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总体原则
•先选择好探针，然后设计引物使其尽可能的靠近探针。
•所选序列应该高度特异，尽量选择具有最小二级结构的扩增片段——这是因为二级结构会影响反应效率，而且还会阻碍酶的扩增。建议先进行二级结构检测，如果不能避免二级结构，那么就要相应提高退火温度。
•扩增长度应不超过400bp，理想的最好能在100-150bp内，扩增片段越短，有效的扩增反应就越容易获得。较短的扩增片段也容易保证分析的一致性。
•保持GC含量在20％和80％之间，GC富含区容易产生非特异反应，从而会导致扩增效率的降低，以及出现在荧光染料分析中非特异信号。
•为了保证效率和重复性，应避免重复的核苷酸序列，尤其是G（不能有4个连续的G）
•将引物和探针互相进行配对检测，以避免二聚体和发卡结构的形成。
引物设计原则
•序列选取应在基因的保守区段
•避免引物自身或与引物之间形成4个或4个以上连续配对，避免引物自身形成环状发卡结构•典型的引物18到24个核苷长。引物需要足够长，保证序列独特性，并降低序列存在于非目的序列位点的可能性。但是长度大于24核苷的引物并不意味着更高的特异性。较长的序列可能会与错误配对序列杂交，降低了特异性，而且比短序列杂交慢，从而降低了产量。
•Tm值在55－65℃（因为60℃核酸外切酶活性最高），GC含量在40%－60%
•引物之间的TM相差避免超过2℃
•引物的3’端避免使用碱基A，引物的3’端避免出现3个或3个以上连续相同的碱基
•为避免基因组的扩增，引物设计最好能跨两个外显子。
•Taqman探针技术要求片段长度在50bp－150bp
•引物末端（最后5个核苷酸）不能有超过2个的G和C。
探针设计原则
•探针位置尽可能地靠近上游引物
•探针长度应在15-45bp（最好是20-30bp)，以保证结合特异性
•检测探针的DNA折叠和二级结构
•Tm值在65-70℃，通常比引物TM值高5-10℃（至少要5℃），GC含量在40%－70%
•探针的5’端应避免使用G鸟嘌呤——因为5'G会有淬灭作用，而且即使是被切割下来还会存在淬灭作用。
•整条探针中，碱基C的含量要明显高于G的含量——G含量高会降低反应效率，这时就应选择配对的另一条链作为探针。
•为确保引物探针的特异性，最好将设计好的序列在blast中核实一次，如果发现有非特异性互补区，建议重新设计引物探针。
Taqman MGB 探针设计
•探针的5’端避免出现G，即使探针水解为单个碱基，与报告基团相相连的G碱基仍可淬灭基团的荧光信号。
•Tm值应为65-67℃。
•尽量缩短Taqman MGB探针，但探针长度不少于13bp。
•尽量避免出现重复的碱基，尤其是G碱基，应避免出现4个或4个以上的G重复出现。
•原则上MGB探针只要有一个碱基突变，MGB探针就会检测到(MGB探针将不会与目的片段杂交，不产生荧光信号)。因此，在进行SNP检测时，为了检测到突变子，即Taqman MGB不与目的片段杂交，不产生荧光信号，探针目的片段产生荧光信号检测将探针的突变位点尽量放在中间1/3的地方。
注意：为了满足上述要求的4个条件，探针的突变位点可向3’端移动，但突变位点至少在离3’端2个碱基的前方(即必须确保探针的后两个碱基是绝对的保守)，以进行SNP检测。反过来，若要进行同类检测，找的是保守片段区，探针中不应有突变位点。若探针即便是只有13个bp，探针仍不完全保守。有几个突变，突变位点也应靠近探针的5’端，这样，即便是突变，探针也可与目的片段杂交，产生荧光信号。另一种方法是设计简并探针，也可达到即使是突变，仍可检测到突
变。
第三步：寻找一家信赖的公司合成引物和探针，一般引物合成大家比较熟悉，而且价格也比较便宜（特别是这两年便宜了许多），而探针则相对来说贵了许多，一般Taqman探针合成在1000到5000元不等（不同的合成要求价钱不同）——而这只是标记价钱，序列合成基本上和引物合成价钱相似。
第四、五、六步：一般的定量PCR反应体系与普通PCR其实也差不了多少，只是要加入Taqman探针，另外不同就是分步法的不同。其中需要注意的是：
•扩增酶最好选用热启动酶
•引物和探针的浓度需要进行优化，有人建议从50nM开始，在50nM—900nM之间优化，一般为200nM（注意探针需要避光保存。
•同样Mg+和酶量也需要进行优化，酶的推荐反应浓度是1.25-1.5U（50ul）
•DNA模板的添加量通常在100 ng以下，因不同种类的DNA模板中含有的靶基因的拷贝数不同，必要时可进行梯度稀释，确定最佳的DNA模板添加量。如果欲进行2 Step RT-PCR反应的第二步PCR扩增反应，第一步的RT反应液作为DNA模板时的添加量不要超过PCR反应液总体积的10%。另外循环参数虽然在引物和探针设计完之后也就确定了，但是有时也需要进行优化。
