下载文档原格式
实验方案1.材料的选取及消毒1.1材料的选取在花鸟市场购得新鲜百合，取百合的鳞片为外植体。
1.2材料的消毒将百合鳞茎分成鳞片，取外层鳞片经洗衣粉水浸泡3Omin，用自来水冲干净，在超净台上用7O%酒精浸4 min，0.5%新洁尔灭8 min，0.5%升汞10min，每次都用无菌水淋洗3～4次，剥去外皮，再用70%酒精浸2 min，0.5%新洁尔灭5 min，0.5%升汞8min后用无菌水淋洗4～8次后即可．将外层鳞片切成上、中、下3段约0.5cm×0.5cm方块，选取下段接种。
2.培养方法2.1培养基的选择培养基是以MS为基本培养基，附加不同激素构成的。
根据各种激素浓度范围及比例的不同，以下设计三套方案：继代培养基：（6-BA/NAA=4/1）生根培养基：2.2培养基的配制2.2.1MS培养基母液的配制MS培养基含有近30种营养成分，为了避免每次配制培养基都要对这几十种成分进行称量，可将培养基中的各种成分，按原量的20倍或200倍分别称量，配成浓缩液，这种浓缩液叫做培养基母液。
这样每次使用时，取其总量的1/20（50 mL）或1/200（5 mL），加水稀释，制成培养液。
根据MS培养基中元素分类，分为以下四种母液：大量元素(母液Ⅰ) NH4NO3、KNO3 、CaCl2·2H2O 、MgSO4·7H2O 、KH2PO4微量元素(母液Ⅱ) KI 、H3BO3、MnSO4·4H2O、ZnSO4·7H2O、Na2MoO4·2H2O、CuSO4·5H2O、CoCl2·6H2O、铁盐(母液Ⅲ) FeSO4·7H2O、Na2-EDTA·2H2O有机成分(母液Ⅳ)肌醇、烟酸、盐酸吡哆醇、盐酸硫胺素、甘氨酸以上各种营养成分的用量，除了母液Ⅰ为20倍浓缩液外，其余的均为200倍浓缩液。
上述几种母液都要单独配成1 L的贮备液。
初代培养步骤（以百合为例）
前期准备：
1、冲洗：先将百合球根掰成鳞片，之后将鳞片表面清洗干净，并筛选可用鳞片（无斑点，无霉，无腐烂）。
将清洗好的鳞片装入网袋中置于自来水下冲洗2-3小时（网袋可放于大烧杯中）。
之后根据实验操作人数分瓶，放于烧杯中（500ml烧杯）。
2、实验药剂：75%酒精，0.1%升汞，蒸馏水（4个培养瓶以上），用量均以鳞片数量为准（使液面漫过鳞片），以及若干培养基和烧杯。
3、消毒：将实验材料和药剂放入操作室中的操作台上，之后将操作台电源开启，打开高温灭菌器，并将紫外灭菌灯打开，关闭操作台的玻璃窗。
之后将储藏室玻璃门关闭，退出操作室，打开操作室紫外灭菌灯。
紫外灯光15分钟后，进入操作室将操作台通风设备开启，再打开玻璃窗（微微抬起15-20cm），通风10分钟。
实验操作：
通风结束后，开始操作。
首先将盛放鳞片的烧杯口内壁四周喷一些酒精，之后再向其倒入75%酒精（漫过鳞片），摇晃30s，再用蒸馏水洗1-2次。
废液倒入事先准备好的大烧杯（1000ml）中。
之后再倒入0.1%升汞（漫过鳞片），摇晃20min。
之后用蒸馏水洗3-4次，废液倒入大烧杯中。
之后进行鳞片处理，从烧杯中取出少量鳞片放于培养皿中操作，一般是将鳞片横切一刀，切口向下插入培养基中。
后期处理：
将装好的培养基放于暗处，定期查看。
百合组织培养实验报告百合组织培养实验报告一、实验原理植物细胞全能性理论是植物组织培养的核心理论。
立体细胞具有生命的特征属性，在全能性的基础上，提供合适的营养和环境条件，立体细胞经历脱分化（dedifferentiation）和再分化（redifferentiation）过程，可形成再生植物。
