大鼠原位肝移植制作过程中常见失败原因分析及处理策略

肝脏移植的手术技术与并发症处理肝脏移植作为一种重要的治疗肝脏功能衰竭的方法，通过正常的捐赠者或死亡捐献者供体提供功能完好的肝脏，来替代受损的肝脏。

然而，这个手术过程中存在许多技术挑战，并且也要注意处理可能出现的并发症。

一、肝脏移植的手术技术在进行肝脏移植时，有两种主要的手术技术可供选择：全肝移植和部分肝移植。

下面将对这两种手术技术进行详细介绍。

全肝移植是指将供体的整个健康肝脏转移到接受者身上。

在此过程中，医生需要根据血管血流情况进行精确而迅速地解剖和再连接。

随后，胆道系统被建立起来以确保胆汁引流顺畅。

接下来就是正常化确保血液止流返回正常。

部分肝脏移植则是取用供库器官中约30-60%左右含有全部组织结构的肝脏，用于替代受移植者所需要的功能。

这种手术技术更为复杂，因为它需要确保供体和接受者之间的血液供应和胆汁引流得到顺利回复。

此外，还有另一种特殊的技术称为“活体肝移植”，即来自亲属或同胞的部分肝脏被用于移植。

这种方法往往能够取得更好的手术效果和预后。

二、肝脏移植手术中可能出现的并发症尽管肝脏移植是一项现代医学技术发展的重大突破，但仍然存在一定风险和可能发生的并发症。

以下将重点介绍几个主要的并发症以及处理方法。

1. 供体相关并发症：包括供体手术创伤、感染、出血等问题。

处理时需要保证供体完整剖解，并且合理使用止血药物和防感染措施。

2. 受体相关并发症：由于免疫抑制剂使用以及器官排斥反应等原因，受体在移植后可能面临感染、排斥反应、移植后肿瘤等问题。

处理时需要详细评估患者的免疫状态，并采取相应的治疗药物，如抗感染药物和免疫抑制剂。

3. 器官功能障碍：术后可能出现肝脏功能障碍，包括原发性肝功能衰竭等。

这通常需要危重监护和插管治疗，以确保患者尽快恢复正常功能。

4. 冠脉供血不足：术中或术后可引起冠脉血液供应不足，可能导致心肌缺血和心肌损伤。

处理此类并发症时应考虑相应的冠脉介入手术或药物干预。

5. 血管并发症：在手术过程中可能出现肝门静脉或下腔静脉狭窄、闭塞等问题。

常见的干细胞移植失败原因及对策干细胞移植是一种重要的治疗方法，被广泛应用于各种疾病的治疗。

然而，干细胞移植并非总能取得成功，因此人们对干细胞移植失败原因及对策的研究非常重要。

本文将介绍一些常见的干细胞移植失败原因，并讨论对策。

首先，干细胞来源的选择是移植失败的一个重要因素。

干细胞可从胚胎、成体组织以及诱导多能干细胞中获得。

但是，胚胎干细胞的获取涉及胚胎的破坏，伦理道德问题引起争议。

另一方面，成体组织中的干细胞数量较少，且多能性较低，可能限制其临床应用。

因此，诱导多能干细胞被认为是最有前途的干细胞来源。

然而，诱导多能干细胞的质量和纯度仍然存在问题，可能导致移植失败。

为了解决这个问题，科学家需要继续改善诱导多能干细胞的制备方法，确保其质量和纯度。

其次，免疫排斥也是干细胞移植失败的一个重要原因。

干细胞移植后，移植物与宿主的免疫系统可能发生排斥反应，导致移植物无法正常生长和发育。

