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人γ干扰素(IFN-γ)试剂盒使用方法检测范围：96T10 ng/L -400 ng/L使用目的：本试剂盒用于测定人血清、血浆及相关液体样本中γ干扰素(IFN-γ)含量。
实验原理本试剂盒应用双抗体夹心法测定标本中人γ干扰素(IFN-γ)水平。
用纯化的人γ干扰素(IFN-γ)抗体包被微孔板，制成固相抗体，往包被单抗的微孔中依次加入γ干扰素(IFN-γ)，再与HRP标记的γ干扰素(IFN-γ)抗体结合，形成抗体-抗原-酶标抗体复合物，经过彻底洗涤后加底物TMB显色。
TMB在HRP酶的催化下转化成蓝色，并在酸的作用下转化成最终的黄色。
颜色的深浅和样品中的γ干扰素(IFN-γ)呈正相关。
用酶标仪在450nm波长下测定吸光度（OD值），通过标准曲线计算样品中人γ干扰素(IFN-γ)浓度。
试剂盒组成1．标本采集后尽早进行提取，提取按相关文献进行，提取后应尽快进行实验。
若不能马上进行试验，可将标本放于-20℃保存，但应避免反复冻融2．不能检测含NaN3的样品，因NaN3抑制辣根过氧化物酶的（HRP）活性。
操作步骤1.标准品的稀释：本试剂盒提供原倍标准品一支，用户可按照下列图表在小试管中进行稀2.加样：分别设空白孔（空白对照孔不加样品及酶标试剂，其余各步操作相同）、标准孔、待测样品孔。
在酶标包被板上标准品准确加样50μl，待测样品孔中先加样品稀释液40μl，然后再加待测样品10μl（样品最终稀释度为5倍）。
加样将样品加于酶标板孔底部，尽量不触及孔壁，轻轻晃动混匀。
3.温育：用封板膜封板后置37℃温育30分钟。
4.配液：将30倍浓缩洗涤液用蒸馏水30倍稀释后备用5.洗涤：小心揭掉封板膜，弃去液体，甩干，每孔加满洗涤液，静置30秒后弃去，如此重复5次，拍干。
6.加酶：每孔加入酶标试剂50μl，空白孔除外。
7.温育：操作同3。
8.洗涤：操作同5。
9.显色：每孔先加入显色剂A50μl，再加入显色剂B50μl，轻轻震荡混匀，37℃避光显色15分钟.10.终止：每孔加终止液50μl，终止反应（此时蓝色立转黄色）。
牛结核γ-干扰素ELISA试验操作规程SOP序号：REAL-011编制人员：曹瑞青岛瑞尔生物技术有限公司2014-01-01牛结核γ-干扰素ELISA试验操作规程1.简介1.1适用范围本试验用于检测牛全血培养上清中的牛γ-干扰素，根据检测牛PPD、禽PPD 和PBS刺激全血后上清中γ-干扰素量的不同，从而判断牛结核的感染情况。
1.2试验背景牛γ-干扰素试验是以刺激培养全血为基础，检测牛结核病的一种试验方法。
通常，感染分支杆菌的牛，其血液中的淋巴细胞能识别特异的分支杆菌抗原（包括结核菌素PPD），淋巴细胞识别分支杆菌抗原的过程涉及细胞因子的产生和释放，γ-干扰素就是其中最重要的一种。
用结核菌素(PPD)刺激培养牛全血，全血中的T淋巴细胞就会识别PPD，发生细胞免疫反应，其中一个直接的表现就是产生并释放γ-干扰素。
γ-干扰素可用γ-干扰素特异的单克隆抗体夹心法检测。
其它资料背景参考《牛γ-干扰素ELISA检测试剂盒》的说明书。
2.安全性2.1所有操作步骤都应符合当地的“危险物质控制规范”2.2此试验存在一定风险，尽管风险比较小。
阳性反应的上清中可能会含有分支杆菌，因此所有操作步骤都应遵循下面的操作规程。
3.材料3.1试剂牛γ-干扰素ELISA检测试剂盒(青岛瑞尔生物技术有限公司提供)，灭菌的去离子水（溶解试剂盒内物质）。
3.2试验耗材1ml与200µl吸头（无菌）、生物安全口罩、高压灭菌袋、乳胶手套、消毒剂、记号笔、吸水纸、便签纸。
3.3仪器设备酶标仪（含450nm）、单道移液器（0-1000µl，0-200µl）、8-12多道移液器、移液槽、振荡器、计时器。
4.操作程序4.1试剂准备4.1.1ELISA板未开封前，在室温平衡至少1小时。
4.1.2阴阳性对照用无菌蒸馏水或去离子水溶解，确保完全溶解，溶解后的阴阳性对照可在2-8°C保存3个月。
使用前恢复至室温，并充分混匀。
胸腔积液γ－干扰素释放试验联合抑制性细胞因子检测在结核性胸膜炎鉴别诊断中的价值周鹏飞㊀廖少凤㊀仲㊀华作者单位:４６４０００㊀河南省信阳市中心医院呼吸内科(周鹏飞ꎬ廖少凤)４５３１００㊀河南卫辉㊀新乡医学院第一附属医院检验科(仲华)㊀㊀[摘㊀要]㊀目的㊀探讨胸腔积液γ－干扰素释放试验(ＩＧＲＡ)的结核感染Ｔ细胞酶联免疫斑点法(Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ)联合抑制性细胞因子[白细胞介素１０(ＩＬ－１０)㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７]检测在结核性胸膜炎中的诊断价值ꎮ方法㊀收集２０１７年１~９月河南省信阳市中心医院呼吸内科确诊的１００例结核性胸膜炎患者(结合性胸膜炎组)及６２例恶性胸腔积液患者(恶性胸腔积液组)ꎬ对其外周血和胸腔积液行结核感染Ｔ细胞酶联免疫斑点法ꎬ并检测其ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７水平ꎬ分析Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ联合ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７诊断结核性胸膜炎和恶性胸腔积液的价值ꎮ结果㊀结核性胸膜炎组外周血㊁胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ斑点数均高于恶性胸腔积液组(Ｐ<０.０５)ꎬ结核性胸膜炎组外周血和胸腔积液的Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ诊断阳性率分别为８４％㊁８２％ꎬ高于恶性胸腔积液组的２４.１９％㊁１４.５２％(Ｐ<０.０５)ꎻ结核性胸膜炎组外周血和胸腔积液ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７水平均高于恶性胸腔积液组(Ｐ<０.