饰通常发生在组蛋白的N-端尾部，也可以发生在组蛋白的内部。
2. 组蛋白修饰对基因表达的重要性组蛋白是影响基因表达的一个非常重要的因素。
组蛋白可以调控染色体的结构和拓扑，进而对染色体的复制、分离和维持造型等几个进程提供加强或削弱的支持。
组蛋白修饰能够改变染色体上的染料结构，从而调篷基因的表达。
不同的组蛋白修饰形成的底物分化在人类组织中，这一特点很可能是导致对应基因能够在部分细胞中不同程度地发生表达。
3. 组蛋白修饰与疾病组蛋白修饰错误可以导致一些疾病的发生。
近年来，越来越多的研究表明，某些疾病的发生与组蛋白修饰异常密切相关。
比如，癌症发生时，染色体结构发生变化，缩短染色体易损性区域和激活隐性病毒会增加癌症的风险，其中染色体易损性区域大多和组蛋白修饰有关。
4. 快速组蛋白修饰检测技术的开发现阶段发展到了高通量时代，快速的组蛋白修饰检测技术的发展也逐渐成为了研究的热点。
越来越多的研究者们开始尝试利用特定技术快速检测某些组蛋白修饰，如质谱，蛋白质芯片等等。
这些方法可以在时间和精度上都有较大的提升，对于研究组蛋白修饰具有重要的应用价值。
总之，组蛋白修饰所涉及的领域非常广泛，从基础理论到实际应用都有涉及。
研究组蛋白修饰不仅能够为人类提供深刻的科学认识，而且还能为治疗疾病提供重要的启示。
作者姓名：吴侠论文题目：牛胚胎发育过程组蛋白修饰及克隆胚胎表观遗传重编程的作者简介：吴侠，男，1980年09月出生，2003年07月师从于内蒙古大学旭日干教授，于2008年07月获博士（硕士）学位。
随着十年前第一只体细胞克隆哺乳动物的诞生，近年来，体细胞核移植技术已经在其他物种中得到实现，且体细胞核移植技术已经越过了种属的界限。
但就目前的技术水平而言，体细胞克隆胚胎怀孕率低、出生后胎儿异常的问题依然没有解决，这些问题的存在严重制约了体细胞克隆技术的广泛应用。
许多研究证实，供体细胞核在受体卵母细胞中的不完全或异常表观遗传重编程是导致克隆胚胎发育异常的重要原因。
基因组DNA甲基化、组蛋白的共价修饰是重要的表观遗传修饰，二者具有复杂而广泛的生物学功能。
正常生殖细胞发生及胚胎发育过程，染色体要经历广泛的DNA甲基化、去甲基化，核小体核心组蛋白也要通过各种共价修饰调节染色体功能，从而完成遗传信息的传递和调控胚胎的发育。
目前，对于克隆胚胎重编程机理的研究还处于初级阶段，虽然证实克隆胚胎存在DNA甲基化的异常，但是组蛋白共价修饰是否也存在异常，还不是很清楚。
为了深入探讨克隆胚胎组蛋白修饰的重编程，进而改善克隆效率，阐明胚胎的发育机理，本研究探讨了牛卵母细胞体外成熟、体外受精及胚胎体外发育过程中组蛋白修饰的动态变化，比较了体外受精胚胎与克隆胚胎早期发育过程中组蛋白修饰的差异。
使用组蛋白去乙酰化酶抑制剂对供体细胞及受体卵母细胞进行了处理，检测了药物对供、受体表观遗传修饰，以及克隆胚胎发育的影响，并对处理后供体核在去核卵母细胞中组蛋白修饰的重编程进行了分析。
1. 牛卵母细胞减数分裂、体外受精及胚胎体外发育过程中组蛋白修饰动态变化的研究本研究探讨了组蛋白H3、H4不同甲基化、乙酰化修饰位点在牛卵母细胞成熟、体外受精及胚胎体外发育不同阶段的动态变化。
结果显示，组蛋白H3、H4甲基化，乙酰化具有明显的阶段性变化。
牛卵母细胞成熟过程不同组蛋白不同修饰位点经历阶段的，特异性去乙酰化，组蛋白甲基化则在卵母细胞成熟过程中没有明显变化。
精卵融合，精子核解凝集，重凝集，乙酰化组蛋白H3、H4迅速定位于雄性染色体，随后强的乙酰化信号定位于雄原核。
卵母细胞恢复减数分裂，排出第二极体，除H4K5ac，没有检测到其他乙酰化信号，染色质凝集，检测到弱乙酰化信号（H3K9ac、H4K5ac、H4K8ac），随后，雌原核也表现为强的乙酰化修饰。
精子核膨大和再凝集，没有检测到H3K9me2，H3K4me3荧光信号，原核形成，雄性染色体组蛋白逐渐被甲基化。
卵母细胞减数分裂恢复及原核形成过程维持了高的组蛋白甲基化水平。
胚胎发育，乙酰化的组蛋白存在于牛胚胎发育的各个时期，组蛋白H3K9ac，H3K18ac在8细胞期明显减弱，桑葚胚增强。
H4K8ac，H4K5ac在胚胎发育的不同阶段都具有较强的荧光信号。
合子基因组激活前，细胞间期，H4K8ac、H4K5ac定位于细胞核周边，有丝分裂期，H4K8ac定位于凝聚染色体末端，H4K5ac信号明显减弱。
H3K18ac、H4K8ac、H4K5ac在囊胚滋胚层的染色较内细胞团强。
与组蛋白乙酰化相比，H3K4me3在合子基因组激活后几乎完全消失，而H3K9me2则明显增强。
上述结果表明，卵母细胞成熟有其特异的组蛋白修饰动态转变，组蛋白乙酰化逐渐被去除；受精是组蛋白甲基化、乙酰化逐渐恢复的过程，且不同修饰位点有其自身的动态变化特点；胚胎发育过程维持了组蛋白乙酰化、甲基化修饰，受精及胚胎发育过程中，相同组蛋白的不同位点有相似的调控模式（H3K9ac vs H3K18ac；H4K8ac vs H4K5ac）；功能相关的不同组蛋白修饰有其类似的动态变化（H3K9ac、H3K18ac vs H3K4me3），并且组蛋白乙酰化在细胞核中的定位与合子基因组激活有关（H4K8ac、H4K5ac）；组蛋白修饰与DNA甲基化密切相关（H3K9ac、H3K18ac、H3K4me3 vs H3K9me2）。
2. 牛体细胞核移植系统的优化及体外受精与核移植胚胎发育过程组蛋白修饰的比较本研究建立了成体海福特公牛耳皮肤成纤维细胞系，对其体外生长特性及核型进行了分析。
通过核移植技术构建重构胚，并比较与体外受精来源的胚胎在发育过程中组蛋白修饰的差别。
结果表明成体成纤维细胞体外生长具有正常的形态、分裂增殖特性和染色体数目。
为了提高重构卵的融合率，本研究对显微操作后不同恢复时间的重构卵实施电融合，结果恢复0.5hr融合率明显高于恢复 1.5hr （73.4% vs 52.7%，P<0.01）。
利用间接免疫荧光技术比较体外受精和克隆胚胎发育不同阶段，组蛋白不同修饰位点乙酰化、甲基化的动态变化差异显示，供体基因组激活前，克隆胚胎与体外受精胚胎相比，存在明显的组蛋白乙酰化、甲基化修饰差异，高水平的H3K9ac、H3K18ac、H4K5ac、H4K8ac、H3K4me3、H3K9me2存在于8细胞前各发育阶段，并且重构胚H4K5ac、H4K8ac在细胞核中的定位与体外受精胚胎存在明显差异。
基因组被激活，除了H3K9me2，克隆胚所有组蛋白乙酰化、甲基化修饰的荧光强度及定位都与体外受精胚胎类似。
因此，克隆胚胎发育过程中明显的组蛋白重编程异常。
3. TSA处理转基因体细胞对克隆胚胎发育的影响Trichostatin A（TSA）作为特异的组蛋白去乙酰化酶抑制剂，能够增加细胞组蛋白乙酰化水平，激活基因的表达，本研究使用组蛋白TSA处理转基因供体细胞，并对基因组DNA甲基化、组蛋白乙酰化、报告基因表达及克隆胚胎发育进行分析。
结果表明转基因供体细胞对TSA存在明显的剂量效应。
TSA浓度为100ng/mL时，产生明显的细胞毒性，大量细胞死亡（P<0.01）。
