动物实验操作的基本知识
一、实验动物抓拿固定
（一）小白鼠(mouse)
右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)
实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)
Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)
捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)
用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)
犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。注意捆绑松紧度要适宜。倘若此举不成，应用犬头钳夹住其颈部，将犬按倒在地，再绑其嘴（图3-6）。
头部固定：固定犬头需用一特制的狗头固定器，犬头固定器为一圆铁圈，圈的中央有一个弓形铁，与棒螺丝相连，下面有一根平直铁闩。操作时先将犬舌拉出，把犬嘴插入固定器的铁圈内，再用平直铁闩横于犬齿后部的上下颌之间，然后向下旋转棒螺丝，使弓形铁逐渐下压在动物的下颌骨上，把铁柄固定在犬头的铁柱上即可（图3-7）。
四肢固定：如采取仰卧位，四肢固定方法与家兔相同。
图3-1 Mouse的捉拿固定与腹腔注射
图3-2 Rat的捉拿法
图3-3 Cavy的捉拿与固定方法
图3-4 Frog的捉拿固定
图3-5 Rabbit的正确捉拿方法
图3-6 捆绑犬嘴的方法及犬头钳
图3-7 犬台与犬头固定器
二、实验动物的麻醉(anesthesia)和给药途径
（一）Anesthesia的方法和麻醉药的用量
进行在体动物实验时，宜用清醒状态的动物，这样将更接近生理状态，有的实验则必须用清醒动物。但是进行手术时或实验时为了消除疼痛或减少动物挣扎而影响实验结果，必须使用麻醉药。Anesthesia动物时，应根据不同的实验要求和不同的动物选择麻醉药。
1．局部麻醉（local anesthesia）如以0.5～2%普鲁卡因(procaine)给兔颈部皮下作浸润麻醉，可进行局部手术。
2．全身麻醉（general anesthesia）
（1）吸入麻醉（inhalation anesthesia）
乙醚（ether）蘸在棉球上放入玻璃罩内，利用其挥发的性质，经呼吸道进入肺泡，对动物进行麻醉。可用于各种动物。适用于时间短的手术过程或实验，吸入后约15～20min开
始发挥作用。采用乙醚麻醉的优点是：anesthesia的深度易于掌握，比较安全，麻醉后苏醒快。缺点是：需要专人管理。在麻醉初期常出现强烈兴奋现象，对呼吸道有较强的刺激作用。对于经验不足的操作者，用乙醚麻醉动物时容易因anesthesia过深而致动物死亡。另外，乙醚易燃，易爆，对人亦有作用，使用时应避火，通风，注意安全。
（2）注射麻醉（injection anesthesia）
巴比妥类：各种巴比妥类药物的吸收和代谢速度不同，其作用时间亦有长有短。戊巴比妥钠（sodium pentobarbital）作用时间为2～4h，属中效巴比妥钠类，实验中最为常用。常配成3～5%的水溶液，由静脉或腹腔给药。硫喷妥钠（sodium thiopental）作用时间仅为15～30min，属短效或超短效巴比妥类，适用于较短时程的实验。
巴比妥类对呼吸中枢有较强的抑制作用，anesthesia过深时，呼吸活动可完全停止。故应注意防止给药过多过快。对心血管系统也有复杂的影响，故这类药物用于研究心血管机能的实验动物麻醉，是不够理想的。
氯醛糖(chloralose)：本药溶解度小，常配成2%水溶液。使用前需先在水浴锅中加热，使其溶解，但加热温度不宜过高，以免降低药效。本药的安全度大，能导致持久的浅麻醉，对植物性神经中枢的机能无明显抑制作用，对痛觉的影响也极微，故特别适用于研究要求保留生理反射（如心血管反射）或研究神经系统反应的实验。
乌拉坦：又名氨基甲酸乙酯（urethane），与氯醛糖类似，可导致较持久的浅麻醉，对呼吸无明显影响。乌拉坦对兔的麻醉作用较强，是家兔急性实验常用的麻醉药。对猫和狗则奏效较慢，在大鼠和兔能诱发肿瘤，需长期存活的慢性实验动物最好不用它麻醉。本药易溶于水，使用时配为10%～25%的溶液。
（二）动物给药途径
1．灌胃法(intragastric injection，ig)
（1）Mouse
用左手固定mouse，使其头颈部充分伸直，但不宜抓得过紧，以免窒息。右手拿起连有小鼠灌胃针的注射器，将针头小心自口角插入口腔，紧贴上腭入胃，注入药液（图3-8）。操作时应避免灌胃针插入气管。插入时遇有阻力应抽出再试，如错插入气管注药时可立即死亡。注射量0.1～0.25ml/10g体重。
（2）Rat
左手戴防护手套握住Rat头骨部，或压在鼠笼上固定，右手将连有注射器的灌胃针头从其口角插入口腔，继续用灌胃针压其头部，使口腔与食道呈一直线，再将针头沿咽后壁轻轻
进入食道，这时如插入畅通，无阻力，可插得较深，插入后动物安静，呼吸无异常，可将药液注入。应避免针头或导管插入气管。灌胃量不超过2ml/只。
（3）Cavy
一个人抓住Cavy头颈部和四肢，另一人将“含咀”放入Cavy口内旋转使舌压在其下，再将塑料管或导尿管插入,然后注入药物，因Cavy上腭部有牙齿，易阻止导管插入，应把Cavy头部与躯体拉直，便于导管避开阻碍而进入食道。