０５)ꎻ受试者工作特征(ＲＯＣ)曲线结果显示ꎬ胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ㊁ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５和ＩＬ－３７的曲线下面积(ＡＵＣ)均高于外周血对应结果ꎬ且胸腔积液诊断方式的灵敏度㊁特异度㊁阳性预测值㊁阴性预测值和准确率均高于外周血对应结果(Ｐ<０.０５)ꎻ胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ㊁ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７联合诊断结核性胸膜炎的灵敏度㊁特异度㊁阳性预测值㊁阴性预测值和准确率分别为９４.００％㊁９６.７７％㊁９７.９２％㊁９０.９１％和９５.０６％ꎬ联合诊断结果均高于各指标单独诊断(Ｐ<０.０５)ꎮ结论㊀胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ联合胸腔积液抑制性细胞因子(ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７)诊断结核性胸膜炎ꎬ准确度高ꎬ值得推广应用ꎮ[关键词]㊀结核性胸膜炎ꎻγ－干扰素释放试验ꎻ白细胞介素１０ꎻ白细胞介素３５ꎻ白细胞介素３７ｄｏｉ:１０ ３９６９/ｊ ｉｓｓｎ １０００－０３９９ ２０１９ １０ ０２５㊀㊀结核性胸膜炎主要由结核分支杆菌(Ｍｙｃｏｂａｃｔｅｒｉ￣ｕｍｔｕｂｅｒｃｕｌｏｓｉｓꎬＭＴＢ)感染引起ꎬ临床多采用胸腔积液ＭＴＢ培养或胸膜病理检测确诊ꎬ但此方法诊断准确率低㊁耗时长ꎬ且胸膜活检创伤大ꎻ此外ꎬ结核性胸膜炎与恶性胸腔积液难以鉴别ꎬ易漏诊㊁误诊ꎬ且不适宜大规模初筛ꎬ故选择快速㊁无创且准确的结核性胸膜炎诊断方式尤为重要[１]ꎮγ－干扰素释放试验(ｉｎｔｅｒｆｅｒｏｎｇａｍｍａｒｅｌｅａｓｅａｓｓａｙꎬＩＧＲＡ)是诊断ＭＴＢ的热点方法ꎬ主要通过检测抗原刺激外周血效应Ｔ细胞释放的γ－干扰素来判断结核病感染情况ꎬ但此法易漏诊ꎬ具有一定局限性[２]ꎮ外周血血清白细胞介素１０(ｉｎｔｅｒｌｅｕｋｉｎ１０ꎬＩＬ－１０)㊁白细胞介素３５(ｉｎｔｅｒｌｅｕｋｉｎ３５ꎬＩＬ－３５)㊁白细胞介素３７(ｉｎｔｅｒｌｅｕｋｉｎ３７ꎬＩＬ－３７)水平可指示肺结核病发展[３－４]ꎬ但其在胸腔积液中表达的研究相对较少ꎮ本研究旨在探讨ＩＧＲＡ联合胸腔积液ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７诊断结核性胸膜炎的效果ꎬ现报道如下ꎮ1㊀资料与方法１.１㊀一般资料㊀收集２０１７年１月至２０１７年９月河南省信阳市中心医院呼吸内科１００例结核性胸腔积液患者(结核性胸膜炎组)ꎬ其中男性６４例ꎬ女性３６例ꎬ年龄１８~７８岁ꎬ平均(４５.３５ʃ６.８４)岁ꎬ皆为初治者ꎮ结核性胸腔积液诊断标准[５]:①胸腔积液中抗酸染色检测阳性ꎬ或者胸腔积液ＭＴＢ培养结果阳性ꎬ或者胸腔积液闭式胸膜活检术诊断显示肉芽肿性胸膜炎ꎻ②皮肤纯蛋白衍生物(ｐｕｒｉｆｉｅｄｐｒｏｔｅｉｎｄｅｒｉｖａｔｉｖｅꎬＰＰＤ)诊断结果阳性＋胸腔积液腺苷脱氨酶(ａｄｅｎｏｓｉｎｅｄｅ￣ａｍｉｎａｓｅꎬＡＤＡ)水平大于４０Ｕ/Ｌꎻ③无其他病因所致胸膜炎ꎻ④实施对症抗ＭＴＢ治疗后ꎬ患者咳嗽㊁胸痛等症状消失ꎬ胸腔积液消退ꎮ收集同期本院６２例非结核性恶性胸腔积液患者(恶性胸腔积液组)ꎬ其中男性３９例ꎬ女性２３例ꎬ年龄２８~７５岁ꎬ平均(４３.８４ʃ８.６４)岁ꎻ其中肺癌３２例ꎬ肺癌胸膜转移３例ꎬ食管癌转移１２例ꎬ乳腺癌转移１４例ꎬ原发癌灶未明的胸膜转移１例ꎬ均经胸膜活检㊁胸腔积液脱落细胞以及Ｘ线胸片证实ꎮ所有入选者均排除严重肝肾功能障碍㊁糖尿病等内分泌性疾病㊁系统性红斑狼疮㊁风湿病等免疫系统疾病㊁精神类疾病等ꎮ两组患者性别㊁年龄比较ꎬ差异无统计学意义(Ｐ>０.０５)ꎮ１.２㊀方法１.２.１㊀样本采集㊀所有患者入院后次日晨抽取空腹外周静脉血２０ｍＬꎬ同时对患者实施标准胸膜穿刺术ꎬ采集胸腔积液１００ｍＬꎬ将离心获得的血清样本㊁血单个核细胞(ｐｅｒｉｐｈｅｒａｌｂｌｏｏｄｍｏｎｏｎｕｃｌｅａｒｃｅｌｌｓꎬＰＢＭＣ)样本和胸水ＰＥＭＣ样本置于－８０ħ冰箱保存备用ꎬ２ｈ内送实验室检测ꎮ１.２.２㊀γ－干扰素释放试验㊀采用结核感染Ｔ细胞酶联免疫斑点试验(Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ)进行检测:将上述外周静脉血和胸腔积液分离获得的血清㊁血ＰＢＭＣ及胸水ＰＥＭＣ样本采用０.９％氯化钠溶液重悬ꎬ调整细胞浓度为２.０ˑ１０６/ｍＬꎬ使用ＯｘｆｏｒｄＩｍｍｕｎｏｔｅｃ公司的Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ试剂盒于４ｈ内完成检测ꎬ过程严格遵照说明书进行ꎬ后使用ＥＬＩＳＰＯＴ读板仪(购自美国ＣＴＬ公司)经酶联免疫斑点系统读取并记录斑点数ꎮ结果判定:①抗原Ａ和/或抗原Ｂ有应答ꎬ空白对照孔斑点数是０~５个ꎬ且(斑点数抗原Ａ或抗原Ｂ－斑点数空白对照孔)ȡ６个ꎬ则结果判定为阳性ꎻ②抗原Ａ和/或抗原Ｂ有应答ꎬ空白对照组斑点数是６~１０个ꎬ且斑点数抗原Ａ或抗原Ｂȡ２倍斑点数空白对照孔ꎬ则结果判定为阳性ꎻ③不符合上述标准ꎬ且对照孔正常ꎬ则判定为阴性ꎻ④对照孔无反应或高背景下无法进行斑点计数ꎬ则结果为不确定ꎬ需复查ꎮ１.２.３㊀胸腔积液抑制性细胞因子检测㊀采用酶联免疫吸附法(ｅｎｚｙｍｅ－ｌｉｎｋｅｄｉｍｍｕｎｏｓｏｒｂｅｎｔａｓｓａｙꎬＥＬＩＳＡ)进行检测:将此前备好的血清和胸水上清液样本使用美国Ｒ＆Ｄ公司的ＥＬＩＳＡ试剂盒检测ꎬ步骤严格按照说明书进行ꎬ于酶标仪(购自安图斯公司ꎬ型号Ａｎｔｈｏｓ２０１０)中读取数据ꎬ以标准物浓度为横坐标ꎬ获得吸光度(ｏｐｔｉｃａｌｄｅｎｓｉｔｙꎬＯＤ)值为纵坐标ꎬ制作标准曲线ꎬ计算各细胞因子的浓度ꎮ１.