为了减少免疫排斥的风险，科学家已经开发出多种方法。

例如，使用相对配型的干细胞移植可以减少免疫排斥的发生。

此外，免疫抑制剂的使用也可以有效减少排斥反应。

然而，免疫抑制剂的使用会增加患者感染和肿瘤等副作用的风险，因此需要谨慎使用。

未来的研究应致力于开发更好的免疫调节方法，以减少免疫排斥的发生。

第三，缺乏适宜的移植环境也可能导致干细胞移植失败。

干细胞移植后，合适的环境可以促进干细胞的生长和分化。

受体组织的损伤、缺血和炎症等因素可能干扰干细胞的正常生长。

因此，为了提高移植成功率，科学家需要优化移植环境。

这可以通过改善受体组织的状态、提供适宜的营养和支持以及减少炎症反应等方法来实现。

此外，干细胞的干扰素水平也可能影响干细胞移植的成功率。

在移植过程中，干细胞可能产生干扰素，干扰细胞间的通讯和协调。

这可能导致干细胞无法正确分化和生长。

为了解决这个问题，科学家需要深入研究干细胞产生干扰素的机制，并开发方法来调控干扰素的水平。

最后，移植后的并发症也可能导致干细胞移植失败。

大鼠原位肝移植模型动物案例供体：Lewis大鼠、DA大鼠；受体：BN大鼠造模方法二袖套一吻合法(门静脉和肝下下腔静脉行袖套法,肝上下腔静脉行吻合法)供肝的获取腹采用10%水合氯醛腹腔麻醉(0.3ml/100g)，十字切口入腹，离断肝脏镰状韧带，将小肠移出腹腔外，以生理盐水纱布覆盖。

游离胃小弯背腹侧的尾状叶盘状乳头突，近肝侧结扎并离断左膈下静脉，结扎并切断左肝至食管高位血管支，结扎右肾上腺静脉丛，并切断右肾动静脉。

游离肝下下腔静脉至左肾静脉上缘，游离肝外胆管并行胆管内插管，经门静脉主干向肝脏内灌注含肝素50U的4℃生理盐水10ml，行肝脏冷灌注。

当肝脏变白时，在靠近左肾静脉入口处剪断肝下下腔静脉，形成灌注液流出道，在膈肌上方横断肝上、下腔静脉，将供肝取出，置于4℃生理盐水内。

血管袖套制备在4℃生理盐水中将门静脉与肝下下腔静脉壁外翻，分别套在外径2.10mm和2.76mm的聚乙烯管上，用5-0丝线环扎固定，完成袖套制备。

受体手术大鼠麻醉后，上腹部直切口入腹，分步游离受体肝脏，游离完毕后将受体肝脏取出。

将供肝自生理盐水保存液中取出置于受体原位，冰生理盐水纱布覆盖肝脏表面，以预置的7-0无损伤线吻合肝上、下腔静脉，吻合时，受体侧连同膈肌环一并缝合，先缝合后壁，从左侧开始，将缝线从血管外缝入腔内，在腔内连续缝合。

针距控制在1mm，至右侧角时，将缝线穿出血管壁，在血管腔外与右侧角缝线打结。

以同一缝线从右侧角连续缝合血管前壁，接近左侧角时，向肝上、下腔静脉内注入4℃生理盐水，驱出血管腔内的空气，至左侧角时，与原缝线打结。

以弯血管夹在吻合口近肝侧钳夹肝上、下腔静脉，更换下小儿Satinsky心耳钳，检查吻合口是否出血。

吻合成功后，经门静脉向供肝内灌注4℃生理盐水10ml，排除肝内的肝素盐水，夹闭肝下下腔静脉，将供肝门静脉套管插入受体门静脉内，开放门静脉及肝上、下腔静脉阻端夹，结束无肝期。