（4）Rabbit
一般采用开口器和小儿导管或导尿管。开口器是2×2×10cm的木片或竹片，呈纺棰形，于正中垂直开一6～8mm直经的圆孔制成。灌胃时，将动物固定于竖立体位，将开口器放于动物的上，下腭齿之间，两端露出口角处，用绳将它固定或用手固定。右手将导管由开口器的小圆孔，沿咽后慢慢进入食道插入胃中，为防止插入气管内，将导管外端插入盛水的小烧杯中，如随动物呼吸而有气泡冒出，表明插入气管应立即拔出插管；若不冒气泡，表明导管插入胃中，方可注入药液，注入完毕，以少量清水冲洗残留管内药液，再拔出导管。
2．皮下注射(subcutaneous injection，sc)
（1）Frog或cavy淋巴囊注射法
Frog的皮下有数个淋巴囊，注入药物易吸收。一般以腹部淋巴囊作为给药途径，另外可注于颌下，胸或大腿等淋巴由于其皮肤薄，缺乏弹性，如果用注射器直接刺入拔针后药液易自注入孔流出，因此注射胸淋巴囊时，应从口角入口腔底部刺入肌层再返入皮下，针尖进入胸淋巴囊后进行注射（图3-9）；注射大腿淋巴囊时针尖从小腿皮肤刺入绕过膝关节进入大腿淋巴囊；注射腹淋巴囊时，针尖从胸淋巴囊刺入；进入腹淋巴囊注射或从Frog大腿上端刺入，经过大腿肌层入腹壁肌层再转入腹淋巴囊，然后注射药液。注射量一般0.25～1.0ml/只。
（2）Mouse皮下注射
通常在背部皮下注射，注射时以左手拇指和中指将mouse颈背部皮肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝，右手持注射器，从三角窝下部刺入皮下，轻轻摆动针头，如易摆动时则表明针头在皮下，此刻可将药液注入，针头拔出后，以左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出。大批动物注射时，可将Mouse放在鼠笼盖或粗糙平面上，左手拉住尾部，Mouse自然向前爬动，此时右手持针迅速刺入背部皮下，推注药液。
（3）Rat皮下注射
注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺入皮
下，一次注射量为<1ml/100g。
（4）Cavy皮下注射
部位可选用两肢内侧、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常在大腿内侧注射，针头与皮肤呈45度角的方向刺入皮下，确定针头在皮下推入药液，拔出针头后，拇指轻压注药部位片刻。
（5）Rabbit皮下注射法：参照mouse皮下注射法。
3．腹腔注射法(intraperitoneal injection, ip)
（1）Mouse
左手持鼠，将腹部朝上，右手持注射器，针头刺入方向可与腹部呈45°角，一般由左或右下腹部刺入，为避免刺伤内脏,可将头部放低，使脏器移向横膈之处，（勿刺破肝脏和膀胱）。当针头刺入腹腔是时，有落空感即可给药（图3-10）。
（2）Rat，cavy，rabbit，猫等的腹腔注射皆可参照mouse腹腔注射法。但应注意Rabbit 与猫在腹白线两侧注射时，离腹白线约1cm处进针。
图3-8 Mouse的灌胃方法
第二章动物实验的基本知识和操作技术 第一节实验动物 药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、蛙和蟾蜍 离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。 2、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 3、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法 在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。 一、实验动物的捉拿与固定方法 在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。 1. 小鼠 捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。 图5-1 图5-2 2. 大鼠 方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。 3. 豚鼠 豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
动物实验操作的基本知识 一、实验动物抓拿固定 （一）小白鼠(mouse) 右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。 （二）大白鼠(rat) 实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。 （三）豚鼠(cavy) Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。 （四）蛙或蟾蜍(frog or toad) 捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。 在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。 实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。 （五）家兔(rabbit) 用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。 （六）狗(dog)