二、实验用品实验材料：百合种球实验仪器：高压消毒锅、超净工作台、镊子、剪刀、手术刀柄、手术刀片、酒精灯、定时器、人工气候箱、分析天平、酸度计、电炉、蒸馏水机、培养皿、烧杯、量筒、移液管、吸球、药匙、玻璃棒、锥形瓶、称量纸、滤纸、枪、枪头、试剂瓶、打火机、塑料膜、绳子实验试剂：琼脂、蔗糖、75%，95%乙醇、α-萘乙酸（NAA）、6-苄氨基嘌呤（6-BA）、0.1%升汞、盐酸、大量元素（磷酸二氢钾、硝酸钾、硝酸铵、七水硫酸镁、二水合氯化钙）、微量元素（四水合硫酸猛、七水合硫酸锌、五水合硫酸铜、二水合钼酸钠、碘化钾、六水合氯化钴、硼酸）、铁盐（乙二胺四乙酸二钠、七水合硫酸亚铁）、有机物（甘氨酸、盐酸吡哆辛、盐酸硫胺素、烟酸、肌醇）三、实验操作步骤1、用分析天平去8.8g琼脂，30g蔗糖，放入烧杯中，加蒸馏水至900ml，把烧杯放在电炉上煮琼脂，并用玻璃棒搅拌，时间为50-60分钟。
2、将煮好的琼脂加蒸馏水至900ml，按顺序用移液管加50ml大量元素，5ml微量元素，10ml铁盐，10ml有机物，再用枪加1ml6-BA，0.5mlNAA，并用玻璃棒搅拌。
调ph至5.6-6.0之间。
3、将配好的培养基倒入锥形瓶中（50-60ml），用绳子将塑料膜绑好。
准备蒸馏水，并将培养皿、手术刀柄、镊子用报纸包好，同培养基一起放入高压灭菌锅灭菌，温度为121℃，时间为23min。
4、灭完菌后将培养基放至室内，冷却。
准备好洗净的百合种球，75%的酒精，0.1%升汞（注：升汞有剧毒，注意操作），定时器，手术刀片，烧杯等，准备进行无菌操作。
百合的组织培养xxx摘要：百合的离体培养是目前为止百合迅速繁殖的最有效方法，下文对百合的外植体选择和处理、离体培养的器官发生途径、和组织培养中容易出现的问题进行综述。
并对百合组织培养的未来发展做出展望。
关键词：百合；外植体；组织培养；器官发生百合是百合科百合属，多年生草本球根植物。
是著名的观赏花卉，可食用，有很高的利用价值。
利用组织培养进行繁育是百合无毒化和商品化的必要途径。
百合的传统繁殖方式主要有珠芽繁殖、小子球繁殖、鳞片繁殖3种方式。
由于百合的常规繁殖率低，易感染病毒，所以对繁殖技术提出了更高的要求，人工繁殖技术对百合具有重要的意义。
1、百合组织培养的特点和优势培养条件可人为控制，进行周年生产。
植物组织培养中采用的植物材料是经过精挑细选的，他们生长的培养基及小气候环境都是人为控制的对其生长最有利的，摆脱了大自然中四季、昼夜气温频繁变化甚至是灾害性气候等外界不利因素的影响。
并且条件均一，便于稳定地进行周年生产。
生长周期短,繁殖率高,成本较低。
人为控制的条件可以满足其快速生长的需要，所以生长快，培养周期比其它繁殖方式短很多。
虽然组织培养先期投资较大，需要一定的设备及能源消耗，但是在百合开始批量生产之后，相对于有性繁殖来说成本低廉的多。
管理方便，便于工厂化生产和自动化控制植物。
组织培养可以在工厂高密度培育，并可以通过机械进行培育，与传统的盆栽相比，省去了中间一系列繁杂劳动。
培养材料来源广泛。
由于植物细胞具有全能性，在生产实践中, 单个细胞、小块组织等经离体培养均可再生形成完整植株。
由于取材少，培养效果好，对于新品种的推广和良种延续还有灭毒等都有重大的实践意义。
另外，百合组织培养具有很高的应用价值。
百合可以进行远缘杂交，但由于生理代谢等方面的原因，常使杂种胚早期败育，而不能得到相应的杂种植物。
而通过组织培养，可使其顺利生长，得到远缘杂交品种并讲品种延续下去，从而选育出园艺新品种。