肝下下腔静脉的吻合方法与门静脉相同，最后将供体胆管插入受体胆管插管内，按层缝合腹壁。

大鼠原代肝细胞的标记和移植方法杨军英;王建设;刘慧兵;李涛;刘芳【摘要】The optimum concentration of CM-DiI incubated with primary hepatocyte of rat , optimum transplant volume and route of labeled primary hepatocyte are studied . The rat hepatocytes are isolated and purified by collagenase and density gradient centrifugation , and labeled with different concentration of CM-DiI , and then transplanted on rat which are previously suffered 2/3 partial hepatectomy 0 h by liver portal vein and tail vein , respectively . The livers are removed after transplanting hepatocyte 36 h , frozen section and paraffin section are prepared and analyzed by immunohistochemistry and fluorescence observation , respectively . The results show that hepatocyte can be labeled to 95% after incubating with CM-DiI 4 μmol・mL - 1 for 5 min , labeled hepatocytes which are observed on frozen section transplanted by 0.8 mL per keilogram remnant liver weight are more than that of 0.2 ,0.4 and 0.6 mL (P < 0.01) , and labeled hepatocytes transplanted by liver portal vein aremore than that of tail vein ( P < 0.01 ) . Hepatocytes incubated with CM-DiI 4 μmol・mL - 1 for 5 min can be labeled to 95% , and 0.8 mL labeled hepatocytes per keilogram remnant liver weight transplanted by liver portal vein can get preferable label and transplantation efficiency .%探讨CM-DiI 标记大鼠原代肝细胞的最佳浓度、细胞的移植量和移植途径．采用原位胶原酶灌注和密度梯度离心法分离、纯化大鼠肝细胞，用不同浓度 CM-DiI 进行标记，筛选出 CM-DiI 的最佳标记浓度，分别从门静脉、尾静脉移植到2/3肝切除0 h大鼠，对细胞移植36 h 后的肝组织石蜡切片和冰冻切片分别进行免疫组织化学分析和荧光观察．结果显示，4μmol・mL -1浓度的CM-DiI 和肝细胞孵育5 min ，细胞标记率高达95％．每克大鼠残肝移植0.8 mL的细胞悬液（107个・mL -1）和0.2，0.4，0.6 mL 移植后检测到的标记细胞数目相比有显著性差异（P＜0.01），经肝门静脉移植后可以检测到的标记细胞数比尾静脉多（P＜0.01）．CM-DiI 标记大鼠原代肝细胞的最佳浓度为4μmol・mL -1，标记细胞的最佳移植量为每克大鼠残肝移植0.8 mL 的细胞悬液（107个・mL -1）、最佳移植途径为经肝门静脉移植．