３㊀观察指标㊀①分析Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ检测结果ꎬ包括斑点数(Ａ＋Ｂ孔)和诊断阳性率ꎻ②分析抑制性细胞因子(ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５和ＩＬ－３７)水平在结核性胸膜炎组和恶性胸腔积液组外周血和胸腔积液中的水平ꎻ③对两组外周血和胸腔积液的Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ斑点数ꎬ血清ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５和ＩＬ－３７绘制受试者工作特征(ｒｅｃｅｉｖｅｒｏｐｅｒａｔｉｎｇｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃꎬＲＯＣ)曲线ꎬ分析各指标单独检测及联合检测的诊断效能ꎮ１.４㊀统计学方法㊀采用ＳＰＳＳ１９.０软件处理数据ꎬ计量资料且符合正太分布采用ｘʃｓ表示ꎬ不符合正态分布以中位数Ｍ(Ｐ２５ꎬＰ７５)表示ꎬ组间比较采用独立样本ｔ检验或ＭａｎｎＷｈｉｔｎｅｙＵ检验ꎻ计数资料以频数或率表示ꎬ采用χ２检验ꎬ以Ｐ<０.０５为差异有统计学意义ꎮ2㊀结果２.１㊀Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ检测结果分析㊀结核性胸膜炎组外周血和胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ斑点数(Ａ＋Ｂ孔)均高于恶性胸腔积液组(Ｐ<０.０５)ꎻ外周血和胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ诊断阳性率分别为８４％㊁８２％ꎬ高于恶性胸腔积液组的２４.１９％㊁１４.５２％(Ｐ<０.０５)ꎮ见表１ꎮ表１㊀Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ检测结果分析组别例数Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ斑点数(ＳＦＣｓ/２.０ˑ１０６ＰＢＭＣ或ＰＥＭＣ)Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ诊断阳性率[例(％)]外周血胸腔积液外周血胸腔积液结核性胸膜炎组１００６２(１４ꎬ２３８)１６２(１４ꎬ５６７)８４(８４.００)９２(９２.００)恶性胸腔积液组６２１８(３ꎬ８８)１２(２ꎬ６１)１５(２４.１９)９(１４.５２)Ｕ/χ２值２４.５４１３８.６５４５７.６０１９８.８７６Ｐ值<０.００１<０.００１<０.００１<０.００１２.２㊀抑制性细胞因子水平检测结果分析㊀结核性胸膜炎组外周血和胸腔积液ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７水平均高于恶性胸腔积液组(Ｐ<０.０５)ꎮ见表２ꎮ表２㊀抑制性细胞因子水平检测结果分析组别例数外周血胸腔积液ＩＬ－１０(ｐｇ/ｍＬ)ＩＬ－３５(ｐｇ/ｍＬ)ＩＬ－３７(μｇ/Ｌ)ＩＬ－１０(ｐｇ/ｍＬ)ＩＬ－３５(ｐｇ/ｍＬ)ＩＬ－３７(μｇ/Ｌ)结核性胸膜炎组１００１４４.２４ʃ３４.５４１５３.２４ʃ３７.１５９.２４ʃ２.５４３８６.３５ʃ６４.３４４１３.２４ʃ８７.２４１４.５７ʃ４.１２恶性胸腔积液组６２８６.３５ʃ４２.３３１１４.２４ʃ４１.０５７.１２ʃ２.０８１５１.３５ʃ５１.０２１４５.５７ʃ６１.２５８.３５ʃ３.５８ｔ值９.５００６.２３７５.５２２２４.３８７２１.１３４９.８０９Ｐ值<０.００１<０.００１<０.００１<０.００１<０.００１<０.００１２.３㊀Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ与ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７诊断结核性胸膜炎的效能㊀对两组患者外周血和胸腔积液的Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ斑点数㊁ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７水平分别做ＲＯＣ曲线ꎬ结果显示ꎬ胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ㊁ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５和ＩＬ－３７的曲线下面积(ａｒｅａｕｎｄｅｒｃｕｒｖｅꎬＡＵＣ)均高于外周血对应结果ꎬ胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ㊁ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７诊断的灵敏度㊁特异度㊁阳性预测值㊁阴性预测值和准确率均高于外周血(Ｐ<０.０５)ꎮ见表３ꎮ表３㊀Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ㊁ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５和ＩＬ－３７诊断结核性胸膜炎的价值指标ＡＵＣＰ值诊断临界值灵敏度[例(％)]特异度[例(％)]阳性预测值[例(％)]阴性预测值[例(％)]准确率[例(％)]外周血Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ０.７８９０.０２４５２.４５７/２.０ˑ１０６ＰＢＭＣ７２(７２.００)３５(５６.４５)７２(７２.７３)３５(５５.５５)１０７(６６.０４)ＩＬ－１００.６６４<０.００１１０９.５４２ｐｇ/ｍＬ６８(６８.００)３７(５９.６８)６８(７３.１１)３７(５３.６２)１０５(６４.８１)ＩＬ－３５０.６４９０.００２１２４.３５１ｐｇ/ｍＬ６６(６６.００)３３(５３.２３)６６(６９.４７)３３(４９.２５)９９(６１.１１)ＩＬ－３７０.