小鼠脱颈处死的要点

小鼠解剖实验
【目的】
观察昆明种小鼠的外形、性情，掌握颈椎脱臼法处死小鼠的操作。

观察小鼠腹腔及胸腔内脏器形态、位置，包括：
心脏、肺、肝脏、胆囊、肾脏、小肠等脏器。

【动物及器材】
xx种小鼠，眼科剪、小镊子
【方法及观察内容】
1.颈椎脱臼处死法：
将小鼠放入蜡盘内，左手拇指和食指按住小鼠的颈椎，右手用力拉它的尾巴（一定要按住，并且用猛力拉，这样可以减轻它的痛苦）。

由于颈椎第一节与颅骨脱臼，造成脊髓横断，小鼠可以迅速的死去。

但是大多数小鼠会在脑死亡后仍然存在下肢抽搐等症状，此为正常现象。

2.解剖：
从上至下沿腹部中线剪开皮毛后，可以见到赤褐色的腹膜，再剪开腹膜，就可以看到被肋骨覆盖的胸腹腔了。

为了观察方便，可以将肋骨全部剪下，裸露出完整的胸腹腔。

重点观察以下几个部分：
①心脏——倒立锥型
②肺部——左肺一片肺叶，右肺四片肺叶（人左二，右三）
③肝脏——肝脏相对于它的身体而言非常庞大，而且有很强的再生能力。

即使离开活体的肝脏，在切割后也可以通过无丝分裂迅速再生。

④胆囊——淡黄色圆粒状，紧邻于肝脏下面
⑤肾脏——蚕豆状，右肾比左肾稍高，肾脏上端有非常小的小颗粒，为肾上腺
⑥肠道——占据了腹腔的大部分，可以看到肠道的蠕动。

XXXX药业有限公司标准操作规程(S O P)1.目的规范实验动物的淘汰及安乐死处理过程。

2.范围实验动物的淘汰及安乐死处理。

3.责任质量保证科、化验室、实验动物室工作人员4. 制定依据：国家《实验动物条例》、《河南省实验动物管理办法》、《河南省实验动物使用许可证验收实施细则》等相关文件要求。

5.规程5.1 实验动物不符合试验要求，应进行淘汰处理，淘汰处理应按下列程序进行。

5.1.1 由动物饲养人员提出动物淘汰申请，申请应包括：动物名称、级别、购买时间、编号、淘汰原因。

5.1.2 申请由化验室负责人确认后，报质量保证科批准。

5.1.3 批准后的淘汰申请方可执行。

文件编号：SP-DW-SOP-09-004-01页号3－25.1.4 淘汰的动物应有记录，记录包括：动物名称、级别、购买时间、编号、淘汰原因、处理方法。

5.2.实验动物实施安乐死的方法。

5.2.1遵循原则：尽量减少动物的痛苦，尽量避免动物产生惊恐、挣扎、吠叫；方法易操作；避开其他试验用动物，以避免不利影响；避开与试验无关人员；不能影响动物实验的结果；尽可能缩短死亡时间；注意人员安全。

5.3.安乐死的判定呼吸、心跳停止、瞳孔扩散、神经反射消失。

5.4.适用范围剩余动物的处理；濒死动物的处理；患病动物的处理；试验结束时动物的处理。

5.5. 安乐死具体方法5.5.1 颈椎脱臼法此方法主要适用于小鼠、豚鼠5.5.1.1 器材的准备解剖剪（直剪）或镊子5.5.1.2 小鼠颈椎脱臼的操作方法首先将小鼠放在饲养盒上，一只手抓住鼠尾，稍用力向后拉，另一只手的拇指和食指迅速用力往下按住其头部，也可以用手术剪刀或镊子快速压住鼠的颈部，两只手同时用力，使之颈椎脱臼，从而造成脊髓与脑髓断离，大、小鼠就会立即死亡。