【期刊名称】《西北师范大学学报（自然科学版）》【年(卷),期】2014(000)004【总页数】5页(P79-83)【关键词】大鼠;原代肝细胞;细胞移植;标记率;移植途径【作者】杨军英;王建设;刘慧兵;李涛;刘芳【作者单位】河南师范大学体育学院，河南新乡 453007; 河南师范大学省部共建细胞分化调控重点实验室，河南新乡 453007;河南师范大学体育学院，河南新乡 453007;河南师范大学省部共建细胞分化调控重点实验室，河南新乡 453007;河南师范大学省部共建细胞分化调控重点实验室，河南新乡 453007;河南师范大学省部共建细胞分化调控重点实验室，河南新乡 453007【正文语种】中文【中图分类】Q2-33细胞治疗在修复肝损伤、促进肝再生、改善肝功能的作用已经在体外研究和动物实验中得到越来越多令人欣喜的结果，但其作用机制、临床疗效还需要深入研究[1,2].目前，大多研究采用间充质干细胞、IPS细胞等诱导成 hepotocyte-like cell 治疗肝脏疾病[3,4]，但其在体内是否可以维持内环境稳定，不会诱发肿瘤需要长期试验来证实.肝脏具有极强的再生能力.当受到急性损伤时，残余肝脏细胞能够迅速增生恢复至原肝重，维持正常的肝脏生理功能[5].因此，肝细胞是肝脏的主要结构和功能细胞，也是肝损伤修复的第一道屏障[6]，是肝脏疾病治疗的重要细胞[7,8].本研究采用大鼠2/3肝切除模型，用荧光染料CM-DiI标记，对再生肝细胞的体外标记、移植途径和体内分布进行检测，为肝细胞的细胞治疗和体内分化研究提供实验基础.1 材料与方法1.1 实验动物及模型制备成年健康 SD 大鼠由河南师范大学实验动物中心提供.体重(220±20)g，饲养温度(21±2)℃，相对湿度60%±10%，光照时间12 h(8：00～20：00)，自由饮水、摄食.大鼠用乙醚麻醉、酒精消毒后，按文献[9]方法切除大鼠的肝脏左叶和中叶，制备2/3肝切除大鼠模型.本实验均在无菌条件下进行.1.2 仪器和试剂荧光显微镜、冰冻切片机、切片机、低温离心机等.Percoll(Pharmacia公司)，羊抗鼠 ALB 单克隆抗体(Santa公司)，兔抗鼠G6P 单克隆抗体、鼠抗羊 IgG 试剂盒、鼠抗兔 IgG 试剂盒(博士德公司)，碱性磷酸酶标记山羊抗兔二抗、碱性磷酸酶标记兔抗山羊二抗(北京中杉公司)，CellTrackerTM CM-DiI(Invitrogen公司)，Ⅳ 型胶原酶(Collage nase Type Ⅳ，Sigma 公司)，其他化学药品均为分析纯.1.3 肝细胞分离水合氯醛麻醉正常大鼠，腹部用酒精消毒，采用原位胶原酶灌注和密度梯度离心法，参照文献方法[10]，分离获得肝脏细胞悬液.将肝脏细胞悬液和60% Perco11在4℃、200 g密度梯度离心15 min，收集中间层细胞(即肝细胞).台盼蓝染色，镜检细胞形态和活性.当细胞收率≥90%，细胞活性≥96%，红细胞数量≤0.1%时，视为合格样品.1.4 细胞免疫化学分离纯化的肝细胞悬液用4%多聚甲醛固定30 min后涂片，参照细胞免疫化学方法，DAB染色，检测ALB和G6P的表达.1.5 肝细胞标记将分离纯化的肝细胞悬液调整密度至1×106 mL-1，分别用 CM-DiI(二甲基亚砜事先溶解好，浓度为1 mg·mL-1) 1～5 μL·mL-1 5个梯度标记细胞，37 ℃分别孵育2,5,10 和 15 min，随后将细胞置于4 ℃ 下 5 min 以终止反应，用4 ℃预冷的D-PBS溶液50 g洗涤3次，去除残余标记液.取10 μL细胞悬液滴片，荧光显微镜下检测标记率.1.6 细胞移植按每克大鼠残肝移植0.2,0.4,0.6,0.8和1.0 mL的细胞液，以1 mL·min-1的速度，用0.7 mm直径针头的注射器，将标记好的细胞悬液(1×107 mL-1)分别从尾静脉和门静脉移植入2/3肝切除0 h的大鼠.对照组注入等量PBS.1.7 细胞示踪于细胞移植后36 h处死大鼠，摘取肝脏，制备6 μm冰冻切片，荧光显微镜观察移植肝细胞在肝脏内的分布情况；用10%福尔马林溶液固定肝脏，制备石蜡切片.