基因组dna提取的基本步骤

磁珠法全血基因组DNA 提取详细步骤及方法

注意事项

样品应避免反复冻融，否则会导致提取的DNA片段较小且提取量也下降； ◆

需要自备材料：无菌水、异丙醇、磁铁或磁架、1.5 ml离心管(最好低吸附的离心管)；需要去除RNA自备 RNase A，在蛋白酶K消化这一步加入4 μl RNase A（100 mg/ml）；PBS。 ◆ 已加入抗凝剂的血液样品可在2-8℃储存不超过3天（推荐使用EDTA作为抗凝剂），长期贮存请置于-70℃； ◆ 整个过程请勿离心，以免磁珠不可逆聚集而影响提取效果。

实验准备

◆ 冻存血液应在室温或37℃缓慢解冻，不可高温加热，以免血凝成块；将冻存的血液置于37℃摇床150-200 rpm融化，效果最佳；也可提前一天放在4℃解冻；

◆ 磁珠用前一定要充分混匀；

◆ 56℃加热源

◆ 使用前需在Buffer BGW I中加入相应体积的无水乙醇。

操作步骤

1. 裂解： (1)当全血样品量低于200 μl时，在全血中加入200 μl Buffer BGL、20

μl Proteinase K，56℃ 10min； (2)当全血样品量高于200 μl时，12000 rpm离心1分钟，弃上清，加入200 μl PBS缓冲液，再加入200 μl Buffer BGL、20 μl Proteinase

K，56℃ 10min；

2. 结合：在上述裂解液中加入400 μl 异丙醇和磁珠悬浮液(MB) 30 μl（使用前充分重悬），吹打分散磁珠； 将离心管放置于磁力架上，待磁珠完全吸附后吸弃液体。

3.漂洗: (1) 将离心管从磁力架上取下，向离心管中加入500 μl Buffer BGW 0,涡旋振荡5s，充分重悬磁珠，将离心管 放置于磁力架上，待磁珠完全吸附后吸弃液体，重复该步骤一次。 (2) 将离心管从磁力架上取下，向离心管中加入500 μl

Buffer BGW I,涡旋振荡5s，充分重悬磁珠,将离心管放 置于磁力架上，待磁珠完全吸附后吸弃液体。 (3) 将离心管从磁力架上取下，向离心管中再次加入500 μl

基因组dna提取实验报告

基因组 DNA 提取实验报告

一、实验目的

本次实验的主要目的是从不同的生物样本中提取高质量的基因组

DNA，以便进行后续的分子生物学实验，如 PCR 扩增、基因测序等。通过本次实验，掌握基因组 DNA 提取的基本原理和操作方法，了解影响 DNA 提取质量的因素，并对提取的 DNA 进行质量检测和分析。

二、实验原理

基因组 DNA 提取的基本原理是利用细胞裂解液破坏细胞膜和核膜，使细胞内的物质释放出来，然后通过蛋白酶 K 消化蛋白质，去除 RNA

等杂质，再利用酚/氯仿等有机溶剂抽提，将蛋白质、多糖等杂质去除，最后通过乙醇沉淀或异丙醇沉淀得到纯净的基因组 DNA。

三、实验材料与试剂

（一）实验材料

1、 新鲜的动物组织（如肝脏、肌肉等）

2、 植物叶片

3、 细菌培养物

（二）实验试剂 1、 细胞裂解液（含 TrisHCl、EDTA、NaCl、SDS 等）

2、 蛋白酶 K

3、 酚/氯仿/异戊醇（25:24:1）

4、 无水乙醇

5、 70%乙醇

6、 RNA 酶 A

7、 3M 醋酸钠（pH 52）

8、 TE 缓冲液（10 mM TrisHCl，1 mM EDTA，pH 80）

（三）实验仪器

1、 离心机

2、 移液器

3、 恒温水浴锅

4、 紫外分光光度计

5、 电泳仪及电泳槽

四、实验步骤

（一）动物组织基因组 DNA 提取

1、 取约 01g 新鲜的动物组织，放入 15ml 离心管中，加入 1ml 细胞裂解液，用剪刀将组织剪碎，然后在冰上放置 10min。 2、 向离心管中加入 20μl 蛋白酶 K（20mg/ml），充分混匀，在 55℃水浴锅中孵育过夜，直至组织完全消化。