5.5.1.3 豚鼠颈椎脱臼的操作方法先用左手以稳准的手法迅速扣住其背部，抓住其肩胛上方，用手指紧握住其颈部，然后用右手紧握住其两条后腿，旋转用力拉。

5.5.2 空气栓塞法此方法主要适用于兔子的操作。

处死小鼠的方法及注意事项小鼠啊，这些可爱又小小的生灵，在一些实验研究中却不得不面对被处死的命运，这听起来是不是有些残忍呢？但有时候这也是科学研究的需要呀。

先来说说颈椎脱臼法吧，这就好像是给小鼠来了个“快速解脱”。

用左手拇指和食指捏住小鼠的头颈部，右手捏住它的尾巴，然后快速用力地向相反方向牵拉，只听“咔嚓”一声，小鼠就去了另一个世界。

这方法呢，得快、准、狠，可不能拖泥带水，不然小鼠得多遭罪呀！而且操作的时候手可得稳，要是没弄好，那小鼠得多痛苦呀。

还有就是断头法，这就像是给小鼠来了个“一刀两断”。

用专门的工具，干脆利落地把小鼠的头砍下来。

这听起来是不是很血腥？但这确实是一种相对快速有效的方法呢。

不过这可得注意安全，别一不小心伤着自己了。

再说说放血法，就好像是让小鼠的生命之泉慢慢流干。

可以切开小鼠的动脉或静脉，让血液慢慢流出来，小鼠也就渐渐失去了生机。

这可需要点耐心和技巧哦，不能乱切一气。

安乐死呢，算是比较人道的一种方法啦。

给小鼠注射一些药物，让它在不知不觉中就睡去，再也醒不过来。

这就像是给小鼠打了一针“温柔的毒药”，让它没有痛苦地离开。

在处死小鼠的时候，有好多注意事项呢！比如说要选择合适的工具和方法，不能随随便便就开始，不然不仅小鼠遭罪，实验结果可能也不准确呀。

还有啊，操作的时候一定要小心谨慎，别毛手毛脚的，万一弄出什么意外可怎么办？而且要尊重这些小生命，虽然它们是为了科学而献身，但我们也不能不把它们当回事呀。

你说，这些小鼠为了我们人类的科学进步付出了生命，我们是不是应该好好珍惜它们的付出呢？是不是应该更努力地去探索、去发现，让它们的牺牲变得更有价值呢？每次想到这些，我就觉得我们肩上的担子更重了呢。

总之呢，处死小鼠虽然是不得已的事情，但我们也要尽可能地让它们走得没有痛苦，让我们的实验更加严谨、准确。

这既是对小鼠的尊重，也是对科学的尊重呀！。

小鼠的解剖及组织观察实验报告一、实验目的1、熟悉小鼠的外部形态和内部结构。

2、掌握小鼠的解剖方法和操作技巧。

3、观察小鼠主要器官的组织形态和结构特点。

二、实验材料1、实验动物：健康成年小鼠若干只。

2、实验器械：解剖盘、解剖剪、镊子、手术刀、大头针等。

3、实验试剂：75%酒精、生理盐水等。

三、实验步骤（一）小鼠的处死1、采用颈椎脱臼法处死小鼠。

用左手拇指和食指捏住小鼠的头颈部，右手拉住小鼠的尾巴，将小鼠头部用力向后上方牵拉，使小鼠的颈椎脱位，迅速死亡。

（二）小鼠的外部形态观察1、观察小鼠的整体外形，包括体型、毛色、头尾、四肢等。

2、注意小鼠的性别特征，雄鼠的生殖器距离肛门较远，有明显的睾丸；雌鼠生殖器距离肛门较近。

（三）小鼠的解剖1、将处死的小鼠仰卧固定在解剖盘上，用大头针固定四肢。

2、用酒精棉球擦拭小鼠腹部的皮毛，使其湿润。

3、用手术刀在小鼠腹部正中线从胸骨剑突下至耻骨联合处做一个纵切口，然后沿两侧腹股沟向左右横切，小心地剥离腹部皮肤。

4、沿腹白线切开腹壁肌肉，暴露腹腔。

注意不要损伤腹腔内的脏器。

5、观察腹腔内的脏器位置和形态，依次辨认肝、胃、肠、脾、肾等器官。

（四）小鼠器官的观察和组织取样1、肝脏：观察肝脏的颜色、质地和分叶情况。

用镊子轻轻夹取一小块肝脏组织，放入盛有生理盐水的培养皿中，用于后续的组织切片制作。

2、胃：观察胃的形态和位置，区分胃的贲门、幽门和胃体。

3、肠：观察小肠和大肠的区别，注意肠壁的结构和肠系膜的分布。

4、脾：观察脾的形状和颜色，注意其与周围组织的连接。

5、肾：观察肾的位置、形态和颜色，区分皮质和髓质。

（五）小鼠胸腔的解剖1、用剪刀小心地剪断肋骨，打开胸腔，暴露心肺等器官。

2、观察心脏的外形和位置，区分心房和心室。

3、观察肺的形态和颜色，注意其与气管的连接。

（六）小鼠组织切片的制作和观察（如有条件）1、将取好的组织块经过固定、脱水、包埋、切片等步骤制作成组织切片。

2、用苏木精伊红（HE）染色法对切片进行染色。

小鼠咋猝死规范
1、脊椎脱臼法规范
右手抓住鼠用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即猝死。

2、断头法规范
实验者戴上棉绿纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。

小鼠处死法相同。

3、击打法规范
右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即猝死。

用小木锤用力击打鼠头部也可致死。

4、急性大失血法规范
可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即猝死。

5、化学致死法规范
吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为02-0、5%环境中即可致死。

皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。

士的年注射量，小鼠为076~2、0mg/kg体重，大鼠30-3、5ml/kg体重。

氯化钾处死大鼠剂量：25%溶液0、6ml/只静脉注入。

快速处死小鼠的专业方法：这是在动物试验中最常用的也是最使用的处死小鼠的方法，要领是拉的时候必须要快速使劲，才可让小鼠瞬间猝死，如果拉时固定小鼠头部的手指松了有可能造成小鼠转身咬
伤手指的事故发生。