动物实验的基本操作技术 实验动物 实验动物(experimental animals)是指经过人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚，应用于科研、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。 一、常用实验动物的种类和特点 （一）狗(dog)属于哺乳纲、食肉目、犬科动物。其嗅觉、视和听觉均很灵敏，对外界环境的适应能力强。消化、循环和神经系统均发达，且与人类很相似。适用于各类实验外科手术学的教学和临床科研工作，是复制休克、DIC、动脉粥样硬化等动物模型首选的动物之一，由于其价格较昂贵，教学实验中不如某些中小动物常用。 （二）家兔(rabbit) 属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食类动物。品种有：青紫蓝兔（livor blue rabbit）、中国白兔（china white rabbit）、新西兰白兔和大耳白兔（maximus ear white rabbit）等。具有性情温顺，对温度适应敏锐和便于静脉注射等特点，是教学实验中最常用的动物之一。可用于血压、呼吸、泌尿等多种实验，还可用于体温实验和热原的研究与鉴定。 （三）大白鼠(rat) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。其性情凶猛、喜欢啃咬、繁殖周期短、抗病能力较强、心血管反应敏锐。用于水肿、休克、炎症、心功能不全、肾功能不全和应激反应等实验。大鼠不能呕吐，故不能做催吐实验。 （四）小白鼠(mouse) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。具有繁殖周期短、产仔多、生长快、体型小、温顺易捉、易于饲养等特点。广泛应用于各种药物的毒理实验、药物筛选实验、生物药效学实验，以及癌症研究、营养学、遗传学、免疫性疾病研究等项实验。 （五）豚鼠(cavy) 属哺乳纲、啮齿目、豚鼠科类动物。又名天丝鼠、荷兰猪。其性情温顺，嗅觉和听觉较发达。对某些病毒反应敏锐，易引起变态反应。适用于药理学、营养学、各种传染病的实验研究。细菌、病毒诊断学研究、过敏、变态反应性实验研究和内耳及听神经疾病研究。也常用于离体心脏实验研究。 （六）蛙和蟾蜍(frog and toad ) 均属两栖纲、无尾目类动物。常用于教学实验。其心脏在离体后仍可有节律地跳动。常用于心脏生理、药理和病生实验。蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。此外，蛙类还可用于水肿和肾功能不全的实验研究。 二、常用实验动物的品系
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿
4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。三、性别判定 小鼠、大鼠性别判定 （1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。四、动物的标记 小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】 1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。 3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】 1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？
实验动物手术基本操作技术 1. 动物实验手术常用的器械或设备 手术刀:准备不同型号的手术刀和手术刀柄。用于切开皮肤和脏器。 外科剪:准备直剪和弯剪。用于软组织剪断和组织分离。 手术镊:准备有齿镊和无齿镊。用于挟持皮肤、筋膜、肌腱等较坚硬组织或血管、神经、黏膜等脆弱组织。 止血钳:准备直、弯、蚊三种。用于夹住浅层血管止血或分离组织、牵引缝线等,或者夹住深部组织或内脏的血管出血点或者用于精细的止血和组织分离。 注射器:准备不同容量的注射器。用于补充麻醉或药物注射。 持针钳:用于缝合致密组织或深部组织。 缝合针:准备不同长短、粗细、弯度、针尖圆形或菱形的缝合针。 用于缝合不同的组织。 缝合线:准备丝线、肠线、金属线等不同种类缝合线。用于不同组织的缝合。 医用监护仪:准备呼吸、心跳、脉搏、血压及温度等医用监护仪。用于手术的操作监护。 医用气体:准备氧气、压缩空气、二氧化碳等医用气体。用于动物实验手术的应急需要。 2.动物实验手术器械的消毒方法 消毒对于防止手术伤口感染和保证伤口愈合极为重要,可以减少手术并发症和提高手术愈合效果,主要包括手术环境和手术器械的消毒。其中手术器械的消毒方法如下。 煮沸法:该法适合于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套等的灭菌,一般煮沸时间为20～30min。