６９４０.００４８.１１２μｇ/Ｌ６７(６７.００)３４(５４.８４)６７(７０.５３)３４(５０.７５)１０１(６２.３５)胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ０.８６４０.００３８７.４２２/２.０ˑ１０６ＰＢＭＣ９２(９２.００)∗５３(８５.４８)∗９２(９１.０９)∗５３(８６.８９)∗１４５(８９.５１)∗ＩＬ－１００.８２６<０.００１２５４.３５１ｐｇ/ｍＬ９０(９０.００)∗４９(７９.０３)∗９０(８７.３８)∗４９(８３.０５)∗１３９(８５.８０)∗ＩＬ－３５０.８９３０.００１３０２.５４８ｐｇ/ｍＬ９１(９１.００)∗５３(８５.４８)∗９１(９１.００)∗５３(８５.４８)∗１４４(８８.８９)∗ＩＬ－３７０.８８４０.００８１２.０５４μｇ/Ｌ９２(９２.００)∗５３(８３.８７)∗９２(９０.２０)∗５２(８６.６７)∗１４４(８８.８９)∗㊀㊀注:与外周血对应指标比较ꎬ∗Ｐ<０.０５ꎻＰＢＭＣ为外周血单个核细胞２.４㊀胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ与胸腔积液抑制性细胞因子联合诊断的效能㊀胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ与胸腔积液抑制性细胞因子联合诊断结核性胸膜炎的灵敏度为９４.００％㊁特异度为９６.７７％㊁阳性预测值为９７.９２％㊁阴性预测值为９０.９１％㊁准确率为９５.０６％ꎬ其特异度和阳性预测值高于胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ㊁ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７单项检测(χ２特异度＝４.８８８㊁９.１７７㊁４.８８８㊁４.８８８ꎬＰ特异度＝０.０２７㊁０.００２㊁０.０２７㊁０.０２７ꎻχ２阳性预测值＝４.３５２㊁７.９１７㊁４.４２３㊁４.３５２ꎬＰ阳性预测值＝０.０３７㊁０.００５㊁０.０３５㊁０.０３６)ꎬ其准确率高于胸腔积液ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７单项检测(χ２＝８.０２６㊁４.１８２㊁４.１８２ꎬＰ＝０.００５㊁０.０４１㊁０.０４１)ꎮ3㊀讨论ＭＴＢ入侵机体后ꎬ无论患者处于活动期还是潜伏期ꎬ均可诱导机体发生一系列免疫反应ꎬ此时应用外源性ＭＴＢ特异性抗原刺激后ꎬ外周血及胸腔积液单个核细胞可分泌效应Ｔ细胞ꎬγ－干扰素释放试验(Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ法)则依据此原理ꎬ通过ＭＴＢ特异性抗原早期分泌性抗原靶６(ｅａｒｌｙｓｅｃｒｅｔｏｒｙａｎｔｉｇｅｎｉｃｔａｒｇｅｔ－６ꎬＥＳＡＴ－６)与培养滤液蛋白１０(ｃｕｌｔｕｒｅｆｉｌｔｒａｔｅｐｒｏｔｅｉｎ１０ꎬＣＦＰ－１０)诱导ꎬ刺激γ－干扰素释放来诊断肺结核ꎬ被广泛用于临床[６]ꎮＴ－ＳＰＯＴ.ＴＢ诊断肺结核ꎬ可不受细胞因子代谢等诸多因素影响ꎬ从单细胞水平监测目标细胞因子释放数量ꎬ可准确反映机体细胞因子水平[７]ꎮ本研究结果显示ꎬ结核性胸膜炎组外周血与胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ斑点数均高于恶性胸腔积液组ꎬ且诊断阳性率更高ꎬ说明Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ法区分诊断结核性胸膜炎与恶性胸腔积液ꎬ具有较高的鉴别价值ꎬ与安蕾等[６]报道一致ꎮ本研究胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ诊断灵敏度㊁特异度等均优于外周血诊断结果ꎬ说明胸腔积液诊断价值高于外周血ꎬ与Ｌｉａｏ等[８]结果一致ꎮ分析原因:肺结核感染患者具有病灶隔室化效应ꎬ即ＭＴＢ感染主要集中于胸腔ꎬ使胸腔局部病灶聚集更多的抗原特异性Ｔ细胞ꎬ释放大量细胞因子ꎬ介导局部免疫反应ꎬ故胸腔积液诊断的γ－干扰素释放量明显高于外周血[９]ꎮ本研究在Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ基础上ꎬ联合胸腔积液抑制性细胞因子ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７检测ꎬ发现此法不仅有利于区分结核性胸膜炎和恶性胸腔积液ꎬ还可提高结核性胸膜炎的诊断效能ꎮ特异性细胞因子与结核性胸膜炎的发生㊁发展密切相关ꎬＩＬ－１０属于Ｔｈ２型细胞因子ꎬ多由淋巴细胞分泌ꎬ可抑制Ｔｈ１细胞增殖以及抑制肿瘤坏死因子㊁白细胞介素２㊁白细胞介素４㊁白细胞介素６等促炎细胞因子分泌ꎬ发挥抗炎㊁免疫耐受和清道夫功效[１０]ꎻ有研究[１１]显示ꎬＩＬ－１０在结核性胸膜炎患者体内呈高表达趋势ꎬ且在胸腔积液中表达量远高于血清ꎬ且ＩＬ－１０的分泌量增高ꎬ还可发挥抗肺部纤维化作用ꎬ改善结核病肺泡炎症状ꎮＩＬ－３５是新发现的抗炎和免疫耐受细胞因子ꎬ可通过调控调节性Ｔ和Ｂ细胞发挥免疫性/炎症性免疫抑制功效ꎻ小鼠ａＧＶＨＤ实验模型研究发现ꎬＩＬ－３５能够通过刺激Ｆｏｘｐ３＋Ｔｒｅｇ细胞分泌来抑制ＣＤ４＋细胞活化发挥抗宿主病功效ꎻＩＬ－３５还参与多种自身免疫病㊁恶性肿瘤的发生发展[１２]ꎮ目前ꎬ临床有关ＩＬ－３５与结核性胸膜炎关系的报道鲜见ꎬ本研究结核性胸膜炎患者外周血和胸腔积液ＩＬ－３５表达水平均高于胸腔积液患者ꎬ证实ＩＬ－３５参与及结核性胸膜炎疾病发展ꎮＩＬ－３７与ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５一样ꎬ均有较强的抗炎作用ꎬ可通过下调肿瘤坏死因子α㊁ＩＬ－１β㊁ＩＬ－６㊁干扰素γ等抗炎因子表达ꎬ而发挥抗炎反应[１３]ꎮ有关ＩＬ－３７与结核性胸膜炎的关系仅在肺结核中有相关报道ꎬ如Ｌｉ等[１４]研究显示ꎬ肺结核患者外周血血清ＩＬ－３７具有上调表达现象ꎬ可对炎症反应发挥负反馈调控作用ꎻ张俊爱等[１５]认为ꎬＩＬ－３７可作为