按照免疫组织化学方法，DAB显色，镜检ALB 的表达.1.8 统计学分析数据处理采用 SPSS 15.0 软件，实验结果数值采用t检验.P<0.05即为有统计学意义.2 结果2.1 再生肝细胞的形态学特征通过两步法原位灌流消化获得肝细胞的活性高达95%以上，细胞分散较好，轮廓清晰，大小均一，折光性强，胞质清亮，核大而圆，核仁清晰，有双核细胞.肝细胞纯度较高，G6P和ALB阳性细胞率均在95%以上(图1).2.2 CM-DiI标记细胞的最佳浓度和时间分离纯化的1×106 mL-1的肝细胞和CM-DiI储备液在37 ℃条件孵育.CM-DiI在2～4 μL·mL-1浓度范围内，标记率随浓度增加而升高，4 μL·mL-1浓度时标记率达95%以上.各实验组间差异显著(P<0.01).孵育 5 min标记率和细胞活性最好，随着孵育时间延长,细胞活性降低(图 2,3).图1 原代肝细胞 ALB(A)和G6P(B)的表达(×200)Fig 1 Expression of ALB(A) and G6P(B) in primary hepatocyte(×200)A～E分别为CM-DiI 1，2,3,4，5 μL·mL-1标记的肝细胞(A～E: Hepatocyte labeled by 1,2,3,4,5 μL·mL-1 CM-DiI,respectively)图2 不同浓度CM-DiI标记原代肝细胞(×200)Fig 2 Primary hepatocyte labeled by different concentration CM-DiI(×200)图3 冰冻切片检测到的标记细胞和移植细胞数量的关系Fig 3 The relationship between labeled hepatocyte observed on frozen section and the numbersof transplanted hepatocyte2.3 肝细胞移植的最佳量细胞移植后 36 h，受体动物肝脏的连续冰冻切片结果显示(图4)，移植细胞量少时，在组织切片中基本看不到，可以追踪到的细胞数目随着移植细胞数量的增加而增加.1×107mL-1密度的标记细胞按0.8 mL·g-1残肝移植检测效果最好，和0.2,0.4,0.6和1.0 mL·g-1残肝的细胞移植量相比具有显著性差异(P<0.01)，和1.0 mL·g-1残肝的细胞移植量相比没有显著性差异.2.4 移植途径细胞移植后36 h受体动物肝脏的连续冰冻切片的免疫组化和荧光结果显示(图5)，经肝门静脉和尾静脉两种方式移植，在肝组织内均可检测到移植细胞.相同密度和数量的肝细胞，经肝门静脉移植检测到的标记细胞明显多于尾静脉移植(P<0.01). 图4 冰冻切片检测到的标记细胞和移植途径的关系Fig 4 The relationship between labeled hepatocyte observed by IHC and transplantation route2.5 受体肝的组织学检测细胞移植后36 h受体动物肝脏组织学结果显示(图5)，肝细胞轮廓清晰，胞质均匀，可见部分双核细胞，细胞核呈圆形或椭圆形，个体较大，易于辨别.个别移植细胞在受体肝脏中可以表达ALB.3 讨论目前治疗肝癌或终末期肝病的理想方案是肝移植，但是供肝严重不足和免疫排斥阻碍了其广泛应用.原代肝细胞的移植避免了干细胞和iPSCs细胞的潜在危险，实现了一个供肝用于多个受体，具有费用低，可重复移植、创伤小等优点[11]，既是终末期肝病和肝移植之间的桥梁，又可以作为基因治疗的载体，纠正遗传代谢性肝病的代谢紊乱.A.HE染色；B和D.荧光显微镜下观察到的标记细胞；C.ALB表达.箭头指的是受体肝内表达ALB的移植细胞(A.HE staining；B and beled hepatocyte observed by fluorescence observation microscope;C.Expression ofALB.Arrow indicated transplatated hepatocyte which expressed ALB inreceiver liver).