脊柱脱臼法规范：用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间猝死。

小鼠颈椎脱臼法处死的方法全文共四篇示例，供读者参考第一篇示例：小鼠颈椎脱臼法是一种常用的实验动物处死方法，通常用于科研实验或者教学实验中。

在实验室动物处死的过程中，使用小鼠颈椎脱臼法是比较常见的一种方法，这种方法操作简单，并且能够迅速而有效地让小鼠死亡，减少小鼠的痛苦。

需要准备好所需的工具及小鼠。

在操作之前，需要将用于处死的工具进行消毒处理，以确保操作过程的卫生和安全。

可以选择使用针头或者金属棒作为工具，确保具有一定的硬度和锋利度，以便于在操作过程中快速而准确地实施颈椎脱臼。

接下来，将小鼠放置在一个固定的位置上，例如一个固定的台子或者悬挂的架子上，以确保小鼠在进行操作的过程中能够保持稳定。

然后，使用所准备好的工具，将其精准地放置在小鼠的颈部，同时用力向下压迫颈椎，直至颈椎脱臼，从而导致小鼠迅速死亡。

在操作过程中，需要保持手法准确、稳定，以确保能够尽快且有效地让小鼠死亡。

还需要注意观察小鼠的生理反应，如果发现小鼠有生命迹象或者痉挛等情况，应及时进行处置，以免引起不必要的痛苦和害怕。

在完成操作后，需要将小鼠的尸体妥善处理，可以选择进行焚化或者尸体处理，以确保不会对环境和人员造成任何污染或危害。

小鼠颈椎脱臼法是一种常见的实验动物处死方法，操作简单且有效，能够迅速让小鼠死亡，减少小鼠的痛苦。

但是在实施过程中，需要注意操作的准确性和稳定性，以确保操作的效果和安全性。

希望大家在使用小鼠颈椎脱臼法时能够遵守相关的规范和要求，确保实验工作的顺利进行。

第二篇示例：小鼠是实验室中常见的实验动物，用于进行各种科学研究和药物试验。

在进行实验过程中，有时候需要对小鼠进行处死，以获取实验数据或者进行解剖。

在实验室中，小鼠颈椎脱臼法是一种常见的处死方法。

本文将介绍小鼠颈椎脱臼法的操作步骤，注意事项以及该方法的优缺点。

操作步骤：1. 准备工作：首先需要准备好处死小鼠的场地和工具，确保操作环境干净整洁，避免交叉感染。

同时准备好合适大小的小鼠。

脾细胞的获取最后一次免疫后10天，处死小鼠1）小鼠脱颈臼处死，在75%酒精中浸泡1~2分钟2）剪开左侧腹胸交接部皮肤和肌肉，暴露脾脏，用小镊子将脾镊起，剪下，除去非脾组织，在无血清培养基中洗一下。

置于200目筛网上，筛网置于盛在12ml无血清RPMI-1640的6ml平皿上。

3）用注射器研磨脾脏，使细胞通过筛网，落于平皿中的培养基中。

4）将细胞悬液转入无菌离心管中，1000-2000rpm，3’，室温。

5）弃上清，打散细胞后加入5ml 红细胞裂解液, 室温放置6’6）加5ml PBS,离心，弃上清，打散细胞。

7）用7 ml无血清培养基洗一次，再用7 ml有血清培养基洗一次8）将细胞体积调至5ml , 稀释100倍计数，调成2*106/ml，接种于24孔板。

每种细胞分别接终于3个孔中，第一个孔1ml，用于细胞计数，第二个孔1ml,用于第二天加多肽，第三个孔0.5ml，用于第二天加入ELISPOT中。

9）剩余的细胞，每种分成两管冻存。

细胞的冻存：介于DMSO对细胞有刺激和伤害作用，故为提高冻存细胞的存活率，在细胞冻存过程中应注意两个原则：1。

添加DMSO时应有少到多，由慢到快，使细胞周围的DMSO缓慢增加，2。

冻存液以及冻存管应冰水预冷。

自配的细胞冻存液：溶液Ⅰ：10mlDMSO40ml含10%FCS 的RPMI-1640培养基溶液Ⅱ：26ml FCS24ml RPMI-1640培养基用法：1. 离心细胞，弃上清。

2．取1ml溶液Ⅰ，重悬细胞。

3．取1ml溶液Ⅱ，缓慢滴入滴入前一步的溶液Ⅰ中，边滴边混匀。

4．分装入两个冻存管中，现在-80℃放置过夜，再转入液氮保存。

实验动物处死方法一、椎脱臼处死法此法是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。

操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部，右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。

二、断头处死法此法适用于鼠类等较小的实验动物。

操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。

三、击打头盖骨处死法主要用于豚鼠和兔的处死。

操作时抓住实验动物尾部并提起，用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。

四、放血处死法此法适用于各种实验动物。

具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。

犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。

操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。

五、空气栓塞处死法处死兔、猫、犬常用此法。

向实验动物静脉内注入一定量的空气，形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞，或导致心腔内充满气泡，心脏收缩时气泡变小，心脏舒张时气泡变大，从而影响回心血液量和心输出量，引起循环障碍、休克、死亡。

空气栓塞处死法注入的空气量，猫和兔为20～50ml，犬为90～160ml。

六、过量麻醉处死法此法多用于处死豚鼠和家兔。

快速过量注射非挥发性麻醉药（投药量为深麻醉时的30倍），或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经经过过度抑制，导致死亡。

