CTAB提取基因组,步骤及注意事项

实验一-DNA提取实验一DNA的小量制备小量法提取植物基因组DNA（CTAB法）1 实验目的：随着基因工程等分子生物学技术的迅速发展及广泛应用，人们经常需要提取高分子量的植物DNA，用于构建基因文库、基因组southern 分析、酶切及克隆等，这是研究基因结构和功能的重要步骤。

本实验目的是学习从植物材料中提取和测定DNA 的原理并掌握CTAB 提取DNA 的方法，进一步了解DNA 的性质。

2 实验原理细胞中的DNA 绝大多数以DNA-蛋白复合物（DNP）的形式存在于细胞核内。

提取DNA 时，一般先破碎细胞释放出DNP，再用含少量异戊醇的氯仿除去蛋白质，最后用乙醇把DNA 从抽提液中沉淀出来。

DNP 与核糖核蛋白（RNP）在不同浓度的电解质溶液中溶解度差别很大，利用这一特性可将二者分离。

以NaCl 溶液为例：RNP 在0.14mol/L NaCl中溶解度很大，而DNP 在其中的溶解度仅为纯水中的1％。

当NaCl 浓度逐渐增大时，RNP的溶解度变化不大，而DNP 的溶解则随之不断增加。

当NaCl 浓度大于1mol/L 时，DNP的溶解度最大，为纯水中溶解度的2 倍，因此通常可用1.4mol/L NaCl 提取DNA。

为了得到纯的DNA 制品，可用适量的RNase 处理提取液，以降解DNA 中搀杂的RNA。

关于植物总DNA 的提取主要有两种方法：1．CTAB 法：CTAB（十六烷基三甲基溴化铵，hexadecyltrimethylammonium bromide, 简称CTAB）：是一种阳离子去污剂，可溶解细胞膜，它能与核酸形成复合物，在高盐溶液中（0.7mol/LNaCl）是可溶的，当降低溶液盐的浓度到一定程度（0.3 mol/L NaCl）时从溶液中沉淀，通过离心就可将CTAB 与核酸的复合物同蛋白、多糖类物质分开，然后将CTAB 与核酸的复合物沉淀溶解于高盐溶液中，再加入乙醇使核酸沉淀，CTAB 能溶解于乙醇中。

关于CTAB法提取基因组DNA，原理CTAB法原理CTAB(hexadecyltrimethylammonium bromide,十六烷基三甲基溴化铵)，是一种阳离子去污剂,具有从低离子强度溶液中沉淀核酸与酸性多聚糖的特性。

在高离子强度的溶液中(>0.7mol/L NaCl)，CTAB与蛋白质和多聚糖形成复合物，只是不能沉淀核酸。

通过有机溶剂抽提，去除蛋白，多糖，酚类等杂质后加入乙醇沉淀即可使核酸分离出来。

CTAB提取缓冲液的经典配方Tris-HCl (pH8.0)提供一个缓冲环境，防止核酸被破坏；EDTA螯合Mg2+或Mn2+离子，抑制DNase活性；NaCl 提供一个高盐环境，使DNP充分溶解，在于液相中；CTAB 溶解细胞膜，并结合核酸，使核酸便于分离；β-巯基乙醇是抗氧化剂，有效地防止酚氧化成醌，避免褐变，使酚容易去除PVP(聚乙烯吡咯烷酮)是酚的络合物，能与多酚形成一种不溶的络合物质，有效去除多酚，减少DNA中酚的污染；同时它也能和多糖结合，有效去除多糖。