此外还可采用愈伤组织诱变、花粉培养等多种方法来进行花卉育种。
百合的组织培养技术1植物名称百合(lilium brownii var. viridulum)2材料类别鳞茎、珠芽、叶片、花器官等3外植体消毒将洗净的外植体材料放于无菌瓶中，先用70%-75%的酒精消毒10-60s，用无菌水冲洗1次；再用饱和的漂白粉上清液消毒5min，用无菌水冲洗1次；再用0.125%的HgCI2消毒5-10min，用无菌水冲洗1次；再用饱和漂白粉的上清液消毒10-20min，用无菌水冲洗6-7次即可获得无菌的外植体材料。
4外植体培养条件（1）诱导培养基：MS+6-BA 1.0mg/L+NAA 0.1mg/L；（2）增殖培养基：MS+6-BA0.5mg/L+NAA 0.5mg/L；（3）生根培养基：1/2MS+NAA 0.1mg/L；以上所有培养基的pH均为5.8-6.0，培养温度为（24±2）℃，光照为800-1200lx，每天光照12h左右。
５外植体的生长与分化5.1诱导培养：鳞茎切块接种于诱导培养基上，大约20天后便可在切口处产生白色小鳞茎凸起，这时便可进行继代培养。
5.2增殖培养：将萌发的小鳞茎切成数块接种于增殖培养基上，约30天后即可抽出叶片形成幼苗。
5.3生根培养：将已经抽叶的幼苗转入生根培养基中大约10天便可看到有根开始长出。
5.4炼苗及移栽：当幼苗的根生长到0.5cm长度左右时即可进行炼苗，在室温下炼苗2天，然后除去封口膜继续炼苗3-5天，然后将组培苗取出，用自来水洗净苗根部的培养基，移栽入基质或者田园土中，放入人工气候室中进行培养，每天进行浇水，约10-15天后即可移栽入大田中。
注：百合组培苗移栽以春秋季节成活率较高，冬夏季较差。
6意义百合是百合科百合属的一种多年生草本植物，不仅是世界著名的观赏花卉，而且具有食用、药用价值。
传统的百合繁殖方法具有繁殖系数小、多代繁殖种性易退化等缺点，对百合生产的数量和质量造成了一定的影响。
组培技术的应用能够克服以上缺点，并且提高的繁殖速度，是今后生产中一种有效的繁殖途径。
一、实训目的本次实训旨在通过学习百合初代培养的方法和技巧，掌握百合组织培养的基本原理和操作流程，提高对植物组织培养技术的理解和应用能力。
同时，通过对百合初代培养过程中的各个环节进行实践操作，培养自己的动手能力和团队协作精神。
二、实训内容1. 百合组织培养概述百合（Lilium）是百合科百合属多年生草本植物，具有较高的观赏价值。
百合组织培养技术是一种无性繁殖方法，通过将百合的外植体接种到培养基上，使其在无菌条件下生长、分化，最终形成完整的植株。
2. 百合初代培养方法（1）外植体选取选取百合鳞茎或叶片作为外植体。
鳞茎选取饱满、无病虫害的健康鳞茎；叶片选取叶尖或叶缘部位。
（2）外植体消毒将外植体放入70%酒精中浸泡30秒，然后用无菌水冲洗3-5次。
将消毒后的外植体放入0.1%的氯化汞溶液中浸泡5-10分钟，再用无菌水冲洗3-5次。
（3）接种将消毒后的外植体接种到含有不同植物激素的培养基上。
培养基成分：MS培养基+6-BA 0.5mg/L+NAA 0.1mg/L。
（4）培养条件将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃±2℃，光照强度为1000勒克斯，每天光照12-14小时，空气相对湿度保持在70%-80%。
3. 百合初代培养过程（1）愈伤组织诱导接种后3-5天内，外植体开始生长，形成愈伤组织。
愈伤组织呈白色、质地松软。