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常用实验动物各种处死方法（一）大鼠和小鼠１脊椎脱臼法：右手抓住尾巴将动物放在鼠笼盖或粗糙的表面上向后拉，用左手拇指和食指用力向下按住鼠头，使颈椎脱臼（脊髓与脑髓拉断），动物立即死亡。

２断头法：此法适用于鼠类小动物。

用剪刀在颈部将鼠头剪断，并使颈部对准容器，以免血液四溅。

由于脑脊髓离断且大量出血，动物立即死亡。

３击打法：此法适用于大鼠、家兔等。

抓住动物尾部，提起，用力摔击头部，或用木捶用力捶其后脑部，动物痉挛后即处死。

４急性失血法：常剪断动物的股动脉，放血致死。

如果正在做手术性或解剖性实验，可剪断颈动脉，腹主动脉或剪破心脏放血。

可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，大量失血而致死。

５化学药物致死法：在一密闭容器内，预先放有浸有全身麻醉作用的乙醚或氯仿的棉花，将动物投入容器内，使动物吸入麻醉药而致死。

也可皮下注射士的宁（马钱子碱），注射量为小鼠０.７６～２.０ｍｇ／ｋｇ，大鼠为３.０～３.５ｍｇ／ｋｇ。

（二）狗、猫、兔、豚鼠１空气栓塞法此法适用于较大动物的处死。

向动物静脉内注射注入一定量的空气使之发生空气栓塞，形成严重的血液循环障碍而死。

兔、猫用此法处死需注入20～40ml空气，犬致死的空气剂量为80～150ml。

一般注如入后动物能很快死亡。

本法的优点是处死方法简单、迅速。

缺点是由于动物死于急性循环衰竭，各脏器淤血十分明显。

２急性失血法先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔，再切断股动脉或腹主动脉，迅速放血。

放血时可用湿纱布擦，或用少量自来水冲洗切口，以保持其畅通，动物在３～５分钟内即可死亡。

采用此法动物十分安静，对脏器无损害，但器官贫血比较明显。

小鼠等小动物可采用颈总动脉大量失血而致死的方法。

犬等大型动物要先麻醉后放血，要使放血的切口保持通畅，一般在股三角区横切约lOcm的切口，切断股动、静脉，便大量失血而死。

３破坏延脑法对家兔可用木捶用力捶其后脑部，损坏延脑，动物痉挛后死亡。

小鼠处死方法小鼠是一种常见的实验动物，它们在医学研究、药物测试等领域发挥着重要作用。

然而，当实验结束或者需要进行解剖时，需要对小鼠进行处死。

正确的处死方法不仅可以减少小鼠的痛苦，还可以确保实验数据的准确性。

下面将介绍几种常见的小鼠处死方法。

1. 离体心脏灭活法。

将小鼠放置在催眠盒中，待其完全进入催眠状态后，取出小鼠并迅速进行解剖。

将小鼠的心脏暴露在外，用利器迅速刺破心脏，使其停止跳动。

这种方法可以迅速有效地处死小鼠，减少其痛苦。

2. 麻醉药物注射法。

将小鼠放置在催眠盒中，给予适量的麻醉药物注射，使小鼠迅速进入昏迷状态。

在确保小鼠完全失去知觉后，可继续使用其他方法进行处死。

这种方法可以减少小鼠的痛苦，是一种比较常用的处死方法。

3. 颈椎脱臼法。

将小鼠放置在特制的夹具中，用手或者专用的工具迅速将小鼠的颈椎脱臼，使其立即失去知觉并停止呼吸。

这种方法需要操作者具有一定的技术和经验，但可以迅速有效地处死小鼠，减少其痛苦。

4. 二氧化碳麻醉法。

将小鼠放置在装有二氧化碳气体的密闭容器中，逐渐增加二氧化碳浓度，使小鼠迅速失去知觉并最终死亡。

这种方法可以减少小鼠的痛苦，但需要注意控制二氧化碳的浓度和暴露时间，以避免造成不必要的痛苦。

5. 头部损伤法。

将小鼠放置在特制的夹具中，用重物或者专用的工具迅速对小鼠的头部进行损伤，使其立即失去知觉并停止呼吸。

这种方法需要操作者具有一定的技术和经验，但可以迅速有效地处死小鼠，减少其痛苦。

在进行小鼠处死时，需要严格遵守相关的法律法规和实验室操作规程，确保操作安全、准确和合乎伦理。

同时，需要尽量减少小鼠的痛苦，提高实验数据的准确性和可靠性。

希望大家在进行小鼠处死时能够选择合适的方法，并严格遵守操作规程，做到科学、合理、人道。

实验动物处死(鼠，兔类)标准操作规程(SOP)目的：遵循安乐死的原则，在不影响动物实验结果的前提下，使实验动物短时间无痛苦地死亡。

主体内容：一、颈椎脱臼（断颈）处死法此法是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。

操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部，右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。

二、断头处死法此法适用于鼠类等较小的实验动物。

操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。

三、击打头盖骨处死法主要用于豚鼠和兔的处死。

操作时抓住实验动物尾部并提起，用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。

四、放血处死法此法适用于各种实验动物。

具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。

如兔等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。

操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。

五、空气栓塞处死法处死兔类常用此法。

向实验动物静脉内注入一定量的空气，形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞，或导致心腔内充满气泡，心脏收缩时气泡变小，心脏舒张时气泡变大，从而影响回心血液量和心输出量，引起循环障碍、休克、死亡。