注意金属器械应在沸水时放入以防生锈,玻璃器械应在冷水时放入以防爆炸。 高压蒸汽灭菌法:该法适合于布类、敷料、手术衣帽及器械的灭菌, 灭菌条件为121OC、15min 。注意敷料包装应松紧适宜,待冷却后取出。 化学药品消毒法:主要的化学消毒液灭菌流程有三合液(甲醛2Oml+碳酸钠15g+石碳酸3g+蒸馏水100Oml)浸泡30min;新洁尔灭溶液(0.1%新洁尔灭100Oml+亚硝酸钠5g)浸泡1h;酒精溶液(70%酒精)浸泡1h;来苏水溶液(3～5%)浸泡1h；石炭酸(3%)浸泡1h;福尔马林(2%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min;酒精溶液(75%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min。 3.动物手术部位的消毒 实验动物手术部位处理一般包括除毛、皮肤消毒、手术部位隔离三个步骤。消毒顺序为:除毛→2%来苏水洗刷手术部位皮肤及周围皮肤→灭菌纱布擦干→70%酒精脱脂→5%碘酊擦抹→75%酒精脱碘→手术部位隔离→手术。 4. 手术人员手臂的消毒
常用实验动物的实验基本操作技术 第一节常用实验动物的生物学特征 1．蛙（或蟾蜍）的生物学特点是什么？主要用于哪些实验？ 属于两栖变温动物，皮肤光滑湿润，有腺体无外鳞。蛙的心脏有两个心房，一个心室，心房与心室区分不明显，动静脉血液混合，有冬眠习性。生存环境比哺乳动物简单，在机能学实验中有多种实验选择该动物。如：①离体蛙心实验，常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能，以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。③缝匠肌可用于记录终板电位。脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。在临床检验中，可用雄蛙作妊娠反应实验。 2．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。 3．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。 4．豚鼠生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 豚鼠性情温和，胆小，饲养管理方便，可群养。豚鼠耳蜗管发达，听觉灵敏，存在可见的普赖厄反射（听觉耳动反射），乳突部骨质薄弱。豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。能耐受腹腔手术，使用于肾上腺机能的研究。其自身不能制造维生素C，是研究实验性坏血症的唯一动物。 5．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行
药理学实验动物的基本操 作实验心得 Revised by Jack on December 14,2020
这次是第一次药理学实验，我们学习了很多实验动物的基本操作方法。在做药理学实验之前我们就有做过人体解剖生理学实验，解剖过蟾蜍，小白鼠和家兔，这次的药理学实验更是一次对所学知识的巩固和深化，教给了我们很多在生理学实验中并没有学过的知识点。在刚做实验时，黄老师就向我们介绍了3R原则，即减少，优化，替代。动物是我们人类的朋友，首先我们应该尊重动物。它们用生命来换取人类的健康，推动着医学的进步，人类医学的发展离不开动物实验，动物为我们人类的健康做出了牺牲，我们应遵循“3R”原则。黄老师还通过视频给我们重点介绍了常用麻醉药及用法，实验动物的捉拿、麻醉、固定、给药、取血和处死方法。让我学到了很多实用性很强的东西。 之后便是分组自己做实验了，首先陈老师向我们讲解了小白鼠的标记方法，用中性品红表示十位数，苦味酸表示个位数，加上空白对照，一共可以标记一百支小白鼠。标记顺序为先左后右，从上至下。用苦味酸作为标记物的一个原因是它不容易被分解和弄掉，不会因为小鼠的活动而消失。其次是因为其有苦味，避免了被其他老鼠舔掉。之后讲解了小鼠的性别鉴定方法，除了书上说的方法外还可通过观察小鼠的乳房辨别。关于大鼠和家兔的捉持方法，大鼠在捉持前最好对其进行安抚，避免其急躁而咬人，而家兔则不可用手扯其双耳将其拉起。在给药方法方面，灌胃法要注意从口角插入口腔，用灌胃针抵住舌头，插入不可过深，一般入喉即可。腹腔注射时最好将其倒转，头部朝下，这样不容易刺入内脏。是否插入腹腔的判断方法：推注完后，轻微回抽，若有负压将注射器的推杆拉回，则已入腹腔。皮下注射时是否的入皮下的判断方法上同，皮下无负压，回抽不拉回。尾静脉注射时注意静脉在尾的两侧，不在上下，注射时用手捏住尾巴前段有利于暴露血管。 家兔的灌胃用木质开口器，使用时要想办法将其舌头压在开口器下，因为舌头会阻碍导尿管插入口腔，可以另外使用棉签配合，一边用棉签压住舌头，一边将开口器插入口腔。耳缘静脉注射时要注意选择小号针头，因家兔耳静脉较小，插入时应仔细谨慎。