（2）芽分化愈伤组织培养7-10天后，开始分化出芽。
芽分化过程中，可适当调整培养基中植物激素的比例，以促进芽的分化。
（3）生根芽分化后，将芽转移到含有NAA 0.1mg/L的培养基上，促进生根。
生根过程中，芽可逐渐转移到生根培养基中。
（4）移栽当百合植株长到2-3片叶时，可将其移栽到营养土中。
三、实训结果与分析1. 百合初代培养结果通过本次实训，成功诱导出百合愈伤组织，并分化出芽和根，最终形成完整的植株。
2. 实训结果分析（1）外植体选取对百合初代培养效果有较大影响。
鳞茎外植体诱导愈伤组织的效果优于叶片外植体。
百合的组织培养一、百合叶片的组织培养(一)外植体百合鳞茎。
(二)灭菌方法取百合花茎于洗涤灵液中浸泡20min, 自来水冲洗20 min, 离花茎叶片基部上下各0.2cm 左右, 剪取0.5cm 带叶片茎段。
自叶片基部留叶片长1.5~ 2.0cm, 剪去以上大部叶片, 于0.1% 农用链霉素水溶液中浸泡1h, 自来水冲洗20 min; 无菌条件下, 75% 酒精处理2~ 3s; 0.1% 升汞溶液处理3~ 4 min, 无菌水洗5~ 6 遍, 备用接种。
(三)发育途径将叶片茎段接种于诱导分化培养基, 待诱导出芽后将芽接种于增殖培养基, 最后增殖芽进行生根诱导。
(四) 培养基以MS 和LS 为基础培养基, 细胞分裂素采用BA, 生长素采用NAA, 以二者不同浓度和比例制成诱导分化培养基和芽增殖培养基, 探求基础培养基MS 和LS 及不同浓度激素及其配比对新普百合诱导分化和不定芽增殖的效果。
生根培养基采用LS, 培养基中添加不同浓度生长素、活性炭, 研究生长素浓度及活性炭对生根苗的影响。
培养基均添加琼脂7g / L。
在103kPa、121℃条件下灭菌15min。
(五)培养条件培养室温度( 25±1℃) , 相对湿度60%~ 70% , 光强1800~ 2500lx , 光照每天12h。
(六)讨论愈伤组织的诱导及不定芽的分化设计8 种起始诱导培养基, 每种培养基接种50 片叶。
接种后, 在适宜培养基上, 15 天左右可见叶片基部膨大隆起, 继而生出黄绿色愈伤组织,20 天左右可长至0.5cm3 , 并生出绿色芽点后分化出芽, 50 天左右可长至2~ 3cm。
统计愈伤组织及不定芽诱导状况。
结果表明, 经50 天的培养后, 单一使用细胞10分裂素的处理效果不佳, 愈伤组织诱导率、不定芽分化率均较低。
因此在新普百合的诱导培养中需细胞分裂素( BA) 和生长素( NAA) 配合使用。
当BA 浓度较高时, 有利于愈伤组织的形成, 不利于不定芽的分化。
最新百合组培实验报告实验目的：本次实验旨在探究百合组织培养的最佳条件，以实现高效繁殖和遗传改良。
通过对比不同培养基、激素浓度和培养环境对百合组织生长的影响，确定最适合的培养参数。
实验材料：1. 百合种球2. MS培养基3. 植物生长调节剂（生长素和细胞分裂素）4. 无菌水5. 培养皿和培养箱6. 75%酒精和0.1%硝酸银用于消毒7. 称重天平和移液器实验方法：1. 种球消毒：选取健康无病虫害的百合种球，用75%酒精浸泡10分钟，再用0.1%硝酸银溶液消毒5分钟，最后用无菌水冲洗3次。
2. 组织切割：在无菌条件下，将种球切成约1平方厘米的小块。
3. 培养基制备：按照MS培养基配方，添加不同浓度的生长素和细胞分裂素，制备出一系列实验组。
4. 接种：将处理好的百合组织块接种到培养基上，每个培养基接种3块组织。