一般空气栓塞处死法注入的空气量兔为20~50ml。

六、过量麻醉处死法此法多用于处死豚鼠和家兔。

快速过量注射非挥发性麻醉药（投药量为深麻醉时的30倍），或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经经过过度抑制，导致死亡。

七、毒气处死法让实验动物吸入大量CO2等气体而中毒死亡。

实验动物的取血标准操作规程(SOP)目的：规范实验动物(家兔、狗，豚鼠，)取血的方法和途径,主体内容：（一）家兔1．耳缘静脉取血法选好耳缘静脉，拔去被毛，用二甲苯或酒精涂擦局部，小血管夹夹紧耳根部，使血管充血扩张。

一、目的实验动物的处死和处置是进行动物试验的重要步骤。

在许多动物实验中，必须处死的实验动物应采用安死术，以减少动物不必要的痛苦。

二、适用范围适用于中国国家流感中心的所有技术人员对实验动物进行处死和处置。

三、程序（一）生物安全要求接种过H5、H7亚型高致病性禽流感病毒，H2N2亚型流感病毒的动物处死和处置操作需要在动物生物安全三级实验室（ABSL-3）进行。

其它动物处死和处置操作需要在动物生物安全二级实验室（ABSL-2）中进行。

（二）材料1.实验动物：中小型实验动物，如：小鼠、大鼠、豚鼠、兔等。

2.其他：注射器、手术刀、药物等。

（三）实验步骤1．大鼠和小鼠的处死（1）颈椎脱臼法1）操作者穿上工作服，戴上口罩和手套，将小鼠或大鼠放在表面粗糙的台面上，用左手拇指、食指按住鼠的头部。

2）右手将鼠尾根部用力向后上方拉，导致颈椎脱臼，动物立即死亡。

3）实验完成后将动物尸体放入生物安全袋中，集中焚烧处置。

（2）击打法1）实验者穿上工作服，戴上口罩及手套。

2）右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。

3）用小木锤用力击打鼠头部也可致死。

4）实验完成后将动物尸体放入生物安全袋中，集中焚烧处置。

标准操作规程（SOP ）——死和处置（3）急性大量放血法1）实验者穿上工作服，戴上口罩及手套。

2）将动物麻醉后，在股动脉、股静脉处切开血管，并保持通畅，大量失血后，动物迅速死亡。

3）用于大鼠时可将颈动脉、颈静脉切开放血。

4）实验完成后将动物尸体放入生物安全袋中，集中焚烧处置。

2．豚鼠、家兔的处死（1）空气栓塞法：常用于兔的处死。

（2）实验者穿上工作服，戴上口罩及手套。

（3）左手持兔耳，用酒精棉球擦拭耳缘静脉，使血管暴露出来。

（4）右手持注射器，在兔的耳缘静脉处注射一定量空气(20-40mL)。

（5）处死大鼠时，可在尾静脉或颈静脉血管中注入一定量的空气。

（6）当空气注入静脉后，可在右心随着心脏的跳动使空气与血液相混致血液成泡沫状，随血液循环到全身。

小鼠脱颈处死的要点小鼠脱颈处死是一种常见的动物实验方法，用于研究和测试各种疾病和药物。

本文将从准备工作、操作步骤、注意事项和伦理道德等方面，详细介绍小鼠脱颈处死的要点。

一、准备工作在进行小鼠脱颈处死实验前，需要做好以下准备工作：1. 实验室环境准备：确保实验室干净、整洁，并保持适宜的温度和湿度。

2. 实验设备准备：准备好所需的工具和器材，包括手套、注射器、剪刀、杀菌棉球等。

3. 麻醉药物准备：根据实验需要选择合适的麻醉药物，如异氟醚、氯胺酮等，并将其按照正确的剂量配制好。

二、操作步骤进行小鼠脱颈处死实验时，需要按照以下步骤进行操作：1. 麻醉小鼠：将小鼠置于适当的麻醉器具中，使用注射器将麻醉药物缓慢注射到小鼠体内，待小鼠完全麻醉后进行下一步操作。

2. 固定小鼠：使用合适的方法将小鼠固定在实验台上，以确保操作的准确性和安全性。

3. 确认麻醉情况：在进行下一步操作前，需要确认小鼠已完全麻醉，通常可通过观察呼吸和反射等指标来判断。

4. 脱颈处死：使用专用的工具或器械，将小鼠的颈部迅速切断，以实现处死的目的。

三、注意事项在进行小鼠脱颈处死实验时，需要注意以下事项：1. 安全操作：操作人员应严格遵守实验室安全规范，佩戴好手套、口罩等防护用具，以防止交叉感染和意外伤害的发生。