肺结核辅助诊断指标ꎬ提示ＩＬ－３７也有望成为诊断结核性胸膜炎的新指标ꎮ本研究结果显示ꎬ结核性胸膜炎患者ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５和ＩＬ－３７在外周血和胸腔积液中的表达水平均高于恶性胸腔积液组ꎬ说明ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７不仅参与结核性胸膜炎发生发展ꎬ而且对于鉴别结合性胸膜炎与恶性胸腔积液有重要意义ꎮ此外ꎬ恶性胸腔积液组ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７水平均高于外周血相应水平ꎬ说明检测胸腔积液抑制性细胞因子ꎬ诊断价值更高ꎬ可能与结核病感染隔室化效应有关ꎮ本研究结果显示ꎬ外周血ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５和ＩＬ－３７的ＡＵＣ均<０.７ꎬ而临床中有诊断价值的ＡＵＣ需>０.７[１６]ꎬ故取胸腔积液样本诊断结核性胸膜炎的价值高于外周血样本ꎮ以ＲＯＣ获得的诊断临界值分析抑制性细胞因子的诊断效能ꎬ发现胸腔积液ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７诊断结核性胸膜炎的灵敏度㊁特异度㊁阳性预测值㊁阴性预测值和准确率均高于外周血对应结果ꎬ再次证实胸腔积液诊断结核性胸膜炎的价值优于外周血ꎬ与安蕾等[６]研究一致ꎮ本研究亦分析胸腔积液Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ与ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７联合诊断结核性胸膜炎的价值ꎬ发现其特异度㊁阳性预测值和准确率均高于胸腔积液单项检测结果ꎬ证实联合检测价值更高ꎬ有利于减少漏诊㊁误诊情况ꎮ综述所述ꎬγ－干扰素释放试验联合胸腔积液抑制性细胞因子(ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７)检测有利于区分结核性胸膜炎和恶性胸腔积液ꎬ并可提高结核性胸膜炎诊断的准确度ꎬ值得推广应用ꎬ然而临床有关Ｔ－ＳＰＯＴ.ＴＢ与ＩＬ－１０㊁ＩＬ－３５㊁ＩＬ－３７联合诊断的报道相对较少ꎬ后期还需扩大样本进一步证实ꎮ参考文献[１]㊀ＬＩＭꎬＬＵＯＺꎬＺＨＵＷꎬｅｔａｌ.Ｄｉａｇｎｏｓｔｉｃａｃｃｕｒａｃｙｏｆｔｕｍｏｒｎｅｃｒｏｓｉｓｆａｃｔｏｒ－ａｌｐｈａａｓｓａｙｆｏｒｔｕｂｅｒｃｕｌｏｕｓｐｌｅｕｒｉｓｙ:ＡＰＲＩＳＭＡ－ｃｏｍｐｌｉａｎｔｍｅｔａ－ａｎａｌｙｓｉｓ[Ｊ].Ｍｅｄｉｃｉｎｅꎬ２０１６ꎬ９５(４８):ｅ５５１０.[２]㊀ＷＡＮＧＬꎬＴＩＡＮＸＤꎬＹＵＹꎬｅｔａｌ.Ｅｖａｌｕａｔｉｏｎｏｆｔｈｅｐｅｒ￣ｆｏｒｍａｎｃｅｏｆｔｗｏｔｕｂｅｒｃｕｌｏｓｉｓｉｎｔｅｒｆｅｒｏｎｇａｍｍａｒｅｌｅａｓｅａｓｓａｙｓ(ＩＧＲＡ－ＥＬＩＳＡａｎｄＴ－ＳＰＯＴ.ＴＢ)ｆｏｒｄｉａｇｎｏｓｉｎｇＭｙｃｏ￣ｂａｃｔｅｒｉｕｍｔｕｂｅｒｃｕｌｏｓｉｓｉｎｆｅｃｔｉｏｎ[Ｊ].ＣｌｉｎｉｃａＣｈｉｍｉｃａＡｃｔａꎬ２０１８ꎬ４７９:７４－７８.[３]㊀ＸＵＨＹꎬＬＩＣＹꎬＳＵＳＳꎬｅｔａｌ.Ｄｉａｇｎｏｓｉｓｏｆｔｕｂｅｒｃｕｌｏｕｓｐｌｅｕｒｉｓｙｗｉｔｈｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎｏｆａｄｅｎｏｓｉｎｅｄｅａｍｉｎａｓｅａｎｄｉｎｔｅｒ￣ｆｅｒｏｎ－γｉｍｍｕｎｏｓｐｏｔａｓｓａｙｉｎａｔｕｂｅｒｃｕｌｏｓｉｓ－ｅｎｄｅｍｉｃｐｏｐ￣ｕｌａｔｉｏｎ:Ａｐｒｏｓｐｅｃｔｉｖｅｃｏｈｏｒｔｓｔｕｄｙ[Ｊ].Ｍｅｄｉｃｉｎｅꎬ２０１７ꎬ９６(４７):ｅ８４１２.[４]㊀ＵＲＤＡＨＬＫＢ.ＵｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇａｎｄｏｖｅｒｃｏｍｉｎｇｔｈｅｂａｒｒｉｅｒｓｔｏＴｃｅｌｌ－ｍｅｄｉａｔｅｄｉｍｍｕｎｉｔｙａｇａｉｎｓｔｔｕｂｅｒｃｕｌｏｓｉｓ[Ｊ].ＳｅｍｉｎＩｍｍｕｎｏｌꎬ２０１４ꎬ２６(６):５７８－５８７.[５]㊀中华医学会.临床诊疗指南.结核病分册[Ｍ].人民卫生出版社ꎬ２００５.[６]㊀安蕾ꎬ张泽明ꎬ李翔云.三种检测方法对结核㊁恶性胸腔积液的鉴别价值[Ｊ].基因组学与应用生物学ꎬ２０１７ꎬ３６(４):１４２２－１４２８.[７]㊀ＰＡＮＬꎬＪＩＡＨꎬＬＩＵＦꎬｅｔａｌ.Ｒｉｓｋｆａｃｔｏｒｓｆｏｒｆａｌｓｅ－ｎｅｇａｔｉｖｅＴ－ＳＰＯＴ.ＴＢａｓｓａｙｒｅｓｕｌｔｓｉｎｐａｔｉｅｎｔｓｗｉｔｈｐｕｌｍｏｎａｒｙａｎｄｅｘ￣ｔｒａ－ｐｕｌｍｏｎａｒｙＴＢ[Ｊ].ＪＩｎｆｅｃｔꎬ２０１５ꎬ７０(４):３６７－３８０. 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[１０]张钰.ＩＬ－１０在结核性胸膜炎中的研究进展[Ｊ].检验医学与临床ꎬ２０１３ꎬ１０(２):２２４－２２６.[１１]ＴＲＡＶＩＳＭＡꎬＲＥＩＺＩＳＢꎬＭＥＬＴＯＮＡＣꎬｅｔａｌ.Ｌｏｓｓｏｆｉｎ￣ｔｅｇｒｉｎαｖβ８ｏｎｄｅｎｄｒｉｔｉｃｃｅｌｌｓｃａｕｓｅｓａｕｔｏｉｍｍｕｎｉｔｙａｎｄｃｏｌｉｔｉｓｉｎｍｉｃｅ[Ｊ].Ｎａｔｕｒｅꎬ２００７ꎬ４４９(７１６０):３６１.[１２]孔彬ꎬ刘淦斌ꎬ向文玉ꎬ等.肺结核合并支气管扩张患者外周血中ＩＬ－３５的检测及临床意义[Ｊ].国际检验医学杂志ꎬ２０１５ꎬ３６(１６):２２８９－２２９１.[１３]ＹＡＮＧＹꎬＺＨＡＮＧＺＸꎬＬＩＡＮＤꎬｅｔａｌ.ＩＬ－３７ｉｎｈｉｂｉｔｓＩＬ－１８－ｉｎｄｕｃｅｄｔｕｂｕｌａｒｅｐｉｔｈｅｌｉａｌｃｅｌｌｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｏｆｐｒｏ－ｉｎｆｌａｍｍａｔｏｒｙｃｙｔｏｋｉｎｅｓａｎｄｒｅｎａｌｉｓｃｈｅｍｉａ－ｒｅｐｅｒｆｕｓｉｏｎｉｎｊｕ￣ｒｙ[Ｊ].ＫｉｄｎｅｙＩｎｔꎬ２０１５ꎬ８７(２):３９６－４０８.