5. 培养条件：将接种好的培养皿放入培养箱中，设定温度为25°C，光照周期为16小时光照/8小时黑暗。
6. 数据记录：每天观察记录组织生长情况，包括生长速度、形态变化和任何异常情况。
实验结果：经过两周的培养，发现在添加了适量生长素和细胞分裂素的MS培养基上的百合组织生长最为良好。
其中，生长素浓度为0.5mg/L，细胞分裂素浓度为1.0mg/L的培养基上，百合组织的增殖率最高，且无明显变异现象。
结论：本实验确定了百合组织培养的最佳激素浓度，为百合的快速繁殖和遗传改良提供了科学依据。
未来工作将进一步探索其他影响因素，如培养环境的湿度、光照强度等，以优化培养条件，提高百合组织培养的成功率。
百合的组织培养姓名：XXX学号：学院：农学院专业：中草药栽培与鉴定百合简要概述百合是百合科百合属，多年生草本球根植物。
是著名的观赏花卉，可食用，有很高的利用价值。
利用组织培养进行繁育是百合无毒化和商品化的必要途径。
由于百合的常规繁殖率低，易感染病毒，所以对繁殖技术提出了更高的要求，人工繁殖技术对百合具有重要的意义。
本实验主要通过植物组织培养手段，以MS为基本培养基，以百合鳞茎为外植体，对其进行灭菌消毒，并置于温箱中进行培养。
随后观察其生长情况，并拍照记录。
植物组织培养概述植物组织培养是一种将植物体的部分细胞或组织与母体分离，在适当的条件下加以培养，使它们能够生长、发育、分化与增殖的技术。
原理是来自植物细胞的全能性分化能力，也就是植物体内的某一类细胞，能够独立发育并且分化成为完整的植物成体。
植物组织培养是根据植物细胞具有全能性的理论，利用植物体离体的器官、组织或细胞以及原生质体,在无菌和适宜的人工培养基及温度等人工条件下，能诱导出愈伤组织、不定芽、不定根，最后形成完整的植株。
培养选用的基础培养基一般较多采用的是MS。
采用固体培养基较多，因为相比液体培养基，固体培养基在操作上更方便，被广泛使用。
在基础培养基里添加一定的外源激素，可以诱导出愈伤组织、胚状体、不定芽、根等器官，最终可获得再生植株或者次生产物。
常用的激素类型有生长素类、细胞分裂素类、赤霉素等。
百合植物组织培养实验试剂烟酸，甘氨酸,盐酸硫胺素,肌醇,盐酸吡哆醇；琼脂，蔗糖，蒸馏水，NAA，6-BA，1mol/LHCl，1mol/L NaOH；75%酒精。
仪器冰箱、天平、pH试纸、电炉、高压灭菌锅、超净工作台、光照培养箱、三角瓶、容量瓶、量筒、移液管、烧杯、培养皿、滤纸、报纸、绳、玻璃棒、镊子、刀等。
生物材料：百合实验步骤1、配制培养基母液的配制方法a)大量元素的配制：依次称取KNO319g、NH4NO316.5g、MgSO4•7H2O3.7g、KH2PO40.17g、CaCl2•2H2O4.4g,分别用少量的蒸馏水彻底溶解，然后再将它们混溶，以防互相发生反应，最后用容量瓶定容至1L,转入试剂瓶中，贴上标签，置冰箱冷藏保存。
百合的组织培养综述（辛文龙，200674010152）摘要对百合的分布和组织培养的进展状况及组织培养在百合育种中的应用作了综述。
特别罗列了百合组织培养中所选用的外植体类型和一些组培材料的最佳分化、生根培养基配方；阐述了组织培养中常见的一些问题；并介绍了百合组织培养在其育种中的应用。
关键词百合；组织培养；百合(Lilium.spp.)是百合科(Iiliaccae)百合属(Lilium)多年生草本植物。
我国是百合植物的原产地，早在1400多年以前就有人工栽培，食用、观赏和药用百合的栽培利用历史十分悠久。
百合除具有观赏价值外，大多数可以食用、药用，是上等的滋补佳品。