2. 麻醉剂选择：选择适合的麻醉药物，并按照正确的剂量使用，以确保小鼠在实验过程中不会感受到疼痛和不适。

3. 操作准确：操作人员要具备一定的实验技巧和经验，确保脱颈处死的准确性和迅速性，避免给小鼠带来不必要的痛苦。

4. 遵循伦理要求：在进行小鼠脱颈处死实验前，需要获得相关伦理审批，并遵循伦理要求和动物保护法律法规，确保实验的合法性和合规性。

四、伦理道德小鼠脱颈处死作为一种动物实验方法，涉及到伦理和道德问题。

在进行小鼠脱颈处死实验前，需要经过伦理审批，并遵守相关的伦理要求和法律法规。

伦理审批是对实验方案的伦理合理性和道德可接受性的评估和审查，确保实验不会给动物带来不必要的痛苦和伤害。

动物安乐死发布时间：2009年12月06日20:53:48 安死术（euthanasia）是指公众认可的、以人道主义的方法处死实验动物的过程，即达到没有惊恐或焦虑而安静地、无痛苦地死亡。

安乐死方法的最重要的标准是：安乐死应具有保证实验动物中枢神经系统立即达到死去痛觉的早期抑制作用。

选择哪种安乐死术必须根据待处死动物的感觉能力而不是根据实验研究人员和操作者的主观感觉，尽管后者是不容忽视的。

因此断头术或放血致死还不失为人道主义的安乐死法。

安乐死的方法对动物的物种和年龄应是适宜的，而且应是无痛苦，不引起兴奋，能快速导致意识丧失和死亡。

此外，方法应是可靠、可重复和不可逆的。

推荐的安乐死方法见表。

建议在实施安乐死之前，对猫、犬及大型实验动物，都应使用兴奋剂。

如果可能，即将处死的动物不应该和其他实验动物在同一个房间里，特别是当用比较残忍的方法时，如断头法。

安乐死实施后，确认动物死亡十分关键。

死亡症状有心跳、呼吸停止、反射缺失。

可通过放血或取出心脏，毁损大脑、断头、切除内脏、出现尸僵来确保实验动物死亡。

施行实验动物的安死术较伴侣动物或家畜更困难。

因为它除了必须是人道的，不产生疼痛、惊恐、挣扎、叫喊以及不适的其他表现；对操作人员安全；容易操作；作用快；与动物的年龄、品系、健康状况和数量相适应；道德之能为操作人员所接受；可靠且能重复；不可逆；对环境无污染或无有害影响；对药物滥用无大的潜在危险；经济。

作为科学研究所使用的实验动物，还必须安乐死方法不引起组织的化学变化；不增加组织的化学负荷；不引起会干涉其后研究工作的组织病理学变化。

研究者通常应该知道何种研究工作应采用处死方法。

安乐死是实验动物和动物实验中处死实验动物的一种手段，这是从人道主义和动物保护角度，在不影响实验结果的同时，尽快让动物无痛苦死去的方法。

实验动物安乐死，有的是因为中断实验而淘汰动物的需要，有的是因为实验结束后做进一步检查的需要，有的是因为保护健康动物而处理患病动物的需要。

第1篇一、实验目的1. 掌握动物处死的基本方法，确保实验动物在处死过程中减少痛苦。

2. 熟悉不同动物处死方法的操作步骤和注意事项。

3. 了解动物处死过程中的伦理问题和法律规定。

二、实验材料1. 实验动物：小白鼠、豚鼠、兔子等。

2. 实验器材：剪刀、止血钳、手术剪、注射器、乙醚、麻醉剂、解剖台等。

三、实验方法1. 颈椎脱臼处死法（1）操作步骤：用左手抓住实验动物尾部，将其提起，放在粗糙面上。

用右手拇指和食指捏住动物头部，向下按压，使颈椎脱臼。

此时，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。

（2）注意事项：操作过程中要轻柔，避免对实验动物造成二次伤害。

2. 断头处死法（1）操作步骤：用左手按住实验动物背部，拇指夹住右腋窝，食指和中指夹住左前肢。

右手用剪刀在动物颈部垂直剪断，使动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。

（2）注意事项：操作过程中要迅速、准确，避免对实验动物造成二次伤害。

3. 击打头盖骨处死法（1）操作步骤：用左手抓住实验动物尾部，提起，用右手用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。