实验三实验动物基本操作技术 学习目标 ●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳 缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。 ●了解其他动物实验技术。 大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。 一、实验动物的编号 为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。常用的编号方法如下： 1．染料标记法 （1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。 （2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。 A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。 B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的。如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的左、中、
右部九个区域，从右到左标记。 2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。 3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。将牌固定于动物的颈圈或耳上。 4．人工针刺法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出，再用酒精墨汁涂染即可。 二、实验动物的捉拿与固定方法 1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。 2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。 3．大白鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部（因抓尾尖动物会扭动易使其尾部的皮肤脱落，影响实验的进行）将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。 4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。
2015-动物实验基本操作动物实验 基本操作一（固定、性别判定、标 识）【实验目的】在做动物试验 时，为确保给药、实验顺利进 行，防止被动物咬伤、准确辨别动 物性别、准确标识动物，要学会 用正确方法捉拿实验动物、掌握 辨别动物性别的方法以及掌握标识 动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体 重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%?90酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢
紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿 4-5 周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，^V: 1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。 三、性别判定小鼠、大鼠性别判定 (1)幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是早，夕卜生殖器与肛门间隔长的是￡。 (2)成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
动物实验给药量
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动物实验基础知识系列之一：剂量换算 关于剂量换算的问题 最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。 ?这个问题对学习药理的战友来讲,可能是非常熟悉了。但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。 下面我们分以下几点来探讨这个问题。?第一、等效剂量系数折算法换算?第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较?第四、系数折算法的相对误差?第五、小孩与成人的剂量换算?第六、少常用实验动物剂量间的换算?第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算? 下面我来简单说一下这个问题。 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候,差不多是来源于两条途径: 一是查文献,参考别人使用的剂量。有时有现成的,可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估