[１４]ＬＩＹꎬＷＡＮＧＺꎬＹＵＴꎬｅｔａｌ.ＩｎｃｒｅａｓｅｄｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｏｆＩＬ－３７ｉｎｐａｔｉｅｎｔｓｗｉｔｈＧｒａｖｅｓ'ｄｉｓｅａｓｅａｎｄｉｔｓｃｏｎｔｒｉｂｕｔｉｏｎｔｏｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎｏｆｐｒｏｉｎｆｌａｍｍａｔｏｒｙｃｙｔｏｋｉｎｅｓｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎｉｎｐｅ￣ｒｉｐｈｅｒａｌｂｌｏｏｄｍｏｎｏｎｕｃｌｅａｒｃｅｌｌｓ[Ｊ].ＰＬｏＳＯｎｅꎬ２０１４ꎬ９(９):ｅ１０７１８３.[１５]张俊爱ꎬ刘淦斌ꎬ曾今诚ꎬ等.活动性肺结核患者血浆ＩＬ－３７的检测及其临床意义[Ｊ].细胞与分子免疫学杂志ꎬ２０１５ꎬ３１(４):５２０－５２３.[１６]刘菲ꎬ张霞ꎬ杜凤娇ꎬ等.γ－干扰素释放试验检测胸腔积液对诊断结核性胸膜炎的初步探讨[Ｊ].中华结核和呼吸杂志ꎬ２０１４ꎬ３７(５):１５３－１５７.(２０１８－１２－０４收稿)(本文编辑:张迪ꎬ刘菲)。
ELISA法检测干扰素干扰素(IFN)是一类具有广谱抗病毒活性的蛋白质，仅在同种细胞上发挥作用。
根据其来源、理化及生物学性质的不同，可分为IFN-α、IFN-β、IFN-γ3种干扰素。
其中，IFN-α主要由白细胞产生，IFN-β由成纤维细胞产生，IFN-γ主要由T细胞在免疫应答中受到抗原或丝裂原活化后分泌产生。
3种干扰素中，IFN-α、IFN-β抗病毒作用较强，IFN-丁免疫调节作用较强。
目前已可用基因重组技术制备干扰素投入临床使用。
干扰素不能直接灭活病毒，其抗病毒作用是由于它能激活细胞内抗病毒蛋白基因，制造抗病毒蛋白，抑制病毒在体内复制。
干扰素不仅可抑制已感染细胞内病毒的复制，而且还可使未感染细胞处于抗病毒状态，对中断病毒的细胞间传播有一定作用；但对病毒整合基因可能仅有暂时抑制其mRNA的转录作用，不能清除病毒基因。
干扰素的免疫调节作用表现为它是重要的巨噬细胞活化因子(macro-phageactivating factor，MAF)，活化的巨噬细胞能杀死病原微生物或杀伤肿瘤细胞。
干扰素能增强各种细胞表达MAF分子从而有利于递呈抗原或利于T细胞对靶细胞的识别和杀伤；还能促进T、B细胞的分化，活化NK细胞和中性粒细胞，从而有助于加强免疫应答。
由于干扰素不是一种淋巴细胞的生长因子，故常抑制淋巴细胞(特别是B 细胞)的增殖。
IFN抗病毒活性的特点如下：①仅仅是抑制作用，IFN消失后病毒将重新复制，因此必须足量反复应用；②有相对的种属特异性，IFN-γ较IFN-α、IFN-β严格；③IFN不直接灭活病毒，而是通过细胞基因组产生另一些蛋白因子来发挥效能，因此不同细胞对IFN的敏感性不同；④不同感染状态的病毒-细胞系统对IFN 的敏感性不同，病毒大量复制、引起细胞炎症应答时，IFN易产生效应；对完整细胞中的整合型病毒无作用。
[检测方法] ELISA法[方法学原理] 抗人IFN抗体包被在微孔反应板上，待测标本和标准品中的IFN会与抗人IFN抗体结合，游离的成分被洗去，同时加入生物素化的抗人IFN抗体和辣根过氧化物酶标记的亲和素。
细胞病变抑制法
干扰素可以保护人羊膜细胞（WISH)免受水泡性口炎病毒（VSV）破坏的作用，用结晶紫对存活的WISH细胞染色，在波长570nm处测定其吸光度，可得到干扰素对WISH细胞的保护效应曲线，以此测定干扰素生物学活性。
试剂
（1）MEM培养液取MEM培养基粉末1袋（规格为1L），加水溶解稀释至1000ml，再加碳酸氢钠2.1g，溶解后，混匀，除菌过滤，4℃保存。
（2）完全培养液量取新生牛血清10ml，加MEM培养液90ml，4℃保存
（3）测定培养液量取新生牛血清7ml，加MEM培养液93ml，4℃保存
（4）攻毒培养液量取新生牛血清3ml，加MEM培养液97ml，4℃保存
（5）消化液
（6）染色液称结晶紫50mg，加无水乙醇20ml溶解后，加水稀释至100ml，即得（7）脱色液量取无水乙醇50ml、醋酸0.1ml，加水稀释至100ml
（8）PBS
标准品溶液的制备取人干扰素生物学活性测定的国家标准品，按说明书复溶后，用测定培养液稀释至每1ml含1000IU。
在96孔细胞培养板中，做4倍系列稀释，共8个稀释度，每个稀释度做2孔。
无菌。
供试品溶液的制备将供试品桉标示量溶解后，用测定培养液稀释成每1ml约含1000IU.在96孔细胞培养板中，做4倍系列稀释，共8个稀释度，每个稀释度做2孔。
无菌。
人γ干扰素(IFN-γ)酶联免疫分析（ELISA）试剂盒使用说明书本试剂仅供研究使用目的：本试剂盒用于测定人血清，血浆及相关液体样本中γ干扰素(IFN-γ)的含量。
实验原理：本试剂盒应用双抗体夹心法测定标本中人γ干扰素(IFN-γ)水平。
用纯化的人γ干扰素(IFN-γ)抗体包被微孔板，制成固相抗体，往包被单抗的微孔中依次加入γ干扰素(IFN-γ)，再与HRP标记的羊抗人受体结合，形成抗体-抗原-酶标抗体复合物，经过彻底洗涤后加底物TMB显色。
TMB在HRP酶的催化下转化成蓝色，并在酸的作用下转化成最终的黄色。
颜色的深浅和样品中的γ干扰素(IFN-γ)呈正相关。
用酶标仪在450nm波长下测定吸光度（OD 值），通过标准曲线计算样品中人γ干扰素(IFN-γ)浓度。
试剂盒组成：样本处理及要求：1. 血清：室温血液自然凝固10-20分钟，离心20分钟左右（2000-3000转/分）。
仔细收集上清，保存过程中如出现沉淀，应再次离心。
2. 血浆：应根据标本的要求选择EDTA或柠檬酸钠作为抗凝剂，混合10-20分钟后，离心20分钟左右（2000-3000转/分）。
仔细收集上清，保存过程中如有沉淀形成，应该再次离心。
3. 尿液：用无菌管收集，离心20分钟左右（2000-3000转/分）。
仔细收集上清，保存过程中如有沉淀形成，应再次离心。
胸腹水、脑脊液参照实行。
4. 细胞培养上清：检测分泌性的成份时，用无菌管收集。
离心20分钟左右（2000-3000转/分）。
