实验动物基本知识及基本操作

实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。

二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。

并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。

进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。

注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。

4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。

5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。

第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。

第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。

有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。

这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。

如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。

尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。

图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。

抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。

如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。

也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。

若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。

4实验动物学的基本技术操作实验动物学是一门研究动物行为、生理、遗传等方面的科学，同时也需要运用一系列的基本技术操作才能开展实验研究。

下面将介绍实验动物学的四个基本技术操作。

一、动物饲养与繁殖技术1.饲养技术：实验动物需要适应良好的饲养环境，包括合适的饲料、饮水、温度、湿度、通风等条件。

饲养员需要按照动物的特性，合理配给饲料，并保证饲养环境的清洁卫生。

2.繁殖技术：实验动物的繁殖对于科研工作至关重要。

繁殖技术包括选配合适的种配、控制营养、饲料等因素，合理管理饲养环境，以提高繁殖率和血缘纯度。

二、动物体内注射技术1.注射剂选择：根据实验需求和动物特性，选择合适的注射剂。

常用的注射剂有生理盐水、葡萄糖溶液、激素、抗生素等。

2.注射器选择：根据注射液体的性质和目的选择合适的注射器。

一般分为无菌注射器、玻璃注射器和胰岛素注射器等。

3.注射部位选择：注射部位的选择需根据实验目的和动物特性，例如，静脉注射一般选择尾静脉、后肢静脉等，肌肉注射一般选择胸肌、腹肌等。

4.操作技巧：进行体内注射前，需要提前准备好所需的注射器和注射液，并将动物固定位置，消毒注射部位。

然后按照注射动作快速、准确地操作。

注射结束后，要观察动物的反应状况。

三、动物行为观测技术1.设定观测指标：根据研究需求，在进行动物行为观测前，需要明确观测指标，例如行为频率、行为时长、社交行为等。

2.观测设备准备：根据观测目的，选择合适的观测设备，如摄像机、传感器、记录表等，并进行准确校准。

3.观测方法选择：根据动物的行为特征和观测目的，选择合适的观测方法，如直接观察法、电子监测法、定点观测法等。

同时也要注意避免过度打扰动物的行为。

4.数据处理与分析：观测结束后，需要对所得到的数据进行整理和分析，以得出科学结论。

通常可以利用计算机软件进行数据的统计和图表化处理。

四、动物解剖技术1.动物解剖准备：进行解剖前，需要准备好所需的解剖工具，如手术刀、镊子、剪刀、解剖针等，并确保工具的消毒和清洁。

动物实验操作规程1.实验目的和背景动物实验是科学研究的重要手段之一，为了确保实验的准确性和可靠性，制定一套严格的操作规程至关重要。

本文将详细介绍动物实验操作规程，确保实验过程的规范性和实验结果的可信度。

2.实验材料和设备在进行动物实验之前，需要准备以下材料和设备：2.1. 动物实验对象：根据实验目的选择适当的动物，如小鼠、大鼠、兔子等。

2.2. 动物饲料和水：确保给动物提供合适的饲料和饮水，以满足它们的基本需求。

2.3. 实验器械：根据实验需要准备各种实验器械，如手术器械、注射器、天平等。

2.4. 试剂和药物：根据实验设计准备所需的试剂和药物，确保其纯度和质量。

3.实验前准备在进行动物实验之前，需要做好以下准备工作：3.1. 实验环境准备：确保实验室环境的整洁和安静，维持适宜的温度、湿度和光照条件。

3.2. 动物饲养和适应：提前将实验动物饲养在实验室环境中，让它们适应新的环境，保证实验结果的可靠性。

3.3. 实验材料和设备核对：核对所需材料和设备，确保其完整和准备充分。

3.4. 实验方案制定：针对具体实验目的，制定详细的实验方案，包括实验步骤、操作要点等。

4.实验操作步骤根据实验方案和操作规程，按照以下步骤进行实验操作：4.1. 实验前记录：记录实验前动物的基本信息，包括动物种类、数量、性别、体重等。

4.2. 动物准备：根据实验需求，对动物进行体表消毒、麻醉或固定等操作。

4.3. 实验操作：按照实验方案进行具体的实验操作，如注射、取样、观察等。

4.4. 数据记录：在实验过程中，及时记录相关数据和观察结果，确保实验数据的准确性和完整性。

4.5. 实验结束：完成实验后，做好对实验动物的后续处理，如恢复麻醉、放回饲养箱等。

5.实验安全和伦理在进行动物实验过程中，应确保实验操作的安全和伦理合规性：5.1. 安全措施：在实验操作中，严格遵守安全操作规程，做好个人防护，如佩戴手套、口罩等。