图5 受体肝组织的组织形态学检测Fig 5 Morphology observation in receiver liver肝细胞移植常采用门静脉肝内移植、尾静脉移植、穿刺脾实质内移植、经肝动脉肝内移植以及腹腔内大小网膜腔内移植或皮下注射等途径[12,13].静脉内输注的细胞会回归到肝脏，是一种简便而又安全的输注途径.部分肝切除后，肝再生被启动，细胞增殖、分化相关的一些生长因子、细胞因子等通过激活细胞信号通路[10]，为移植细胞提供良好的再生环境，可促进移植细胞的存活、驻留、增殖和分化.我们采用部分肝切除模型大鼠作为受体，采取门静脉和尾静脉两种方式植入原代肝细胞，通过荧光追踪，发现相同密度和数量的肝细胞，经肝门静脉移植后可以检测到较多的标记细胞.CM-DiI是一种细胞膜标记染料，水溶性好，标记细胞形态良好，对细胞无毒，稳定长效，其荧光不受醛类固定剂影响，能有效用于体外诱导分化和移植细胞在活体组织中的迁移及分化研究.但CM-DiI标记基本都是用于干细胞研究，对于原代细胞的标记未见报道.研究发现，移植细胞数量级不得超过 107 个，移植量在 0.5～3.0 mL范围内.移植细胞的数量增加1倍，门脉高压引起的右心房压力升高，并发症如呼吸暂停或死亡明显增多[13].本研究中，把分离纯化的肝细胞移植到2/3肝切除大鼠，通过细胞移植后36 h受体动物肝脏的连续冰冻切片和石蜡切片的观察，发现4 μmol·mL-1浓度的CM-DiI和肝细胞孵育5 min，按每克大鼠残肝0.8 mL 的细胞悬液(107个·mL-1)移植，可以达到最好的标记效率和移植效果.把分离纯化的肝细胞移植到再生肝后，细胞散在分布于肝内，细胞结构完整，部分标记细胞嵌入肝板，具有肝细胞形态，极个别移植细胞能够表达ALB，具有肝细胞的功能.肝细胞移植后是否驻留、分化等有待于进一步探讨与研究.参考文献:[1]ANSBORO S，GREISER U，BARRY F，et al.Strategies for improved targeting of therapeutic cells:implications for tissue repair[J].Eur Cell Mater，2012，23：310-318.[2]STREETZ K L.Liver cell transplantation models for experimental clinical research:Prometheus in a different light[J].Dtsch Med Wochenschr，2013，138(16)：852-854.[3]MEIER R P，MÜLLER Y D，MOREL P，et al.Transplantation of mesenchymal stem cells for the treatment of liver diseases，is there enough evidence[J].Stem Cell Res，2013，11(3)：1348-1364.[4]YU Y，FISHER J E，LILLEGARD J B，et al.Cell therapies for liver diseases[J].Liver Transpl，2012，18(1)：9-21.[5]FAUSTO N，CAMPBELL J S，RIEHLE K J.Liver regeneration[J].Hepatology，2006，43(2 suppl 1):45-53.[6]RIEHLE K J，DAN Y Y，CAMPBELL J S，et al.New concepts in liver regeneration[J].J Gastroenterol 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干细胞移植失败的原因及应对策略移植干细胞是一种被广泛应用于医学领域的治疗方法，它能够为患有各种疾病的人提供替代损伤组织和器官的有效途径。