传统的白合繁殖方法主要采用常规分球、分珠芽鳞片扦插、鳞片包埋等。
但采用这些方法繁殖，繁殖系数较小，特别是经多代分殖以后，常造成种性退化，甚至病毒积累，影响百合的产量和质量。
利用组织培养技术，能够迅速去除病毒和更新品种，加快了百合的快速繁殖速度，缩短了百合的生育周期。
在百合杂交育种中也存在着基因库贫乏、种间杂交不亲和等局限性，而组织培养中的胚培养、花药培养等技术则可克服这些弊端。
现将目前百合组织培养及育种方法做简单总结。
1百合的分布全世界百合约有90多个种，主要分布在北半球的温带和寒带地区，少数种类分布在热带高海拔地区，南半球没有野生种分布。
中国是百合种类分布最多的国家，也是世界百合起源的中心。
据调查，中国约有47个种18个变种，占世界百合总数的一半以上，其中有36个种15个变种为中国特有种；日本有15个种，其中9个种为日本特有种；韩国有11个种，其中3个为特有种；亚洲其他国家和欧洲共有约22个种；北美洲约有14个种。
2百合的组织培养外植体类型2.1外植体的选择2.1.1鳞片百合鳞片作为外植体具有容易获得、分化能力强、对培养基要求不严等优点是目前百合组织培养中普遍采用的外植体。
主要是通过调节生长素和细分裂素的比例来诱导其组织产生不定芽和再生植株。
百合的组织培养百合是百合科属多年生草本鳞茎植物，是世界著名的观赏花卉。
全世界的本属植物约有94种，主要分布在北半球的温带和寒带地区，少数种类分布在热带高海拔地区。
中国是百合属植物分布最多的国家，也是世界百合起源的中心，据调查约有47种18个变种，占世界百合总数的一半以上，其中有36种15个变种为中国特有种。
随着我国花卉产业的不断发展20世纪80年代后期大量优良的观赏百合栽培品种陆续从荷兰等国引进我国。
现已得到广泛栽培，成为我国花卉市场中的重要高档切花种类。
关于百合的组织培养，国内外不少研究者开展了大量的工作。
在优良品种快速繁殖、品种脱毒复壮、新品种培育以及种质资源保存等方面，具有较为成熟的技术。
百合植株的不同部分均采用组织培养的方法，繁殖出新个体并进行快速扩繁。
据不完全统计，国内外组织培养成功的百合种及品种已超过几百种。
最早是Dobreaux等人（1950）首次用纯白百合（Liliumcandidum）的花蕾成功地诱导出小鳞茎。
随后Robb(1957)成功地进行了2个种百合鳞片的培养结果如下。
鳞片腹轴面上、中、下三部分形成小鳞茎的百分率分别为0、3.8%及71.3%。
春秋季鳞片形成子球率分别为77%及53%，夏季为2%，冬季为0。
Henser(1976)培养兰州百合（L.davidiivar.unicolor）的花柱和花梗，通过愈伤组织途径得到试管小鳞茎。
黄济明（1979~1984）对25个种或品种进行了组培试验，证明百合的珠芽、鳞片、鳞茎盘、根、茎、叶、茎尖、花梗、花柱和未成熟胚等外植体均能被促进形态发生。
新美芳二（1980）对百合鳞片、花被片、花丝、花柄等也组培成功，认为开花时各花器官和茎所形成小鳞茎的能力最高。
相增海（1983）用4个种的百合鳞片、茎段进行培养证实。
种间分化率存在明显差异。
取处于休眠期的外植体进行培养，其分化能力下降。
程治英等人（1991~2001）对30多种或品种的百合进行组培证实的结果如下：（1）用百合根、叶作为外植体，也与鳞片一样，不同部位分化丛芽的能力都是近轴端大于远轴端。
（2）鳞茎鳞片分化能力（分化苗的频率和速度）都是外部大于内部。
杂种品种的分化能力大于野生种，低海拔种大于高海拔种。