（2）注意事项：操作过程中要迅速、准确，避免对实验动物造成二次伤害。

4. 放血处死法（1）操作步骤：用注射器抽取实验动物血液，使动物因失血过多而死亡。

（2）注意事项：操作过程中要迅速、准确，避免对实验动物造成二次伤害。

5. 吸入麻醉剂处死法（1）操作步骤：将实验动物放入充满乙醚的容器中，使其吸入乙醚，直至死亡。

（2）注意事项：操作过程中要控制好乙醚浓度，避免实验动物在处死过程中痛苦。

四、实验结果1. 通过本次实验，我们掌握了动物处死的基本方法，确保实验动物在处死过程中减少痛苦。

2. 熟悉了不同动物处死方法的操作步骤和注意事项。

3. 认识到动物处死过程中的伦理问题和法律规定，提高了我们的实验素养。

五、实验讨论1. 在实验过程中，我们深刻认识到动物处死的重要性，以及对实验动物福利的重视。

2. 在选择动物处死方法时，应根据实验动物种类、实验目的等因素综合考虑，确保实验动物在处死过程中减少痛苦。

一、实验目的1. 掌握小鼠处死的方法，提高动物实验操作技能。

2. 熟悉实验动物的伦理道德，培养爱护动物、尊重生命的意识。

二、实验原理小鼠处死是实验动物操作过程中的一项基本技能，对于保证实验结果的准确性和可靠性具有重要意义。

常用的处死方法有：颈椎脱位法、空气栓塞法、二氧化碳窒息法等。

本实验采用颈椎脱位法处死小鼠，此方法操作简单、效果可靠。

三、实验材料1. 实验动物：小鼠若干只2. 实验器材：颈椎脱位器、解剖盘、剪刀、镊子、酒精棉球、生理盐水、计时器等四、实验步骤1. 实验动物准备：将小鼠放入实验箱内，适应环境10-15分钟。

2. 麻醉：用酒精棉球擦拭小鼠头部，使其失去意识。

3. 颈椎脱位操作：a. 将小鼠固定在解剖盘上，使其呈仰卧位。

b. 用剪刀剪开小鼠颈部皮肤，暴露出颈椎。

c. 用颈椎脱位器将小鼠颈椎脱位，使其死亡。

4. 处理尸体：将处死的小鼠尸体放入实验箱内，等待后续处理。

5. 实验数据记录：记录实验过程中所用时间、小鼠数量、处死方法等。

五、实验结果1. 处死时间：颈椎脱位法处死小鼠的平均时间为5-10秒。

2. 处死效果：实验过程中，小鼠在颈椎脱位后迅速死亡，无挣扎现象。

六、实验讨论1. 颈椎脱位法是一种快速、有效的处死方法，适用于实验动物处死。

2. 在实验过程中，应注意以下几点：a. 麻醉：确保小鼠失去意识，避免因挣扎而造成伤害。

b. 操作：操作时应轻柔、迅速，避免对小鼠造成不必要的痛苦。

c. 处理尸体：处死后的尸体应妥善处理，避免环境污染。

七、实验结论本实验采用颈椎脱位法处死小鼠，操作简单、效果可靠。

实验过程中，遵循动物实验伦理道德，确保了实验动物的权益。

通过本次实验，提高了实验操作技能，培养了爱护动物、尊重生命的意识。

八、实验反思1. 在实验过程中，应充分了解实验动物的生理、心理特点，尽量减少实验动物的痛苦。

2. 加强动物实验伦理教育，提高实验人员的道德素质。

3. 探索更加人性化的实验动物处死方法，以减少实验动物的痛苦。

小鼠处死方法小鼠是一种常见的实验动物，常常被用于实验室的科研工作中。

在实验完成后，需要对小鼠进行处死，以结束它们的生命。

正确的处死方法不仅可以减少小鼠的痛苦，还可以保证实验结果的准确性。

下面将介绍几种常见的小鼠处死方法。

1. 麻醉后处死。

将小鼠放入适当的麻醉箱中，使用合适的麻醉药物将其麻醉。

待小鼠完全麻醉后，可以选择以下方式进行处死：颈椎脱位，将小鼠放在坚硬的表面上，用手轻轻按住小鼠的头部，另一只手快速向下拉动小鼠的尾部，使颈椎脱位，达到迅速而无痛的处死效果。

离体心脏穿刺，在小鼠完全麻醉后，可以通过心脏穿刺的方式迅速处死小鼠，这需要专业技能和经验，不适合普通人操作。

2. CO2麻醉后处死。

将小鼠放入装有适量CO2气体的密闭容器中，缓慢增加CO2浓度，直至小鼠完全失去知觉和呼吸。

然后可以选择以下方式进行处死：颈椎脱位，同上述方法。

离体心脏穿刺，同上述方法。

3. 颈椎脱位处死。

如果没有麻醉药物和专业设备，也可以选择直接进行颈椎脱位处死。

将小鼠放在坚硬的表面上，用手轻轻按住小鼠的头部，另一只手快速向下拉动小鼠的尾部，使颈椎脱位。

这种方法需要技巧和经验，否则容易造成小鼠痛苦。

4. 离体心脏穿刺处死。

同样是一种需要专业技能和经验的处死方法，不适合普通人操作。

在小鼠完全麻醉后，可以通过心脏穿刺的方式迅速处死小鼠。

在进行处死操作时，需要注意以下几点：尽量减少小鼠的痛苦，选择合适的处死方法。

需要尽快将小鼠的尸体处理妥善，避免对环境和其他动物造成影响。

处死操作需要在专业人员的指导下进行，确保操作的安全和准确性。

总之，小鼠处死是实验工作中不可或缺的一环，选择合适的处死方法可以减少小鼠的痛苦，保证实验结果的准确性。

在进行处死操作时，需要谨慎选择合适的方法，并在专业人员的指导下进行操作，以确保操作的安全和准确性。

实验动物的处死⽅法1．颈椎脱⾅法：是⼤、⼩⿏最常⽤的处死⽅法。

⽤拇指和⾷指⽤⼒往下按住⿏头，另⼀只⼿抓住⿏尾，⽤⼒稍向后上⽅⼀拉，使之颈椎脱⽇，造成脊髓与脑髓断离，动物⽴即死亡。

2．空⽓栓塞法：主要⽤于⼤动物的处死，⽤注射器将空⽓急速注⼊静脉，可使动物致死。

当空⽓注⼊静脉后，可在右⼼随着⼼脏的跳动使空⽓与⾎液相混致⾎液呈泡沫状，随⾎液循环到全⾝。

如进⼊肺动脉，可阻塞其分⽀，进⼊⼼脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞，发⽣严重的⾎液循环障碍，动物很快致死。