算,以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD５０。至于该选择ＬD ５0的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 ?下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。?目前我们大多数人用的方法,是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行,这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。 试着换算一个。 如:人的临床剂量为Ｘ mg/kｇ , 换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量=Ｘmg/kg×7０ｋｇ×0．018/200g=X mg／kg×70ｋg×0．018/0.2ｋg＝６.3 X ｍg/kg．
当动物有病时，常表现为精神不振、行动迟缓、毛发蓬乱无光泽、鼻部皮肤干燥并流鼻水、眼有分泌物等。 1.大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。 大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。 2.动物实验的常用方法有哪些？ 动物实验方法已成为医学科学研究和实验教学及相关学科研究中不可缺少的重要手段。 动物的实验方法是多种多样的，在医学的各个学科领域内都有其不同的应用，但基本的实验方法则是共同的， ⑴如健康动物的识别、选择、抓取、固定、麻醉、动物分组、编号、脱毛、给药、采血、取尿、急救、处死、尸检等，不论从事何种课题的医学研究都涉及到这套实验动物基本操作方法。
⑵动物实验按机体水平不同可分为整体实验和离体实验。还可进一步具体分为分子、亚细胞、细胞、组织、器官、整体动物和无损伤动物等水平的实验。按动物时间的长短则可分为急性实验和慢性实验。 ⑶按学科的实验方法可分为生理学的动物实验方法，病理生理学的动物实验方法，药理学的动物实验方法，病理解剖学、组织学的动实验方法等。 3.实验动物的捉持与固定 如何正确捉拿及固定大白鼠？ 以防大鼠在惊恐或激怒时咬伤手指，捉拿时最好带上防护手套， 右手抓住鼠尾立即提起，放在易攀抓的粗糟面上， 用左手拇指和食指抓住其两颊及后枕部皮肤，充分固定慎防咬伤， 其余手指握住整个鼠体，注意握力不要太大，以免大鼠窒息死亡。 然后将其腹部向上，作腹腔麻醉，最后固定。 4．实验动物性别的鉴别？ （1）如何鉴别小、大鼠的性别？ 根据外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离来判断这些动物新生仔的性别， 一般间隔短的是雄性，外生殖器阴茎与阴蒂大，但是对此判别要有一定经验，成熟期雌性有阴道口，有膨起的阴囊和阴茎。 5．实验动物编号标记的方法 （1）为什么要对实验动物进行编号标记？标记的方法有几种？ 动物在实验前常常需要作适当的分组，不同的体重或相同的体重放在同一个笼时，这就 需要编号标记。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用、无 明显损伤、无毒和易辨认等要求。标记的方法有染色标记法、号牌法、打孔剪口法和剃毛、 剪毛法。
实验一、药理学实验的基础知识和药理学总论实验 一、实验动物的基本技能和实验技术基础 1、实验动物的标记 大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。常用的方法：1号 --- 左前腿 2号 --- 左腰部 3号 --- 左后腿 4号 --- 头部 5号 --- 正中 6号 --- 尾根部 7号 --- 右前腿 8号 --- 右腰部 9号 --- 右后腿 10号 ---不标记 2、实验动物的捉持（大、小鼠） (1)小鼠的捉持用右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼盖）上面，向后轻拉鼠尾；用左手拇指和食指捏住其两耳颈背部皮肤，将小鼠固定在掌中，使其腹部朝上，然后以无名指和小指夹住鼠尾或小鼠的左后肢。 （2）大鼠的捉持捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴上防护手套，并应动作轻柔。用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。 3、实验动物的给药方法（大、小鼠） （1）小鼠的给药方法 灌胃（ig）：将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线，沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。如遇阻力，可将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。一般给药量为0.1-0.3ml/10g（体重）。 皮下注射（H或sc）：常在背部皮下。轻轻捏起背部皮肤，将注射针头刺入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖位于皮下。然后注入药液。一般给药量为0.1-0.20ml/10g （体重）。 腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm（注意：进针不宜过深，以免伤及肝脏和脾脏。注药前回抽一下，无回血时再注药）。一般给药量为0.1-0.3ml/10g（体重）。 肌内注射(im)：多注射于后肢股部肌肉，一般每侧不超过0.1ml。 尾静脉注射（iv）：将小鼠置于固定筒内，使尾部露在外面，用70％～75％的乙醇棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～59oC温水中，待尾部左右侧静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。一般给药量为0.1-0.2ml/10g （2）大鼠的给药方法 均同小鼠。一般情况下，灌胃剂量为1～2ml/100g，皮下注射、尾静脉注射<1ml / 只，腹腔注射为1.5ml /只，肌内注射为
实验动物知识学习大纲 实验动物法规知识 1、1988年，原国家科委颁布了2号令《实验动物管理条例》 2、1988年，广东省人民政府颁布了《广东省实验动物管理条例》 3、1993年，原国家科委颁布了16号令《药物非临床研究质量管理办法》 4、1994年，原国家技术监督局颁布了实验动物的《中华人民共和国国家标准》文件一批 5、1997年，原国家科委、原国家技术监督局颁布了593号文《实验动物质量管理办法》 6、1997年，原国家科委、卫生部、农业部、原国家医药管理局发布了文件《关于“九五”期间实验动物工作发展的若干意见》 7、2001年，国家科技部等7大部委联合颁布了《实验动物许可证管理细则（试行）》 8、2001年，国家质量监督检验检疫总局发布了实验动物的《中华人民共和国国家标准》文件一批，定于2002年5月1日起实施。新的国家标准取消了普通级小鼠、大鼠，取消了亚屏障环境标准。对饲养豚鼠家兔犬和猴的普通级开放系统的环境，增加了换气次数、落下菌数和日温差控制等要求。 9、2002年，广东省科技厅等8大厅局部制定了《广东省实验动物许可证管理细则（试行）》。决定对在广东省行政区域内从事与实验动物有关工作的单位和个人，实行实验动物许可证制度，实验动物许可证由广东省科技厅印发，包括“实验动物生产许可证”和“实验动物使用许可证”，许可证每5年发放一次，每年实行年检。 10、2003年，广东省科技厅下发《关于开展我省首批实验动物许可证评审工作的通知》，对2003年上半年申办实验动物合格证的28家单位进行了首批实验动物许可证评审工作。 11、2003年，广东省科技厅颁发了《关于印发实验动物许可证申领办法的通知》，组织了专家对受理单位进行了现场考察，现场考察主要内容有：⑴申办单位主管领导进行实验动物政策法规考察；⑵对实验动物从业人员进行实验动物知识和技能考察；⑶对申办材料的内容进行现场考察核对。 12、2003年，广东省科技厅下发《关于在我省全面实施实验动物国家标准2001修订版的通知》。通知决定：将小鼠、大鼠分为清洁级SPF级和无菌级，取消普通级。2003年不再发放普通级大小鼠合格证，已取得的普通级大小鼠合格证到2003年5月1日自然失效。各单位要加紧建设SPF级动物设施，以满足科研需要。 实验动物学知识 1、实验动物、实验动物学的概念 实验动物（Laboratory Animal,LA），指由人工培育，来源清楚，遗传背景明确，对其携带的微生物和寄生虫实行监控，用于生命科学研究、药品与生物制品生产和检定，以及其他科学研究的动物。 实验动物科学（Laboratory Animal Sciences），是研究有关实验动物和动物实验的一门新兴科学。简言之，实验动物科学是专门研究实验动物的生物特性、饲养繁殖、遗传育种、质量控制、疾病防治和开发应用的科学。 2、实验动物具有的三大特点： 1）、遗传学特点；2）、微生物与寄生虫的监控特点；3）、应用特点 3、实验动物学的分支学科有哪些：
第一节 常用实验动物的种类及应用 从严格意义上讲，教学和科研等工作中使用的动物应称为实验用动物，它主要包括以下三大类动物：①实验动物，指为了科学研究、教学、生物制品或药品鉴定、诊断等目的而经人工培育，对其携带的微生物实行控制，遗传学背景明确或来源清楚的动物；②野生动物，指直接从野外捕获，性状未受人为控制的动物；③家畜（禽），指为满足人类社会生活需要而繁殖和饲养的动物。 现将动物生理学实验中经常用到的蟾蜍、青蛙、家兔、小鼠、大鼠、猪、狗、猫、鸡、鸽、山羊、绵羊、马、牛14种动物分别介绍如下。 一、蟾蜍和青蛙 蟾蜍和青蛙均属两栖纲、无尾目，蟾蜍属蟾蜍科，青蛙属蛙科。它们品种很多，是脊椎动物由水生向陆生过渡的中间类型。 蟾蜍和青蛙生活在田间、池边等潮湿环境中，以昆虫等幼小动物为食料。冬季潜伏在土壤中冬眠，春天出土，水中产卵，体外受精。幼体称为蝌蚪，形似小鱼，用鳃呼吸，有侧线，以水中植物为主要食料。幼体经变态发育为成体，尾巴消失后到陆地上生活，用肺呼吸，同时其皮肤分泌黏液，辅助呼吸。蟾蜍和蛙身体背腹扁平，左右对称，头为三角状，眼大并突出于头部两侧，有上、下眼睑和瞬膜以及鼻、耳等感受器官。前肢有4趾，后肢有5趾，趾间有蹼，适于水中游泳。其器官、系统逐渐完善，反映出由水生向陆生过渡的特征。雄蛙头部两侧各有一个鸣囊，是发声的共鸣器（蟾蜍无鸣囊），雄蛙的叫声特别响亮。蟾蜍背部皮肤上有许多疣状突起的毒腺，可分泌蟾蜍酥，尤以眼后的椭圆状耳腺分泌毒液最多。蟾蜍每年2月下旬至3月上旬发情一次，发情后于4～7月间排卵，产仔1 000～4 000个，寿命10年。蟾蜍和青蛙在我国分布广泛，夏、秋季各地均容易捕捉，也易养活。在捕捉和饲养等方面，蟾蜍比青蛙要方便，故在实验中广泛使用。 蟾蜍和青蛙是生物实验中常用的动物，特别是在生理、药理实验中更为常用。蛙类的心脏在离体情况下仍可有节奏地博动很久，所以常用来研究心脏的生理功能、药物对心脏的作用等。蛙类的腓肠肌和坐骨神经可以用来观察外周神经的生理功能，也可观察药物对横纹肌或神经-肌肉接头的作用等。蛙还常用来作脊髓休克、脊髓反射和反射弧的分析，以及肠系膜上的微循环观察等实验，还常利用蟾蜍下肢血管灌注方法观察肾上腺素和乙酰胆碱等药物对血管的作用等。