用酚抽提细胞DNA时，有什么作用？使蛋白质变性，同时抑制了DNase的降解作用。

用苯酚处理匀浆液时,由于蛋白与DNA 联结键已断,蛋白分子表面又含有很多极性基团与苯酚相似相溶。

蛋白分子溶于酚相，而DNA 溶于水相。

使用酚的优点：1.有效变性蛋白质；2抑制了DNase的降解作用。

缺点：1.能溶解10-15%的水，从而溶解一部分poly(A)RNA。

2.不能完全抑制RNase的活性。

氯仿的作用？氯仿：克服酚的缺点；加速有机相与液相分层。

最后用氯仿抽提：去除核酸溶液中的迹量酚。

（酚易溶于氯仿中）用酚-氯仿抽提细胞基因组DNA时，通常要在酚-氯仿中加少许异戊醇，为什么？异戊醇：减少蛋白质变性操作过程中产生的气泡。

异戊醇可以降低表面张力，从而减少气泡产生。

另外，异戊醇有助于分相，使离心后的上层含DNA的水相、中间的变性蛋白相及下层有机溶剂相维持稳定。

提取植物DNA方法植物DNA的提取方法是将植物细胞中的DNA分离出来，以便进行进一步的研究。

以下是常用的植物DNA提取方法：1. CTAB法：CTAB（十六烷基三甲基溴化铵）是一种表面活性剂，可以溶解脂质，破坏细胞膜，从而释放DNA。

首先，将植物样品粉碎，加入CTAB缓冲液中并进行润湿，然后加入蛋白酶，破坏细胞膜。

接下来，加入CTAB-蛋白酶混合液，室温静置，使DNA与CTAB结合。

之后，将混合液经过苯酚-氯仿提取，将DNA从其他组分中分离出来。

最后，使用异丙醇沉淀法将DNA沉淀，洗涤并溶解。

2. 硅胶柱法：硅胶柱法适用于小规模提取和纯化植物DNA。

首先，将植物样品粉碎，加入提取缓冲液中，并加入蛋白酶进行细胞壁降解。

接下来，将溶有脂质的提取液加载到硅胶柱上，使用重力流动分离DNA。

然后，使用洗涤缓冲液去除残余的污染物。

最后，使用低盐缓冲液将DNA从硅胶柱上洗脱，并收集纯化的DNA。

3. 高盐法：高盐法适用于粗提植物DNA。

首先，将植物样品细碎，加入高盐缓冲液中，其中含有高浓度的盐和蛋白酶。

高盐浓度可以破坏细胞膜，并使DNA 从蛋白质中解离出来。

然后，使用异丙醇沉淀法将DNA沉淀，洗涤并溶解。

4. 快速提取法：快速提取法是一种高效和便捷的方式，适用于大规模提取植物DNA。

首先，将植物样品经过快速研磨处理，将DNA释放到提取缓冲液中。

然后，使用聚乙二醇或盐酸沉淀方法使DNA沉淀，然后洗涤并溶解。

这些方法在植物科学研究中被广泛使用。

在选择提取方法时，需要考虑样品量、样品类型、实验目的和所需纯度等因素。

植物DNA的提取方法的选择也可以根据实验室设备和研究经验进行调整，以获得满意的结果。

需要注意的是，植物样品在提取DNA之前需要进行适当的贮存和处理。

样品应在低温下保存，以保持DNA的完整性。

此外，处理样品时要避免污染和酶解，以确保提取的DNA质量。

菌丝DNA提取前一天：研钵高压锅内灭菌，121℃，30mins。

放于冰箱中冷冻。

早7：30 实验室，准备好各实验药品。

试验步骤：1)取长满平板的培养皿，分别做好标号，对应标号标记离心管，待用；2)取菌丝，约1g。

将菌丝转移到研钵中，倒入少量液氮，约1.5mL，迅速研磨至粉末状。

如果量多可直接转入离心管；量少，则可加入少量的2×CTAB缓冲液，再转入离心管，加入量记录；3)向每个离心管中加入65℃，2×CTAB，（按每克菌丝加2～2.5ml缓冲液）。

4)65℃水浴30mins。

5)向各试管中加入等体积氯仿异戊醇，间歇振荡2mins。

4℃，12000rpm，8mins。

离心完，将上清液用100μL枪头，贴液面一次次轻轻抽提至一新离心管中。

6)分别加入3μLRNase，轻轻混匀，37℃水浴1h。

7)重复过程5。

8)加入预冷的无水乙醇（2倍上清液的体积）。

上下混匀，冰箱保存30mins或隔夜。

9)4℃，12000rpm离心，10mins；弃上清液，记录体积。

10)加等体积的80%乙醇，上下混匀，4℃，12000rpm，5mins，弃上清液。

11)超净台内吹干，6个样。

12)加TE缓冲液，20~50μL，轻弹至DNA溶解。

13)-20℃保存。

1) 取1克菌丝放入研钵，加入液氮迅速研磨成粉末，转入7 mL的离心管，加2.5mL 65℃预热的抽提液（2 %(m/v)CTAB，100m mol/L Tris-HCl PH8.0，20mmol/L EDTA PH8.0，1.4mol/L NaCl），加巯基乙醇50μl,震荡,使蛋白质变性沉淀；2) 65℃水浴1 h，每隔10 min振荡1次，加入2.5 mL的氯仿/异戊醇(24/1)混匀，除去蛋白质；3) 8000 rpm,4℃离心10 min,取上清；4) 加1/5体积65 ℃预热的CTAB/NaCl混匀，加入2.5 mL的氯仿:异戊醇(24:1)混匀；5) 10000 rpm, 4℃离心10 min，取上清，加入2.5 ml的CTAB沉淀液，颠倒,混匀。