⼀般兔与猫可注⼊10～20ml空⽓。

狗可注⼊70～150ml空⽓。

3．急性⼤失⾎法：⽤粗针头⼀次采取⼤量⼼脏⾎液，可使动物致死。

豚⿏与猴等皆可采⽤此法。

⿏可采⽤眼眶动、静脉⼤量放⾎致死。

具体⽅法参看本章第五节，⼤、⼩⿏眼眶动、静脉的取⾎⽅法。

狗和猴等在⿇*醉状态下，暴露出动物的颈动脉，在两端⽤⽌⾎钳夹住，插⼊套管，然后放松近⼼端的钳⼦，轻轻压迫胸部，尽可能⼤量放⾎致死。

狗也可采⽤股动脉放⾎法处死。

硫喷妥钠 20～30mg／kg静脉注射，狗则很快⼊睡，然后暴露股三⾓区，⽤利⼑在股三⾓区作⼀个约10cm的横切⼝，将股动、静脉全部切断，⽴即喷出⾎液，⽤⼀块湿纱布不断擦去股动脉切⼝处的⾎液和凝块，同时不断⽤⾃来⽔冲洗流⾎，使股动脉切⼝保持通畅，动物3～5min内可致死。

4．吸⼊⿇*醉致死法：应⽤⼄醚吸⼊⿇*醉的⽅法处死。

⼤、⼩⿏在20～30秒陷⼈⿇*醉状态，3～5min 死亡。

应⽤此法处死豚⿏时，其肺部和脑会发⽣⼩出⾎点，在病理解剖时应予注意。

5．注射⿇*醉法：应⽤戊巴⽐妥钠注射⿇*醉致死。

豚⿏可⽤其⿇*醉剂量3倍以上剂量腹腔注射。

猫可采⽤本药⿇*醉量的2～3倍药量静脉注射或腹腔内注射。

兔可⽤本药80～100ml／kg的剂量急速注⼊⽿缘静脉内。

狗可⽤本药100mg／kg静脉注射。

6．其它⽅法：⼤、⼩⿏还可采⽤击打法、断头法、⼆氧化碳吸⼊法致死。

具体操作为右⼿抓住⿏尾提起动物，⽤⼒摔击⿏头部，动物痉挛致死，或⽤⼩⽊锤⽤⼒击打头部致死。

小鼠颈椎脱臼法处死的方法-概述说明以及解释1.引言1.1 概述小鼠颈椎脱臼法是一种常用于实验动物处死的方法，通过对小鼠进行颈椎脱臼，使其迅速失去生命体征。

这种方法通常被用于研究某些疾病模型的建立以及药物的评价等实验。

小鼠颈椎脱臼法相对简单易行且成本较低，因此在科研领域得到了广泛的应用。

在小鼠颈椎脱臼法中，实验者首先需要将小鼠固定在手术台上，并进行必要的麻醉操作以减少其痛苦。

接下来，实验者使用显微镜或其它细微的手术工具来准确地定位小鼠的颈椎位置。

然后，实验者将施加适当的力气或工具来实现颈椎的脱臼。

颈椎脱臼后，小鼠的呼吸和心跳将迅速停止，从而达到处死的效果。

小鼠颈椎脱臼法在实验动物处死中具有一定的优势和适用性。

首先，该方法操作简单并且操作时间短暂，对于实验者来说具有一定的易操作性。

其次，小鼠颈椎脱臼法相对于其它处死方法而言，成本较低，不需要昂贵的设备和药品等资源投入。

此外，该方法在研究特定疾病模型时，能够提供清晰、规范的处死结果，有助于实验数据的准确性和可比性。

然而，小鼠颈椎脱臼法在处死过程中也存在一些潜在的问题。

首先，由于手术操作的复杂性和小鼠个体的差异，操作者需要具备一定的技术和经验，以确保手术的准确性和成功率。

其次，这种方法对小鼠造成的痛苦程度和压力较大，需要实验者在操作过程中尽可能减少小鼠的痛苦。

综上所述，小鼠颈椎脱臼法是一种常用的实验动物处死方法，具有操作简单、成本低等优势。

然而，在使用该方法时需要注意减少小鼠的痛苦，并且实验者需要具备一定的技术和经验。

未来的研究还需要进一步探索和改进小鼠颈椎脱臼法，以提高操作的成功率和减少对小鼠的不适。

文章结构是指文章按照一定的逻辑和顺序进行组织和呈现的方式。

本文的结构如下：1. 引言1.1 概述在这一部分，我们将介绍小鼠颈椎脱臼法处死的方法并讨论其意义和重要性。

1.2 文章结构本文将按照以下顺序展开内容：首先介绍小鼠颈椎脱臼法，然后详细讨论该方法的处死过程。