仔细收集上清。
检测细胞内的成份时，用PBS（PH7.2-7.4）稀释细胞悬液，细胞浓度达到100万/ml左右。
通过反复冻融，以使细胞破坏并放出细胞内成份。
离心20分钟左右（2000-3000转/分）。
仔细收集上清。
保存过程中如有沉淀形成，应再次离心。
5. 组织标本：切割标本后，称取重量。
加入一定量的PBS，PH7.4。
用液氮迅速冷冻保存备用。
标本融化后仍然保持2-8℃的温度。
人γ干扰素(IFN-γ)试剂盒使用方法检测范围：96T10 ng/L -400 ng/L使用目的：本试剂盒用于测定人血清、血浆及相关液体样本中γ干扰素(IFN-γ)含量。
实验原理本试剂盒应用双抗体夹心法测定标本中人γ干扰素(IFN-γ)水平。
用纯化的人γ干扰素(IFN-γ)抗体包被微孔板，制成固相抗体，往包被单抗的微孔中依次加入γ干扰素(IFN-γ)，再与HRP标记的γ干扰素(IFN-γ)抗体结合，形成抗体-抗原-酶标抗体复合物，经过彻底洗涤后加底物TMB显色。
TMB在HRP酶的催化下转化成蓝色，并在酸的作用下转化成最终的黄色。
颜色的深浅和样品中的γ干扰素(IFN-γ)呈正相关。
用酶标仪在450nm波长下测定吸光度（OD值），通过标准曲线计算样品中人γ干扰素(IFN-γ)浓度。
标本要求1．标本采集后尽早进行提取，提取按相关文献进行，提取后应尽快进行实验。
若不能马上进行试验，可将标本放于-20℃保存，但应避免反复冻融2．不能检测含NaN3的样品，因NaN3抑制辣根过氧化物酶的（HRP）活性。
操作步骤1.标准品的稀释：本试剂盒提供原倍标准品一支，用户可按照下列图表在小试管中进行稀释。
2.加样：分别设空白孔（空白对照孔不加样品及酶标试剂，其余各步操作相同）、标准孔、待测样品孔。
在酶标包被板上标准品准确加样50μl，待测样品孔中先加样品稀释液40μl，然后再加待测样品10μl（样品最终稀释度为5倍）。
加样将样品加于酶标板孔底部，尽量不触及孔壁，轻轻晃动混匀。
3.温育：用封板膜封板后置37℃温育30分钟。
4.配液：将30倍浓缩洗涤液用蒸馏水30倍稀释后备用5.洗涤：小心揭掉封板膜，弃去液体，甩干，每孔加满洗涤液，静置30秒后弃去，如此重复5次，拍干。
6.加酶：每孔加入酶标试剂50μl，空白孔除外。
7.温育：操作同3。
8.洗涤：操作同5。
9.显色：每孔先加入显色剂A50μl，再加入显色剂B50μl，轻轻震荡混匀，37℃避光显色15分钟.10.终止：每孔加终止液50μl，终止反应（此时蓝色立转黄色）。
干扰素效价测定（细胞病变抑制法）1．试验材料：所用试剂均需分析纯或指定产品1)MEM或IMDM2)牛血清：应符合《中国生物制品主要原辅材质控制标准》3)完全培养液：10%牛血清MEM4)测定培养液：7%牛血清MEM5)攻毒培养液：3%牛血清MEM6)消化液：EDTA（WISH细胞）或胰酶，根据细胞选择EDTA：乙二胺四乙酸二钠0.2gNaCl 8gKCl 0.2gNa2HPO4 1.152gKH2PO40.2g用蒸馏水配成1000mL 121℃/15min高压除菌或是0.2um过滤除菌及残渣。
7)染色液：取50mg结晶紫加入到20mL无水乙醇中溶解，用馏水定容到100mL8)脱色液：50%乙醇，50%蒸馏水，0.1%乙酸（50mL乙醇＋50mL蒸馏水＋0.1mL乙酸）。
9)标准品：国家标准品。
10)PBS：NaCl 8gKCl 0.2gNa2HPO4 1.44gKH2PO40.24g11)WISH细胞（人羊膜上皮细胞）：WISH细胞在培养基中长成单层，贴壁，每周传2次，1：3传代，用完全培养基生长。
12)VSV：－70℃中保存。
2．步骤：2.1～2.7均应无菌操作2.1铺板：弃去WISH细胞培养瓶中的培养液，用PBS洗2次后消化和收集细胞。
用完全培养配成2.5×105 ~3.5×105 个/ml 的细胞悬液，接种于96孔细胞板，每孔100ml，37℃ ,5%CO2条件下培养4~6h。
2.2 配置标准溶液：取1支标准品按说明书溶解后，用测定培养液稀释至103IU/ml。
2.3 制备样品溶液：将待检样品按说明书溶解后，用测定培养液稀释至103IU/ml。
2.4 96孔板中每孔加入150μl的测定培养液，取标准溶液50μl加入孔中，做4倍稀释，待检样品同法。
2.5 加样：取2.1制备的细胞培养板,将2.4 项制备的溶液移至该板中，每孔100μl,37℃培养18～2 4h。
5%CO22.6 制备病毒液：攻毒剂量100TCID50。
结核分枝杆菌γ -干扰素（TB-IGRA）检测[TB 检测发展趋势]据世界卫生组织( WHO)统计，我国是全球22个结核病高负担国家之一，在结核病防治工作还面临着诸多新的问题与挑战，近年来，我国每年报告肺结核发病人数约130 万，且患者人数逐年增加，始终位居全国甲乙类传染病的前列。
国家已出台相关文件要求加强结核病防治工作，要求及早发现、治疗疾病，遏制结核病流行态势的出现。
而这无疑对结核的诊治水平提出了更高的要求。
但迄今为止，临床上用于结核分枝杆菌感染的诊断方法仍存在许多不足。
首先，结核菌素皮肤试验( TST)作为一种较常用的方法，但其特异性不够好，不利于在中国这类将卡介苗(BCG)作为常规接种疫苗的国家推广，同时，TST 对潜伏性结核分枝杆菌感染的敏感性一般，对于免疫抑制者的检测结果亦难以确定；其次，细菌学诊断无论是涂片镜检还是细菌培养，其检出率都不超过50%，灵敏度十分有限；核酸诊断虽然灵敏度大幅提高，但该方法具有成本高、操作复杂、对实验条件及技术人员要求高、肺外结核病人取样困难等特点，因而很难得到大面积推广。
近年来，一类用于诊断结核分枝杆菌感染的新方法进入了人们的视线——干扰素释放试验(Interferon Gamma Release Assay，IGRA)。
这类试验采用Elisa／Elispot(酶联免疫吸附／酶联免疫斑点)方法，定量检测检测全血／外周血单核细胞在结核菌特异性抗原刺激下释放γ -干扰素的水平，用于诊断潜伏性结核分枝杆菌感染以及结核病。
目前这类试验中，有两种较为成熟的方法，即QuantiFERON—TBGOLD 试验(QFT-G)和T-SPOT TB 试验。