TSA在较低浓度（5-50ng/mL），细胞形态发生改变，细胞增殖明显抑制，S期细胞明显减少，细胞被抑制于G0/G1期。
核型分析显示，TSA处理没有导致转基因细胞异常核型的形成。
使用10-50ng/mL TSA处理供体细胞，明显增加了表达报告基因细胞的数量，基因组DNA甲基化水平将低，组蛋白乙酰化水平增加。
使用经TSA处理的体细胞作为核供体进行核移植，获得了类似的卵裂、桑葚胚及囊胚率。
TSA浓度为50ng/mL时，抑制了桑葚胚（14.8% vs 27.3%、38.9%，P<0.05），囊胚的发育（9.9% vs 20. 7%、26.3%，P<0.05）。
转基因体细胞经TSA处理后，表达eGFP基因的囊胚数明显增加。
结论：TSA处理供体细胞明显改变了转基因供体细胞的表观遗传特性，激活报告基因表达，报告基因表达的改变可以作为判定基因组DNA 甲基化水平转变的标志。
TSA处理供体细胞明显增加表达报告基因的囊胚数，但具有低DNA甲基化、高组蛋白乙酰化的转基因供体细胞并没有提高克隆胚胎的发育率。
4. TSA处理卵母细胞对克隆胚胎发育及表观遗传重编程的研究本研究使用组蛋白去乙酰化酶抑制剂（TSA）处理卵母细胞，探讨其对卵母细胞组蛋白乙酰化、克隆胚胎发育及供体细胞染色质重编程的影响。
结果表明卵母细胞成熟率与TSA浓度呈现明显的剂量相关，较高浓度TSA（>2.5ng/mL）抑制了卵母细胞体外成熟，卵母细胞被抑制于MI期（10ng/mL、61.9% vs 对照、31.4%，P<0.05）。
分析处理后卵母细胞核型正常率显示，TSA（1、10ng/mL）处理没有明显影响卵母细胞的核型（85.5%、85.9% vs 81.8%，P>0.05）。
药物处理后明显增加了卵母细胞组蛋白乙酰化水平。
TSA处理后的卵母细胞即促进了孤雌胚胎的发育（0.5ng/mL、28.7%，1ng/mL、36.4%，2.5ng/mL、25.9%，5ng/mL、27.1% vs对照、19.0%），也促进了克隆胚胎的发育（1ng/mL、39.3% vs对照、25.7%，P<0.05），处理组与对照组囊胚细胞数没有明显差异。
检测两种克隆胚胎1细胞阶段的组蛋白修饰显示，供体细胞染色质在受体中经历去乙酰化及乙酰化重建，供体细胞核发生早期染色体凝集，对照和处理组H3K9ac、H3K18ac荧光信号消失；对照组供体染色体H4K8ac明显减弱，处理组该位点乙酰化消失；体细胞核H4K5ac 在对照组卵中没有明显变化，处理组H4K5ac明显减弱。
TSA处理的卵母细胞明显增加了供体染色质的稳定性（74.2% vs 39.6%，P<0.01）。
因此，药物处理后的卵母细胞促进了体细胞核的重编程，且增加了供体核在卵母细胞中的稳定性。
关键词：牛卵母细胞体外成熟，体外受精及胚胎发育，体细胞核移植，Trichostatin A，组蛋白修饰Histone Modifications and Epigenetic Reprogramming in Bovine IVF and Cloned Embryos DevelopmentABSTRACTTen years ago, the first somatic cell nuclear transfer (SCNT) mammal was producted. The birth of Dolly sparked media frenzy and a prolonged ethical debate. From then on, a great deal of cloned mammals was production in various species, and the technology had surpassed limitation of species. However, the effects of thesetechnologies on the development of reconstructed embryos remain largely uncontrolled in all species so far successfully cloned. High abortion rates, placental abnormalities, increased birth weight, and perinatal death have been reported in several species. These disfigurements of cloned embryos development result it was impossible to produce animal widely. Differentiated somatic nuclei can be dedifferentiated in oocyte cytoplasm, converted to a totipotent stage, and induced somatic gene expression, a process termed nuclear reprogramming. How to reprogramming of somatic nuclei in enucleated oocyte was unclear. DNA methylation and histone modifications were considered that it is importance in nuclear reprogramming. During natural reproduction, asymmetry demethylation, remethylaiton and histone modification were observed between fertilization and formation of the blastocyst. Recently, more and more studies show that cloned embryos exhibit defects during nuclear reprogramming. In this study, changes in histone modifications during bovine oocytes meiosis, fertilization, and embryos development in vitro were examined. Histone modifications were compared IVF with SCNT during bovine embryos development. Donor cells and oocytes were treated with Trichostatin A (TSA), a histone deactylase inhibitor. Change of DNA methylation and