5.2. 实验伦理：遵循相关法律法规和伦理原则，确保对动物实验的合理性和必要性评估，并尽量减少对动物的痛苦和伤害。

实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方法，包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血（眶后静脉丛，摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。

二、实验动物：昆明小鼠2只（1雌1雄)三、实验步骤1、抓取和固定,标记2、去毛3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖：雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定标记：抓取：抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面.并标记：2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针，沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头后仰以便伸直消化道，进针2/3后灌生理盐水0.5ml3、注射给药：腹腔注射：从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°.进针后稍微晃动针，如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射：一人固定小鼠，另一人用左手中指和拇指将尾拉直，食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0.5ml生理盐水。

注射完毕拔出针头，用无菌棉球压迫止血.4、采血从眼角内侧0。

5cm处进针眼球摘除法：左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除，头朝下，眼眶内血迅速流出。

5、麻醉:0.5％氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重22g，按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法：按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖：雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性：双角子宫、卵巢 3。

7.2 肾上腺：米粒大小胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状 3。

7。

4 ，胆囊：芝麻大小，浅绿色,半透明,甲状腺：紧贴环状软骨，另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。

豚鼠基本操作实验报告引言豚鼠（Cavia porcellus），又称家养天竺鼠，是一种常见的实验动物，被广泛应用于医学、生物学、心理学等各个领域的研究中。

本实验旨在让学生掌握豚鼠的基本操作方法，包括抓取、翻身、喂食等，以提高学生对实验动物的处理技巧和实验操作的熟悉度。

材料与方法材料：- 豚鼠- 实验笼- 好吃的食物（例如胡萝卜、苹果等）方法：1. 准备工作：将豚鼠放置在实验笼中，保证环境整洁干净，同时提供充足的水和食物。

2. 抓取操作：轻轻地用一只手握住豚鼠的身体，另一只手支撑住它的底部，并用拇指和食指固定住颈部，以防止它的逃跑或伤害自己。

在抓取时应注意力度适中，不要用力过猛。

3. 翻身操作：将豚鼠抓取到空中后，轻轻将它翻转过来，让它的背部朝上，以便进行其他操作或观察。

在翻身操作时要注意动作轻柔，不要让豚鼠感到不适或紧张。

4. 喂食操作：将豚鼠抓取到空中后，用另一只手抓住食物，将其放置在豚鼠的前方，让它自行取食。

在喂食时要注意食物的新鲜和适量，确保豚鼠的营养需求得到满足。

5. 清洁操作：定期清洁实验笼，清除废弃物和污垢，并更换新的垫料和饲料、水。

结果与讨论在实验过程中，我们成功地掌握了豚鼠的基本操作方法。

通过逐步的实践，我们发现对于豚鼠的抓取操作，合适的力度和手位可以有效地减少它们的抵抗和逃跑，确保操作的顺利进行。

在翻身操作中，小心细致的动作可以让豚鼠感到舒适和安全，减少其压力和焦虑。

在喂食操作中，提供新鲜的食物不仅可以满足豚鼠的营养需求，还能增加它们对实验人员的亲近感。

同时，我们还发现了一些需要注意的问题。

首先，豚鼠是敏感的哺乳动物，对于陌生环境和操作可能产生紧张和压力，因此我们应当尽量保持操作的轻柔和温柔，减少对它们的干扰和伤害。

其次，在实验过程中，我们必须保持清洁，及时清理废弃物和污垢，同时定期更换饲料和水，以保证豚鼠的舒适和健康。

结论通过本次实验，我们掌握了豚鼠的基本操作方法，包括抓取、翻身和喂食等，提高了对实验动物的处理技巧和实验操作的熟悉度。

小鼠的基本实验操作小鼠是最常用的实验动物之一，其体型较小、繁殖能力强、生命周期短、易于饲养和管理，因此被广泛用于生物医学研究中。

以下是小鼠实验的基本操作。

一、小鼠的选育与管理1.小鼠的品系选择：选择适合研究目的的小鼠品系，例如常用的C57BL/6、BALB/c等。

2.饲养环境控制：为小鼠提供适宜的饲养环境，包括控制温度、湿度、光照和气流等。

3.饲料和水的供给：提供适宜的饲料和清洁的饮用水，确保小鼠的正常营养摄入。

二、小鼠的配对与繁殖1.配对：选取性成熟健康的雄性和雌性小鼠，进行自然配对或人工配对。

2.孕期管理：雌性小鼠受孕后，需要监测妊娠情况，并做好相应的饮食和环境管理。

3.胚胎获取：根据需要，可以选择在特定生理时期采集小鼠胚胎，用于后续的胚胎移植或体外培育等实验。

三、小鼠手术操作1.解剖手术：通过解剖手术，可以获取特定组织或器官的标本，从而进行病理学和生理学研究。

