动物实验技术操作训练

动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。

常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。

由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。

（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。

（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。

2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。

易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。

3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。

⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。

此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。

⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。

4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。

对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。

对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。

此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。

实验动物与动物实验方法教案一、教学目标1. 了解实验动物在科学研究中的重要性。

2. 掌握实验动物的选择原则及动物实验的基本方法。

3. 培养学生的实验操作能力和科学研究素养。

二、教学内容1. 实验动物的概念与分类2. 实验动物的选择原则3. 实验动物的饲养与繁殖4. 动物实验的基本方法5. 实验动物伦理与福利三、教学方法1. 讲授法：讲解实验动物的概念、分类、选择原则及实验动物伦理与福利。

2. 演示法：展示实验动物图片，介绍实验动物的特点。

3. 实践操作：引导学生参与动物实验，培养实验操作能力。

4. 小组讨论：探讨实验动物在科学研究中的重要性及实验动物伦理问题。

四、教学准备1. 教材或教学资源：《实验动物学》、《实验动物与动物实验方法》等。

2. 实验动物图片及视频资料。

3. 实验动物模型或实物。

4. 动物实验器材与用品。

五、教学过程1. 导入：介绍实验动物在科学研究中的重要性，引发学生兴趣。

2. 实验动物的概念与分类：讲解实验动物的定义，介绍实验动物的分类及特点。

3. 实验动物的选择原则：讲解实验动物选择的原则，如遗传背景、生长发育、疾病模型等。

4. 实验动物的饲养与繁殖：介绍实验动物的饲养管理及繁殖技术。

5. 动物实验的基本方法：讲解动物实验的设计、实施与数据分析。

6. 实验动物伦理与福利：介绍实验动物伦理原则，如减少痛苦、合理利用等。

7. 实践操作：引导学生参与动物实验，培养实验操作能力。

8. 小组讨论：探讨实验动物在科学研究中的重要性及实验动物伦理问题。

9. 总结与反馈：总结本节课的重点内容，收集学生反馈意见，为后续教学做好准备。

10. 作业布置：布置相关思考题，巩固所学知识。

六、教学评估1. 课堂问答：通过提问了解学生对实验动物概念、分类和选择原则的掌握情况。

2. 实验操作：评估学生在动物实验中的操作技能和实验设计能力。

3. 小组讨论：评价学生在讨论实验动物伦理与福利时的表现，包括批判性思维和团队协作能力。

实验十二家兔手术技术训练一．实验目的1．学习和掌握家兔的常用手术技术和麻醉技术；2．掌握家兔的气管插管术3．实践家兔的腹部手术技术，并找到输尿管4．学习家兔的开颅术。

二．实验原理1．麻醉在慢性实验或急性在体实验中，施行手术之前必须将动物麻醉。

麻醉可使动物在手术或实验过程中减少疼痛，保持安静，保证实验的顺利进行。

麻醉剂的种类繁多，作用原理不尽相同，在应用时需根据动物的种类以及实验或手术的性质慎重加以选择。

麻醉必须适度，过深或过浅均会给手术或实验带来不良影响。

麻醉的深浅可从呼吸，某些反射的消失，肌肉的紧张程度和瞳孔的大小加以判断。

常用刺激角膜以观察角膜反射。

适宜的麻醉状态是呼吸深慢而平稳，角膜反射与运动反应消失，肌肉松弛。

本实验中家兔的麻醉采用耳缘静脉注射法。

兔耳的外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。

注射前需在注射部位剪毛，用左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端，使其充血（亦可用动脉夹夹住），并用左手拇指和无名指固定兔耳。

用右手持注射器将针头顺血管方向刺入静脉，刺入后再将左手食指和中指移至针头处，协同拇指将针头固定于静脉内，便可缓缓注射。

如注射阻力过大或局部肿胀，说明针头未刺入血管，应拔出重新刺入。

首次注射应从静脉的远心端开始，以便进行反复注射。

2．动物的固定急性在体实验的手术过程中，必须将麻醉动物固定，以限制动物的活动，保证实验或手术的顺利进行。

实验中最常使用的动物固定方法有两种：背位固定法和腹位固定法，其中关键性的固定部位是头部和四肢。

本次家兔的实验使用背部固定法：（1）头部的固定因为无动物头夹，取线绳代替，即将线绳拉紧动物的门齿，固定于手术台前端的直棒上，以达到固定头部的目的。

（2）四肢的固定在头部固定之后，固定四肢。

四肢用绑带固定，先将绑带打结，再进动物前肢的腕关节和后肢踝关节，将绑带收紧，后肢的绑带可直接拉紧分别扎于手术台两侧的木钩上。

除特殊要求外，前肢的固定方法应为：将两前肢平放在胸部的两侧，再把捆绑前肢的两条绑带从动物背部交叉穿过，并压在对侧前肢的前臂上，最后拉紧绑带，固定于手术台两侧的木钩上。