histone modifications after TSA treatment were analyzed. Cloned embryos generated from TSA-treated donor and receptor cells, and epigentic reprogramming was also investigated.1. Dynamic changes in histone modifications during bovine oocytes meiosis, in vitro fertilization, and embryos developmentIn this study, change of histone methylation and acetylation during bovine oocytes meiosis, IVF, and embryos development was investigated. Histone acetylations were gradually disappeared, and histone methylations were not change during bovine meiotic maturation. When sperm fused with oocytes during fertilization, sperm chromosome was condensed, recondensed. Oocytes meiosis was resumption, Pb2 was expelled, and chromosome was recondensed. At last, male and female pronuclear formed. Acetyl-histone H4 was observed in decondensed sperm immediately. When sperm chromosome was recondensation, acetylation of histone H3 was found, intensive histone acetylation signals were observed in male pronuclear. When oocytes meiosis was activated, no histone acetylation signals were found, except for H4K5ac, in female chromosome.Intensive histone acetylation fluorescence signals were examined in female pronuclear. Methyl-histone H3 was not examined during male chromosome condensation and recondensation. Male pronuclear formed, and the histone methylation was examined. In female chromosome, intensive histone methylation fluorescence signals were examined from oocytes acetivation to pronuclear formation. When embryos were cleavage, acetyl-histone H3 lysine 9 and lysine 18 (H3K9ac, H3K18ac) were significantly reduce at 8-cell stage, and increased in morula. However, the fluorescence signals of acetyl-histone H4 lysine 8 and lysine 5 (H4K8ac, H4K5ac) were not change. Before zygotic genome activation, the enhanced staining for H4K8ac and H4K5ac were observed at the nuclear periphery. At mitosis, H4K8ac was located at terminal chromosome, and acetylation signals of H4K5ac was significantly reduce. At blastocyst stage, the staining of H3K18ac, H4K8ac and H4K5ac signals were less intense in the inner cell mass (ICM) when compared to the trophectoderm cell (TE). During embryos development, fluorescence signals of trimethyl-histone H3 lysine 4 (H3K4me3) was disappeared or reduced. However, the fluorescence intensity of dimethyl-histone H3 lysine 9 (H3K9me2) was gradually increasing during embryos development. At blastocyst stage, the different levels of histone methylation between ICM and TE were not evident. In conclusion, the results showed that histone deacetylation was a meiosis stage dependent and lysine residue-specific process; During IVF and embryos development, various lysine residues at the same histone had a similar dynamic changes (H3K9ac vs H3K18ac；H4K8ac vs H4K5ac); The similar dynamic changes of lysine residues were found that were functional correlation (H3K9ac, H3K18ac vs H3K4me3); Locations of histone acetylation at nuclear was relative with