鳞片组培得到小鳞茎的试管鳞片其分化能力大于原始培养鳞片的分化能力。
王爱勤（1998）比较了9个品种分化小鳞茎的差异，结果表明不同品种的分化能力有明显的不同，显著高的达86%，低的仅13%。
赵祥云（2000）等人报道：由花梗或花柱培养的小苗，虽然其鳞茎的培养途径一样，但从移栽到开花的时间可大大缩短，如麝香百合杂种系花柱培养的试管苗从移栽到开花只需半年多时间。
李宝平等人（1992）对平陆百合(L.davidiivar.umicolor)组培中发生小鳞茎的条件及人工种皮包埋效果进行了观察和分析。
他认为百合鳞茎既是储藏器官又是无性繁殖器官。
从植株的整体结构看，它位于中间偏下部位。
从遗传势的角度出发，鳞片中偏下部位发生小鳞茎应有的较强遗传势，组培中小鳞茎发生的能力最强，这既符合生物的遗传优势理论，又符合组培实际情况。
屈云慧等人近期对从国外引进的100余个百合品种进行了组培研究及快繁生产，在短期内获得了大量的组培种苗。
有效的培养方法1、培养基配方诱导培养基：MS+BA1.0mg/L+NAA0.1mg/L增殖培养基：MS+BA0.5mg/L+NAA0.5mg/L生根培养基：1/2MS+NAA0.1mg/L2、培养程序取材及灭菌优选生长健壮、开花性状好的种球作为外植体。
在取材前，最好将准备接种的鳞茎在4~5℃的低温下处理6~8周，然后经洗衣粉常规清洗后，剥去鳞茎外皮及外部2~3层鳞片，切去少许顶部及基部，先用75%的酒精浸泡30~60S，然后在0.1%升汞溶液中处理15~20分钟，次氯酸钠处理10~15分钟，无菌水洗3~4次，即可进行无菌操作切块（段）接种。
花器官等培养时，常取未开放的花蕾，消毒后切开，取其内部器官接种。
生长及分化鳞茎切块经20天后，切口便产生白色的小鳞茎突起，这时可将其切成数块进行继代培养。
在增殖培养基中小鳞茎有所增殖，并抽出叶片，成为幼苗，将其转入生根培养基中，10天左右便可有根形成。
此时即可出瓶移栽。
在高NAA低BA的培养基中，通过鳞片培养可一次形成完整植株，但幼苗根部有肿胀现象。
相反，在高BA和低NAA时，能形成大量的小鳞茎状突起，从中分化出大量的芽，但无根的分化。
赵祥云（1996）提出培养基MS+NAA0.03mg/L能够促进百合鳞茎的发育，说明生长素在诱导百合生根的同时也促进鳞茎的发育；MS+BA0.03mg/L+NAA0.03mg/L对百合鳞茎的生长有利，而NAA与BA配合使用时NAA/BA的比值小则有利于百合鳞茎的形成。
同时，温度对组培小鳞茎的生长极为重要。
百合组培苗生长的最适温度为18~22℃，随温度升高或降低则生长状况不佳。
另外对百合组培苗进行暗处理也有利于诱导百合鳞茎的形成。
质量标准及调控技术利用组培技术快速繁殖百合，除要求具有较高的繁殖系数、芽形成根的时间短和过渡移栽有较高的成活率外，更重要的是新生的子代都必须与母体保持一致的物理、化学和遗传特征。
涉及组培遗传稳定性的研究者Sheridan(1975)认为铁炮百合愈伤组织培养6年后，其染色体数和再生能力无变化。
Ahloowalia(1978)认为百合愈伤组织经长期培养后，其染色体数目、叶形和大小、花的发育、生长优势、成活率、多年生性状等都有所变化，但这些变化不能有性传递。
Stimart(1980)也指出百合愈伤组织经长期循环培养，植株活力、叶斑等发生变化，但改变的特征不能有性传递。
细木高志（1981）认为百合科植物在栽培中染色体是不稳定的，但直接从外植体再生的植株就不会发生此类情况。