第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。

第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。

有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。

这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。

如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。

尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。

图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。

抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。

如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。

也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。

若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。

动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。

三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。

2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。

此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。

3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。

雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。

4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。

5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。

6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。

实习二动物实验的基本操作技术一、实训目的：掌握常用实验动物的捉拿、保定方法，为临床诊疗工作打下基础。

二、器材准备：灌胃导管，一次性注射器，小鼠灌胃器，药勺，酒精棉球，脱脂棉，生理盐水，实验动物（家兔、小白鼠）三、方法步骤1、兔的捉拿和保定方法：连同耳部抓取兔颈背部毛皮一起提起，然后用另一只手托住兔臀部使其体重主要落在这只手上。

兔一般不咬人，但其爪锐利，当挣扎时，极易抓伤操作人员，故应防避其四肢的活动。

另外，不能只提兔双耳或双后腿，也不能仅抓腰、提背部皮毛，以避免造成耳、肾、颈椎的损伤或皮下出血．麻醉后的兔的保定一般采用盒式保定架或台式保定架，这类保定方法适用于采血、注射、外科手术等。

绑缚兔四肢时，应将粗棉带打成活结，不能系死结，以免在紧急情况下迅速松绑困难，造成动物四肢骨折或其它部位的损伤。

上图家兔抓取方法中，1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾，2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓取方法。

颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。

附：毛巾保定法（1）将兔置于一条大毛巾的中央，用毛巾的一角确实地裹住兔的颈部和一条前腿，用毛巾的另一角再确定裹住兔。

只把头留在外面2.小鼠的捉拿、保定捉拿小鼠的方法是，从笼盒内将小鼠尾部捉住并提起，放在笼盖（或表面粗糙的物体）上，轻轻向后拉鼠尾，在小鼠向前挣脱时，用左手（熟练者也可用同一只手）拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动物在手中的姿势。

这类捉拿方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等。

如若进行心脏采血、解剖、外科手术等实验时，就必须要固定小鼠。

使小鼠呈仰卧位（必要时先进行麻醉），用橡皮筋将小鼠固定在小鼠实验板上。

如若不麻醉，则将小鼠放人保定架里，固定好保定架的封口。

注意事项：抓取实验动物时注意安全，不要被动物咬伤。

小鼠实验技能培训
小鼠实验技能培训通常包括以下内容：
1. 实验安全：在进行小鼠实验之前，接受实验安全培训是非常重要的。

这包括了解如何正确使用实验设备和器械，如何处理实验废弃物，以及如何避免实验室事故。

2. 小鼠的基本知识：了解小鼠的生物学特征、行为习性和饲养要求对于成功进行实验至关重要。

你需要学习如何识别不同的小鼠品系，如何正确饲养和照顾小鼠，以及如何进行小鼠的标记和识别。

3. 实验技术：小鼠实验涉及各种技术，如注射、采血、解剖等。

你将接受培训，学习如何正确执行这些操作，以确保实验的准确性和可靠性。

此外，还将学习如何进行实验数据的记录和分析。

4. 伦理考虑：在进行小鼠实验时，必须遵守相关的伦理规范。

培训将涵盖动物福利、伦理审查和实验设计的原则，以确保实验过程符合伦理要求。

5. 实践操作：培训过程中会提供实践操作的机会，让你亲自动手进行小鼠实验。

这将帮助你熟悉实验步骤，提高操作技能，并增强自信心。

通过参加小鼠实验技能培训，你将获得进行小鼠实验所需的知识和技能。

这将为你在生物医学研究、药物研发等领域的工作奠定坚实的基础。

实验十家兔手术技术训练一、实验目的1．了解急性整体动物实验的流程；2．学习和掌握家兔的常用手术技术和麻醉技术；3．掌握家兔的气管插管术；4．实践家兔的腹部手术技术；5．学习家兔的开颅术。