其对应的方法和试剂盒先后被美国FDA 批准应用于临床，美国CDC 为其制定了使用指南。
然而，进口试剂的高成本，使得这些方法难以在国内得到广泛应用，而传统方法又存在诸多不足，因此，国内各大医疗机构及患者对一种性能稳定、质量可靠的优秀国产试剂的需求呼之欲出。
干扰素释放试验(γ-干扰素)、腺苷脱氨酶、结核分枝杆菌脱氧核苷酸在结核性胸膜炎诊断中的对比研究发表时间：2018-12-17T09:44:15.090Z 来源：《临床医学教育》2018年12期作者：王卓李静[导读] 结核性胸膜炎在呼吸内科临床中为一种较为多见的胸膜炎症，属于肺外结核病的一种，多因受到结核杆菌感染所致陕西省结核病防治院检验科陕西西安 710100【摘要】目的研究分析干扰素释放试验(γ-干扰素)、腺苷脱氨酶（ADA）、结核分枝杆菌脱氧核苷酸（TB-DNA）在结核性胸膜炎中的诊断差异。
方法随机抽取2017年3月-2018年3月我院接收并予以治疗的胸腔积液患者96例，分别对其腺苷脱氨酶、结核分枝杆菌脱氧核苷酸、γ-干扰素予以检验。
比较分析三种指标对结核性胸膜炎患者阳性率检出情况，以及三种指标检验灵敏度、特异性情况，并对其诊断效果予以评价。
结果经三种检验方式比较显示ADA检验阳性率较高于其他两组，但不具有统计学意义（P＞0.05）；经三种并联形式予以联合检测的诊断结果显示ADA＋IFN-γ灵敏度显著高于其他两组（P＜0.05）。
结论若将三种检验方式单独使用其检验结果不能作为诊断标准，若并联其中两种方式检验其灵敏度与特异性会大大增加，为临床治疗提供重要基础。
【关键词】干扰素释放试验(γ-干扰素)；腺苷脱氨酶；结核分枝杆菌脱氧核苷酸；结核性胸膜炎结核性胸膜炎在呼吸内科临床中为一种较为多见的胸膜炎症，属于肺外结核病的一种，多因受到结核杆菌感染所致，常表现为出汗、发热、食欲下降、畏寒等临床症状，部分患者常伴有胸腔积液[1]。
由于该疾病的特异性较低，存在较大的漏诊、误诊风险，其在造成病情加重的同时，还会增加机体耐药性。
因此，选取一种行之有效的诊断与识别方式，对及早预防与控制病情发展具有重大积极意义。
在本次研究中，探讨对结核性胸膜炎患者进行干扰素释放试验(γ-干扰素)、腺苷脱氨酶、结核分枝杆菌脱氧核苷酸的诊断意义。
使用干扰素的流程1. 引言干扰素是一种具有多种生物活性的蛋白质，可以在免疫系统中发挥重要的调节作用。
在不同的生物体内，干扰素有多种类型，并具有不同的功能。
干扰素的应用范围广泛，例如治疗病毒感染、抑制肿瘤生长等。
为了正确使用干扰素，我们需要了解干扰素的使用流程。
2. 准备工作在使用干扰素之前，需要进行一系列的准备工作，以确保使用的干扰素能够发挥最佳的效果。
以下是准备工作的步骤：•实验室场地准备确保实验室内部的工作台、试剂柜等设备都处于良好的状态，并确保实验室内环境清洁，无杂物。
•操作前准备在操作前，需要检查干扰素的保存条件，确保干扰素的质量良好。
同时，需要准备好所需的实验器材和试剂。
•安全措施使用干扰素时，需要遵守实验室的安全操作规范，佩戴好个人防护装备，如手套、实验服等。
3. 操作步骤接下来是使用干扰素的具体操作步骤：3.1. 细胞培养在使用干扰素之前，需要进行细胞培养的准备工作。
根据实验需要，选择合适的细胞系，并按照常规的细胞培养方法进行培养。
3.2. 干扰素处理下面是使用干扰素的处理步骤：1.将细胞培养至适当的密度后，将培养基更换为不含血清的培养基。
2.加入适当浓度的干扰素溶液，将细胞暴露于干扰素。
3.根据实验需求，确定干扰素处理时间和浓度，并进行相应的处理。
3.3. 细胞收集与分析经过干扰素处理后，需要对细胞进行收集和分析，以评估干扰素的效果：1.收集细胞：使用适当的方法收集经干扰素处理后的细胞。
2.细胞活力分析：通过细胞活力检测方法（如MTT法、细胞计数法等）评估细胞的活力。
3.分子生物学分析：进行基因表达分析、蛋白质表达分析等，以评估干扰素对细胞功能的影响。
4. 结果与讨论在完成干扰素处理和细胞分析后，可以对结果进行统计和分析，然后进行讨论。
•统计分析根据实验结果，使用适当的统计学方法对数据进行分析，判断差异是否显著。
•讨论根据实验结果和统计分析，对实验结果进行讨论。
分析干扰素对细胞的影响，并结合已有研究结果进行解读。
干扰素检测的意义及方法比较-CAL-FENGHAI.-(YICAI)-Company One1干扰素检测的意义及检测方法比较生计一班学号：1117 涂一帆摘要：干扰素（interferon, IFN)是1957构不同，可分为IFN-α、IFN-β和IFN-γT细胞所产生。
各种不同的IFN生物学活性基本相同，具有抗病毒、抗肿瘤和免疫调节等作用。
这里主要利用生物分析法和免疫分析法进行检测。
关键词：干扰素生物分析法免疫分析法正文：细胞因子是免疫原、丝裂原或其他刺激剂诱导多种细胞产生的低分子量可溶性蛋白质，具有调节和血细胞生成、细胞生长以及损伤组织修复等多种功能。
细胞因子可被分为白细胞介素、干扰素、肿瘤坏死因子超家族、集落刺激因子、趋化因子、生长因子等。
众多细胞因子在体内通过旁分泌、自分泌或内分泌等方式发挥作用，具有多效性、重叠性、拮抗性、协同性等多种生理特性，形成了十分复杂的细胞因子调节网络，参与人体多种重要的生理功能。
所以细胞因子检测是判断机体免疫功能的一个重要指标，对于疾病的诊断、病程观察、疗效判断及细胞因子治疗监测等都有重要意义。
生物分析法有两种：1.依赖性细胞株：利用一些肿瘤细胞株必须依赖于细胞因子方能在体外增殖的特性进行检测，但是干扰素的测定利用此法并不简便，所以不当采用。
2.功能检测：利用一些细胞因子的功能特性，可建立相应的活性测定方法。
在这里可以利用干扰素的抑制病毒感染效应，对已进行病毒感染的细胞群加入干扰素的特征进行观察，达到检测的目的。
免疫分析法：1.流式细胞仪检测:原理：利用Brefeldin(BFA)、Monensin阻断了胞内高尔基体介导的转运方法，使得细胞因子聚集、蓄积，增强细胞因子信号，可被流式细胞仪检测。
方法：用抗细胞因子（干扰素）抗体与细胞表面或胞内特定亚群标志组合，即可检测不同细胞亚群细胞因子的分泌，同时采用特殊的化学与抗体选择，确保静止与无细胞因子分泌细胞的最小荧光背景。