动物实验的基本知识和操作技术
第二章动物实验的基本知识和操作技术 第一节实验动物 药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、蛙和蟾蜍
离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。 2、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 3、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。 4、豚鼠 是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。 5、家兔 温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。 6、猫
实验动物知识与技能测验多选题 1、下列哪种疾病是犬与人的严重共患传染病(_____) A. 鼠痘 B. 流行性出血热 C. 沙门氏菌感染 D. 狂犬病 正确答案是: CD 2、屏障设施维护和保养的经常化工作有(______) A. 空调的维护保养 B. 定期更换初、中、高效过滤器 C. 灭菌炉的维护保养 D. 净化水设备的维护保养 正确答案是: ABCD 3、判断犬麻醉程度的指标有(______) A. 呼吸 B. 反射活动 C. 肌张力 D. 叫声 正确答案是: ABC 4、鸡可应用于_____等疾病的研究。 A. 心血管病 B. 肝炎 C. 肺心病 D. 糖尿病
正确答案是: AD 5、国标对实验动物与动物实验设施的建筑卫生要求有(______) A. 内墙阴阳角为直角 B. 地面防滑 C. 天花耐腐蚀 D. 内墙可?灰 正确答案是: BC 6、储存饲料的注意事项有(______) A. 防潮湿 B. 防霉变 C. 防虫鼠 D. 通风良好 正确答案是: ABCD 7、应放置危险物品区进行隔离存放的物品是(______) A. 易燃物品 B. 易溶化物品 C. 易腐蚀物品 D. 易爆物品 正确答案是: ACD
8、国标对实验动物与动物实验设施的建筑设施要求有(______) A. 窗密封性好 B. 洗刷间为正压 C. 电气管线明敷 D. 走廊宽1.5米 正确答案是: AD 9、常用于喷雾的化学消毒药有(______) A. 甲酚皂 B. 过氧乙酸 C. 福尔马林 D. 消毒灵 正确答案是: BC 10、国标对实验动物与动物实验设施的建筑有______等要求。 A. 选址 B. 建筑设施 C. 建筑成本 D. 建筑卫生 正确答案是: ABD 11、实验动物饲育区的设置包括(______) A. 检疫室 B. 育种室 C. 清洁走廊 D. 污物走廊
动物实验基础知识系列之一：剂量换算 关于剂量换算的问题 最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。 这个问题对学习药理的战友来讲，可能是非常熟悉了。但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。 下面我们分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算 下面我来简单说一下这个问题。 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径： 一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有
时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。
试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg , 换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02kg＝9.1X mg/kg. 豚鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.031/400g＝X mg/kg×70kg×0.031/0.4kg＝5.42 X mg/kg. 兔的剂量＝X mg/kg×70kg×0.07/1.5kg ＝3.27 X mg/kg. 猫的剂量＝X mg/kg×70kg×0.078/2.0kg＝2.73 X mg/kg. 猴的剂量＝X mg/kg×70kg×0.06/4.0kg＝1.05 X mg/kg. 狗的剂量＝X mg/kg×70kg×0.32/12kg ＝1.87 X mg/kg.