二、实验原理急性动物实验中常以血压、呼吸等为指标，以静脉注射、放血等为实验方法。

需要暴露气管、颈总动脉，颈外静脉，股动脉，股静脉，并做相应的插管，以及分离迷走神经，减压神经及股神经等。

手术主要在颈部和腹部进行。

在慢性实验或急性在体实验中，施行手术之前必须将动物麻醉。

麻醉可使动物在手术或实验过程中减少疼痛，保持安静，保证实验的顺利进行。

麻醉剂的种类繁多，作用原理不尽相同，在应用时需根据动物的种类以及实验或手术的性质慎重加以选择。

麻醉必须适度，过深或过浅均会给手术或实验带来不良影响。

麻醉的深浅可从呼吸，某些反射的消失，肌肉的紧张程度和瞳孔的大小加以判断。

常用刺激角膜以观察角膜反射。

适宜的麻醉状态是呼吸深慢而平稳，角膜反射与运动反应消失，肌肉松弛。

因为实验时，容易损伤喉返神经，造成皮下水肿，动物呼吸困难甚至窒息，所以一旦开始实验要尽快实行气管插管术。

暴露气管后在气管中段，于两软骨环之间，剪开气管口径之半，在向头端作一小纵切口呈倒“T”形。

用镊子夹住T形切口的一角，将适当口径的气管套管由切口向心端插入气管腔内，用粗线扎紧，再将结扎线固定于“Y”形气管插管分叉处，以防气管套管脱出。

做切口前，应注意切口的大小和解剖结构，一般以少切断神经和血管为原则，同时应尽可能地使切口与各层组织的纤维方向一致。

切口的大小，既要便于手术操作，但也不可过大。

做切口时，先用左手拇指和食指、中指将预定切口上端两侧的皮肤固定，右手持手术刀，用执弓式或执笔式，以适当的力量，一次全线切开皮肤和皮下组织，直至肌层。

手术过程中，要随时注意止血，以免造成血肉模糊，难以分辨血管和神经，延误手术时间。

微小血管出血，可用湿热生理盐水纱布按压止血；较大血管出血，需先找到出血点，用止血钳夹住，而后用线结扎；大血管破损，应准确、快速止血，否则失血过多，影响实验。

动物实验是一项敏感和复杂的工作，必须在合乎伦理的前提下进行，且需要遵循相关法规和指南。

以下是一个基本的动物实验操作技术手册大纲，但请注意，实施动物实验前，确保已经获得了合适的伦理批准和遵循当地法规。

1. 实验前准备：-获取伦理委员会的批准。

-确保实验室和设备符合标准。

-训练实验人员，确保其了解实验目的和操作流程。

2. 动物选择和养护：-选择适当的实验动物种类。

-确保动物的健康状况和遗传背景。

-提供适当的饲料、水和住房条件。

3. 实验设计：-制定明确的实验计划和协议。

-随机分组和安排实验。

-控制实验变量，确保结果的可靠性。

4. 麻醉和手术技术：-使用适当的麻醉剂和疼痛缓解措施。

-实施外科手术时，保持严格的无菌操作。

-确保手术室环境符合标准。

5. 实验操作和数据收集：-严格遵循实验方案的步骤。

-使用精确的测量工具。

-记录和存储实验数据。

6. 动物监测：-定期监测实验动物的生理指标。

-观察动物行为和外观。

-确保动物福祉和及时干预。

7. 实验结束和处理：-完成实验后，安全地结束动物的参与。

-对实验动物进行适当的处置或重返饲养环境。

-清理和消毒实验设备和环境。

8. 数据分析和报告：-使用统计工具对数据进行分析。

-撰写实验报告，详细描述实验设计、方法和结果。

-提交实验结果给相关的科研机构或期刊。

9. 废弃物处理：-安全处理动物实验产生的废弃物。

-符合相关环境法规，确保废弃物不对环境造成污染。

10. 纪录保存和档案管理：-确保实验记录和数据的安全存储。

-遵循机构和法规的档案保存要求。

11. 反馈和改进：-定期进行实验室审核和评估。

-根据实验结果和经验，改进实验设计和操作流程。

请注意，这只是一个基本的手册大纲，具体的操作流程和技术要求可能根据实验的具体内容和动物种类而有所不同。

在进行任何动物实验之前，请确保阅读并遵循相关法规和伦理指南，以确保实验的合法性和伦理性。