然而，有时干细胞移植可能会出现失败的情况，导致患者无法收到预期的治疗效果。

本文将探讨干细胞移植失败的原因，并提出相应的应对策略。

干细胞移植失败的原因主要有以下几个方面。

首先，干细胞源的选择可能是一个关键因素。

干细胞可以来源于骨髓、脐带血、脂肪组织等多个部位。

不同来源的干细胞在生物学特性上存在差异，有些干细胞源可能在特定的疾病治疗中表现出更好的效果。

因此，选择合适的干细胞源对于移植成功至关重要。

其次，免疫排斥是一个常见的移植失败的原因。

患者的免疫系统可能识别移植进入体内的干细胞为异体物质，并产生排斥反应。

这一反应导致干细胞无法在机体内持续存活和发挥疗效。

因此，针对免疫排斥的应对措施是必要的，包括使用免疫抑制剂、进行配型和免疫吸附等方法，以减少排斥反应的发生。

另外，移植手术中的并发症也可能导致移植失败。

手术中的感染、出血等并发症可能对干细胞的存活和功能产生不利影响，从而影响移植结果。

因此，在手术过程中需严格控制感染风险和手术操作规范，提高移植手术的成功率。

此外，干细胞的存活和增殖也会对移植效果产生重要影响。

干细胞的存活与生长环境密切相关，包括供给足够的养分、氧气和适宜的温度等。

如果这些条件不适合，干细胞可能无法存活和进行正常的分化、增殖，从而影响治疗效果。

因此，提高干细胞移植的操作技术，为干细胞提供适宜的生长环境，有助于提高移植成功率。

针对干细胞移植失败的原因，我们可以采用一些应对策略来提高治疗效果。

首先，我们可以通过进一步的研究，探索不同干细胞源的特性和应用范围，从而选择最适合特定疾病治疗的干细胞来源。

研究还可以帮助我们了解干细胞的生物学特性和移植机理，从而更好地进行干细胞移植治疗。

此外，通过建立干细胞库，可以方便地获取符合特定条件的干细胞，减少移植源的限制。

其次，在移植过程中，加强免疫学监测和管理是非常重要的。

【摘要】目的研究大鼠辅助性原位肝移植模型的手术技巧及术后并发症的预防。

方法30只SD大鼠作供体。

30只SD大鼠为受体。

通过“袖套法”施行大鼠辅助性原位肝移植。

结果24h存活率76％(19/25)；周存活率56％(14/25)。

结论熟练的显徽外科技术是模型成功与否的关键。

【关键词】肝脏；移植；大鼠Parital auxiliary orthotopic liver transplantation in ratsLONG Guang-hui, XIAO Ping, XIE Yong, et al. Department of Hepatobiliary Surgery，Peking University Shenzhen Hospital，Guangdong，518036[Abstract］Objective To investigate the method and technique of parital auxiliary orthotopic liver transplantation in rats. Methods 30 cases of parital auxiliary orthotopic liver transplantation in SD rats were performed using cuf-tecnique and microsurgery method. The successful rate, operation time and complications were observed. Results The general successful rate was 90%, the survival rate of post-operation 24-hour and one week was 76％(19/25)and 56％(14/25)respectively. Conclusion Meticulous and skilled microsurgical technique is the key to successful operation.[Key words］liver; transplantation; rat近年来，辅助性原位肝移植因其手术创伤相对较小、供体来源比较容易获取以及术后不必长期服用免疫抑制剂等优点已经越来越多地受到临床医生的重视[1]。

肝脏移植手术的手术并发症与护理肝脏移植手术是一种重要的治疗方法，常用于治疗严重的肝脏疾病。

然而，就像其他手术一样，肝脏移植手术也可能出现并发症。

本文将探讨肝脏移植手术的常见并发症以及相关护理措施。

一、术前准备与术中并发症在进行肝脏移植手术之前，医生会对患者进行全面评估和检查，确保他们具备接受手术的条件。

然而，在手术过程中仍有可能出现一些并发症。

1. 栓塞：栓塞是指血管内发生阻塞，导致血流受限。

在肝脏移植手术中，如果供体肝或受体肝的供血血管发生栓塞，可能会导致供血不足甚至坏死。

为了预防栓塞的发生，医生需要做好血液循环监测，并及时处理任何异常情况。

2. 肺部感染：由于长时间的麻醉和手术创伤导致免疫力下降，肝脏移植术后患者容易感染。

其中，肺部感染是常见的并发症之一。

为了预防和治疗肺部感染，护士需要密切观察患者的呼吸状况，并及时给予合适的抗生素。

3. 出血：手术中的血管损伤或手术后出现凝血功能异常可能导致出血。

在手术过程中，医生会尽量减少出血风险，但如果出现大量出血，医生需要立即采取措施止血。

二、术后早期并发症与护理1. 功能不全：肝脏移植术后，由于新肝脏逐渐恢复功能，早期可能会出现一段时间的功能不全。

护士需要密切观察患者的体征和实验室检查结果，并提供相应支持治疗。

2. 再灌注综合征：再灌注综合征是指在供体器官被放入受体身体后，在重新进行供血供氧前这一阶段引起的异常反应。

这可能导致高钾、高乳酸酸中毒等情况。

为了预防再灌注综合征，护士需要密切监测患者的生命体征，并及时处理异常。

3. 感染：术后感染是肝脏移植术后最常见的并发症之一。

护士应该定期检查伤口并注意尿液、呼吸道和其他感染可能性的变化，以便及早发现和治疗感染。

4. 瘘管并发症：在受体身体内形成胆管瘘是肝脏移植术后常见的并发症之一。

为了预防和处理这种情况，护士应密切监测患者胆汁引流情况，并及时报告医生。

三、长期并发症与护理1. 免疫排斥反应：由于供体器官与受体免疫系统之间存在差异，免疫排斥反应是肝脏移植手术后的常见问题。