3、 加入等体积的酚/氯仿/异戊醇（25:24:1），轻轻颠倒离心管

10min，使溶液充分混匀。

4、 12000rpm 离心 10min，将上清液转移到新的离心管中。

5、 重复步骤 3 和 4 一次。

植物基因组DNA的提取及分析

一、植物基因组DNA提取的步骤：

1.样本的准备：从植物中选择健康和新鲜的组织样本，如叶片、茎、根等。样本选择要避免含有大量的绒毛、叶色不正常等因素的部位。

2.细胞破碎：将样本放入液氮中迅速冷冻，然后用研钵和研钉对样本进行研磨，直至样本完全破碎。

3.细胞裂解：将研磨的样本加入裂解缓冲液，边振荡边研磨使样本均匀混合。

4.蛋白质去除：使用酚/氯仿提取法去除蛋白质。加入等体积的酚/氯仿/异丙醇混合液，轻轻混合，然后离心离心管以分离上清和下层。

5.DNA沉淀：将上清转移至新的离心管中，加入等体积的冷乙醇进行DNA沉淀。静置一段时间后，离心离心管以沉淀DNA。

6.DNA洗涤：将DNA沉淀物用70%乙醇洗涤一至两次，去除残留的盐和其他杂质。

7.DNA溶解：用适量的稳定缓冲液溶解DNA，使其达到一定浓度并避免降解。

二、植物基因组DNA分析的方法：

1.PCR扩增：PCR技术可以通过放大DNA片段来研究特定基因或DNA序列。首先选择适当的引物，然后将DNA样本与引物、核酸酶、dNTPs等反应液混合，进行多次循环的变温扩增反应。 2.聚丙烯酰胺凝胶电泳：将PCR扩增的产物与DNA分子量标记物置于聚丙烯酰胺凝胶中，然后进行电泳。电泳结束后，通过紫外线照射或染色剂染色，观察电泳图谱，可以得到DNA片段的大小和数量。

3.酶切电泳：使用限制性内切酶切割DNA片段，然后将切割后的DNA片段进行电泳分析。根据DNA片段的大小和相对迁移速度，可以进行DNA的分析和比较。

4.南方杂交：将DNA样本与标记了放射性同位素或荧光染料的DNA探针进行杂交反应。通过探针与目标DNA片段的互补配对，可以检测目标DNA的存在和数量。

5.DNA测序：通过测序技术获得DNA序列信息，可以揭示基因组的结构和功能。

通过以上方法，我们可以提取和分析植物基因组DNA，更好地了解植物基因组的组成和功能，为植物的遗传改良和研究提供重要的信息。

4 种快速植物基因组 DNA 提取方法比较：

DNA 是从 2 周龄水稻幼苗中提取。

（1）煮沸法：取 50 mg 新鲜水稻叶片，剪碎至一干净 1.5 mL 离心管中；加入 200 μLTE

Buffer，用细玻璃棒捣碎混匀；在沸水上煮 10 min，冰浴 10 min；于室温下 13000 r/min 离心 5 min；将上清储存在-20 ℃中。

（2）微波炉法：取 50 mg 水稻叶片，剪碎至一干净 1.5 mL 离心管中；在700 W 家用微波炉中高热处理 5 min，加入 100 μL TE Buffer，振荡，13000 r/min离心 5 min；将上清液储存在－20℃。

（3）碱处理法：取 50 mg 水稻叶片，剪碎至一干净 1.5 mL 离心管中；加入配好的NaOH提取液[(Tris-HCL) = 100 mmol/L (pH8.0)，c(NaOH) =300 mmol/L(TritonX-100)=0.3 %]用玻璃棒捣碎混匀，室温静置片刻后 13000 r/min 离心 3min。

4）TritonX-100 提取法：取 50 mg 嫩叶片，剪碎至一干净 1.5 mL 离心管中；加入 200 μL 提取缓冲液[c (Tris-HCl) = 20 mmol/L (pH8.0)， c (EDTA) =2mmol/L，c (TritonX-100) =

1.2 %]用细玻璃棒捣碎混匀；65 ℃水浴 15 min，13000r/min 离心 5 min，将上清储存在－20 ℃。

每个方法做三次重复，分别用上清提取液进行电泳检测。

将提取所得的基因组 DNA 用 1.5 %琼脂糖电泳分析，结果表明用试剂盒提取的基因组

DNA 最完整，Triton X-100 提取法所得的基因组 DNA 条带也较明亮，煮沸法、微波法和碱处理法没有基因组条带。

LAMP检测结果：

碱处理法和微波处理法扩增出来的条带亮度低，可能是因为微波和碱破坏了基因组的完整性。煮沸法和 Triton X-100 提取法的检测效果最好，这与提取液的成分能很好的保护基因组的完整性有关，可用于现场 LAMP 检测用模板 DNA的快速制备。同时考虑现场条件的适用性，Triton X-100 提取法最适合作为快速制备模板 DNA 的方法。