zygotic genome activation (H4K8ac, H4K5ac), and change of histone modifications were relative with embryonic DNA methylation during embryos development (H3K9ac, H3K18ac, H3K4me3 vs H3K9me2).2. Optimization of SCNT technology and comparison of histone modifications inIVF and cloned bovine embryosBovine ear fibroblast cell line was derived from surgical excision biopsy performed on a 6 years older Hereford. The fibroblast cells were chosen for further morphological observation, growth mensuration and karyotyping. The results indicated that the cellspossession normal morphology, proliferation characteristics and chromosome number. Fusion rates of reconstructed embryos was significantly different between recovered 0.5hr and 1.5hr after micromanipulation (73.4% vs 52.7%，P<0.01). The distribution patterns of acetylation on histone H3, H4, methylation on histone H3 lysine 9 and lysine 4 were examined in bovine preimplantation IVF and cloned embryos by using indirect immunofluorescence and scanning confocal microscopy. As results, high levels of histone acetylation and methylation were located in cloned embryos before donor genome activation (H3K9ac, H3K18ac, H4K5ac, H4K8ac, H3K4me3), and abnormal nuclear locations of H4K8ac and H4K5ac were observed. Compared IVF with SCNT embryos, high level of H3K9me2 was examined during cloned embryos preimplantation development. When donor genome activation, all histone modifications were similar, except for H3K9me2, between IVF and cloned embryos. Therefore, somatic cells genome was widely epigenetic reprogrmming after somatic cell genome activation.3. Effect of Trichostatin A on Epigenetic Modifications of eGFP Transfected Cellsand Subsequent Cloned Embryo Development in BovineBovine fibroblast cells were transfected with enhancer green fluorescence protein (eGFP), and then treated with a histone-deacetylase inhibitor, trichostatin A (TSA). The results showed that the effect of TSA on transfected cells was in a dose dependent. When the TSA concentration was over 5 ng/ml cell proliferation was significantly inhibited. The majority of the cells died when TSA reached 100 ng/ml (P<0.01). Number of cells in S phase was significantly decreased in the 5 to 50 ng/ml TSA-treated groups, while the majority of the cells were at G0/G1 phases. The number of eGFP-expressed cells were approximately two-fold higher in 25 ng/ml (30.5%) and 50 ng/ml (29.5%) TSA groups when compared to the control (15.0%). Reduced DNA methylation and improved histone acetylation were observed when the cells were treated with 10 to 50 ng/ml TSA. Transfer of the TSA-treated cells to enucleated recipient oocytes resulted in similar cleavage rates among the experimental groups and the control. Cells treated with 50 ng/ml TSA resulted in significantly lower blastocyst development (9.9%) than the other experimental and the control groups (around 20%). Analysis of the putative blastocysts showed that 86.7% of the embryos derived from