2.移植手术：如肾移植、心脏移植等，用于研究器官功能和移植排斥反应等问题。

3.慢性操作：如植入插管或取样等，用于定期获取生理参数的连续监测。

四、小鼠的药物处理1.静脉注射：通过静脉注射给小鼠药物，用于研究药物的药理学和药效学等。

2.腹腔注射：通过腹腔注射给小鼠药物，多用于给予抗肿瘤药物、化疗和免疫细胞的移植等。

3.给药途径选择：根据研究目的和药物性质，选择合适的给药途径，如口服、皮下注射等。

五、小鼠的行为测试1. 空间记忆测试：如Morris水迷宫，用于评估小鼠的空间记忆能力。

2.暗箱测试：用于评估小鼠的焦虑状态和厌恶反应。

3.Y型迷宫测试：用于评估小鼠的学习和记忆能力。

六、小鼠的标本采集和检测1.组织标本采集：根据研究需要，取出小鼠的特定组织，如血液、脑组织等。

2. 分子生物学检测：如PCR、Western blot等，用于检测基因表达和蛋白质水平的变化。

3.组织病理学检测：用于观察和评估小鼠组织病变情况，如光镜下观察和组织染色等。

动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。

下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。

1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。

常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。

研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。

2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。

手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。

研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。

3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。

同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。

4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。

研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。

5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。

血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。

研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。

6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。

器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。

组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。

研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。

7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。

分组技术包括随机分组和对照组的设计等。

饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。

研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。

一、实验目的1. 熟悉和掌握常用动物实验操作技术。

2. 了解动物实验过程中应注意的问题，确保实验安全。

3. 提高动物实验操作技能，为后续实验研究打下基础。

二、实验时间2023年X月X日三、实验地点实验室四、实验材料1. 实验动物：成年小白鼠2. 实验仪器：手术显微镜、解剖刀、镊子、剪刀、缝合针、生理盐水、碘伏等3. 实验药品：抗生素、止痛药等五、实验方法1. 实验动物的选择与处理选择健康的成年小白鼠作为实验动物，观察其外观、活动状态等，确保动物处于良好状态。

实验前对动物进行编号，并给予适量食物和水。

2. 实验动物麻醉采用戊巴比妥钠进行腹腔注射，剂量为50mg/kg体重。

观察动物反应，待动物麻醉后进行手术操作。

3. 实验动物解剖（1）解剖部位：选择腹部作为解剖部位。

（2）解剖方法：用手术刀在腹部正中线切开皮肤，暴露腹壁肌肉。

用镊子将肌肉向两侧牵拉，暴露腹膜。

（3）解剖内容：观察腹膜下器官，如肝脏、胃、肠等。

4. 实验动物手术操作（1）手术部位：选择肝脏作为手术部位。

（2）手术方法：在肝脏表面用手术刀切开一小口，暴露肝脏表面。

用镊子将肝脏表面血管钳夹，切断血管，防止出血。

（3）缝合：用缝合针将肝脏切口缝合，注意缝合技巧，确保缝合紧密。

5. 实验动物恢复手术完成后，将动物放回笼中，给予适量食物和水。

观察动物恢复情况，如活动状态、食欲等。

六、实验结果1. 实验动物麻醉成功，无麻醉意外发生。

2. 实验动物解剖过程顺利，无损伤动物内脏。

3. 实验动物手术操作过程顺利，无手术并发症发生。

4. 实验动物术后恢复良好，无感染、粘连等并发症。

七、实验讨论1. 本实验中，动物实验操作过程较为顺利，说明实验动物选择合理，实验方法可行。

2. 在实验过程中，严格遵守动物实验操作规范，确保实验安全。

3. 本实验为动物基本操作实验，为进一步开展动物实验研究奠定了基础。

八、实验总结1. 本实验熟练掌握了动物实验操作技术，为后续实验研究提供了技能支持。