景忠平（1989）报道，铁炮百合叶、花被、花枝和子房等外植体培养3年，其分化能力不下降。
李耿光等（1983）培养百合茎段，通过愈伤组织途径进行繁殖，培养8代后其分化能力就已下降，但这种结果的形成可能是在组织培养过程中使用激素不当所致（报道中他所用KT含量为10mg/L）。
关于百合组培的实用化研究，国内外不少研究者为此做出了贡献。
Takayma等（1980）研究了百合鳞片组培形成小鳞茎的过程，考察了鳞片生理年龄、活性炭、糖浓度等对培养效果的影响。
1982年，他又采用固体和液体培养基结合连续光照等措施，达到了快繁大量小鳞茎的目的。
新美芳二（1985）研究了光（0、8、16、24H）和温度（20~30℃）对鳞片分化小鳞茎的影响。
Scaramazz等（1988）提出经4℃低温处理4~6周的小鳞片，可提前12~20D 分化小鳞茎，并指出采用定期供氧和营养液的生物反应装置来生产小鳞茎是可行的。
唐世富等人（1988~1991）、刘选明等人（1996~1998）通过ABT等新型添加剂在百合组织培养中的应用，探讨了组培条件的优化等。
温春秋秀等（1997）在进行新铁炮百合的培养中，用微生物多糖固化剂GellanGum2g/L代替琼脂，节约了组培成本。
王爱勤（1998）指出糖浓度为10%和添加10mg/L的多效唑（PP333）可促进小鳞茎的生长。
另外还有许多对试管鳞茎休眠现象做了阐述：如铁炮百合30℃下的小鳞茎不休眠，而25℃下的绝大部分鳞茎休眠；低盐低糖和高氮培养基上的小鳞茎不休眠，而高糖（9%）培养基上的小鳞茎会出现休眠现象。
不同的品种在3~6℃的温度下39~120D可打破休眠。
一般亚洲百合所需时间短（约30天），而东方百合所需时间长（约2~3个月）。
休眠现象还与培养小鳞茎时所用的糖浓度有关（Takayama等1982）；3%糖浓度培养下得到的小鳞茎在5℃下约2个月可打破休眠，而9%糖浓度下培养得到的小鳞茎要冷藏约4个月。
我们在培养过程中发现，蔗糖浓度较高（40g/L）对小鳞茎的形成和长大有利。
如糖浓度降到20g/L，小鳞茎很快能长成幼苗。
因此，可用糖浓度控制小鳞茎的生长，使幼苗生长健壮，提高成活率。
也有人在组培前用4℃的低温处理鳞片120D，在经组培所得到的小鳞茎不发生休眠现象。
试管苗或试管小鳞茎在栽培中的开花时间也因种而异，如外引杂交品种和新铁炮百合当年可开花，而毛百合、川百合和透百合等要15~24个月开花，兰州百合需3~4年才开花。
出瓶苗的过渡移栽利用种子发芽箱进行百合组培苗过渡培养，可使移栽苗容易适应外界环境条件。
当移栽苗放入种子发芽箱时，通过提高温度和湿度，使环境接近培养瓶的环境。
3~4天后将覆盖物稍敞开，使温度和湿度降低，为移栽苗进一步适应外界环境创造条件。
根长范围在0~1.0cm之间的幼苗，适应性强，生长快，生命力旺盛，适应性短，根系的生长量大，有利于幼苗的健壮入土；而根系较长的幼苗刚从瓶内出来时虽长的很壮，但它的生长势过旺，适应力有所降低，抗逆性差，环境稍不适宜，就易造成根系的损伤或腐烂，从而影响整个幼苗的生长。
因此，应选择组培幼苗的根系刚刚萌生正要生长的时期进行移植。
过渡培养的前7天内，在1/4倍浓度培养液的条件下，幼苗的生长量最大；在7~15天的一段时间内，在1/3倍浓度培养液的条件下幼苗的生长量最大；而移植入土后，在1/2倍浓度培养液的条件下幼苗的生长最为迅速。
移栽的基质也很重要，必须具有良好的土壤结构，使土壤疏松，有利于植株的生长和扎根。
试验证明：1/3沙土±1/3草炭+1/3腐殖土是移栽百合组培幼苗较理想的基质。