TSA-treated cells were eGFP positive, which was higher thanthat from untreated cells (68.8%). In conclusion, Treatment of transfected cells with TSA decreased the genome DNA methylation level, increased histone acetylation and eGFP gene expression was activated. Donor cells with reduced DNA methylation did not improve subsequent cloned embryo development. However, transgene expression was improved in cloned embryos.4. Treatment oocyts with A Epigenetic Modifier, Trichostatin A, Results inImproved Cloned Embryos Development and Reprogramming in BovineTrichostatin A (TSA), a histone deacetylase inhibitor, was used to treat bovine oocytes during in vitro maturation (IVM). Change of oocytes histone acetylation, cloned embryos development, and donor chromosome epigenetic reprogramming in enucleated oocytes was examined. The results showed that the effect of TSA on bovine oocytes was in a dose dependent. When the TSA concentration was over 2.5 ng/mL, oocytes IVM was significantly inhibited. The majority of the oocytess inhibited at MI stage when TSA reached 10 ng/mL (10ng/mL TSA, 61.9% vs control, 31.4%，P<0.05). However, effect of TSA on oocytes karyotype was not found (1ng/mL 85.5%, 10ng/mL 85.9% TSA vs 81.8% control, P>0.05, respectively). Histone acetylation levels of oocytes from TSA treatment were significantly increased. TSA treated oocytes were used parthenogenetic development, and high development rates was achieved (0.5ng/mL 28.7%, 1ng/mL 36.4%, 2.5ng/mL 25.9%, 5ng/mL 27.1% vs control、19.0%, respectively). Meanwhile, Transfer of donor cells to TSA-treated recipient oocytes resulted in high blastocyst development in 1 ng/ml TSA (1ng/mL TSA 39.3% vs control 25.7%，P<0.05). However, similar total cell number per-blastocyst was observed. Recently, dynamic reprogramming of histone acetylation and methylation was investigated in the first cell cycle of cloned and TSA-treated cloned embryos. As results, when donor nuclear was induced premature chromosome condensation (PCC), part of somatic lysine acetylation on core histones (H3K9ac, H3K18ac) were quickly deacetylated in cloned and TSA-treated cloned embryos. The fluorescence intensity of H4K8ac was significantly decreased in control embryos, but the signals disappeared in cloned embryos from recipient oocytes treated by TSA. The H4K5ac fluorescence signals were not change in control embryos, and were significantly decreased in TSA treated group. Stability of donor chromosome wassignificantly increased when TSA treated oocytes were used as cytoplasm recipient (TSA-treated group 74.2% vs control 39.6%，P<0.01). In conclusion, bovine oocytes treated with TSA inceased global histione acetylation. Cloned embryos development and epigenetic reprogramming from TSA-treated oocytes were improved, and stability of donor chromosome in TSA-treated oocytes was increased.Key words: bovine oocytes in vitro maturation, IVF and embryo development, SCNT, Trichostatin A, histone modifications。
