莽草酸途径

一、莽草酸途径莽草酸途径，又称为莽草酸代谢途径，是一种生物合成途径，涉及到植物细胞壁的合成与代谢。

在这条途径中，莽草酸被转化为苯丙烷类化合物，进而参与植物细胞壁的合成。

莽草酸途径是植物细胞壁生物合成途径的重要组成部分，对于植物的生长发育具有重要意义。

1. 莽草酸的来源莽草酸是一种重要的中间代谢产物，由植物体内的糖代谢途径合成。

在植物细胞中，葡萄糖通过糖醇磷酸途径（PPP）转化为磷酸葡糖酸，接着经过一系列酶催化反应转化为莽草酸。

2. 莽草酸的转化莽草酸在细胞质中被转化为对羟基苯丙酸，接着通过酶催化反应，对羟基苯丙酸被还原为苯丙烷，参与到植物细胞壁的合成过程中。

3. 莽草酸途径在植物生长发育中的作用莽草酸途径是植物细胞壁合成途径的关键步骤，对于植物的生长发育具有重要意义。

植物细胞壁决定了植物的结构与形态，同时也与植物的适应环境能力息息相关。

莽草酸途径在植物生长发育过程中发挥着重要作用。

二、苯丙烷苯丙烷是一种重要的有机化合物，广泛存在于植物细胞壁中，并参与植物的生长发育过程。

在植物中，苯丙烷通过莽草酸途径合成，是植物细胞壁合成途径的重要产物。

1. 苯丙烷的结构与性质苯丙烷是一种具有芳香环的有机化合物，含有一个苯环和一个丙烷基团。

其结构稳定，化学性质活泼，是一种重要的合成原料。

2. 苯丙烷在植物细胞壁中的作用苯丙烷是植物细胞壁合成途径的重要中间产物，参与到植物细胞壁的合成过程中。

植物细胞壁决定了植物的形态与结构，同时也对植物的生长发育起着重要作用。

3. 苯丙烷的应用苯丙烷作为一种重要的有机合成原料，广泛应用于香料、染料、医药、农药等领域。

其稳定的化学结构和丰富的化学性质，使其成为了许多合成化合物的重要前体。

三、特异木质素合成途径特异木质素合成途径是植物细胞壁生物合成途径的重要组成部分，涉及到植物木质素合成的重要中间产物。

在这条途径中，各种酶催化反应将苯丙烷类化合物转化为木质素，参与植物细胞壁的合成。

1. 特异木质素合成途径的主要步骤在特异木质素合成途径中，苯丙烷类化合物首先经过酶催化反应转化为对前苯醇，随后再经过一系列酶催化反应转化为丙烯基酚。

各类中药化学成分的主要生物合成途径乙酸-丙二酸途径:脂肪酸类,酚类,醌类；甲戊二羟酸途径:萜类,甾类；莽草酸途径:即桂皮酸途径,苯丙素类,木脂素类,香豆素类；氨基酸途径 :生物碱类溶剂提取法（常用溶剂及极性）（1）溶剂按极性分类：三类，即亲脂性有机溶剂、亲水性有机溶剂和水。

溶剂按极性由弱到强的顺序如下：石油醚＜四氯化碳＜苯＜二氯甲烷＜氯仿＜乙醚＜乙酸乙酯＜正丁醇＜丙酮＜甲醇（乙醇）＜水。

甲醇（乙醇）是最常用的溶剂,能用水任意比例混合.分子大,C多,极性小,反之,大..按相似相溶原理,极性大的溶剂提取极性大的化合物提取方法①煎煮法：挥发性及加热易破坏,多糖类不宜用。

②浸渍法：不用加热，适用于遇热易破坏或挥发性成分，含淀粉或黏液质多的成分,但效率不高。

③渗漉法：效率较高。

④回流提取法:受热易破坏的成分不宜用。

⑤连续回流提取法：有机溶剂，索氏提取器或连续回流装置。

⑥水蒸气蒸馏法: 适于具挥发性，能随水蒸气蒸馏而不被破坏的。

挥发油、小分子生物碱、酚类、游离醌类等：⑥超临界萃取法:以CO2为溶剂.用于极性低的化合物，室温下工作,几乎不用有机溶剂,环保分离方法①吸附色谱：利用吸附剂对被分离化合物分子的吸附能力的差异，而实现分离的一类色谱。

硅胶用于大多数中药成分；氧化铝用于碱性或中性亲脂性成分如生物碱、萜、甾；活性炭用于水溶性物质如氨基酸、糖类和某些苷类；聚酰胺用于酚醌如黄酮、蒽醌及鞣质。

②凝胶色谱：主要是分子筛作用，根据凝胶的孔径和被分离化合物分子的大小而达到分离目的。

③离子交换色谱：基于各成分解离度的不同而分离。

主要用于生物碱、有机酸及氨基酸、蛋白质、多糖等水溶性成分的分离纯化。

④大孔树脂色谱：一类没有可解离基团，具有多孔结构，不溶于水的固体高分子物质。

它可以通过物理吸附有选择地吸附有机物质而达到分离的目的。

是反相的性质，一般被分离物质极性越大，越先被洗脱下来，极性越小，越后洗脱下来。

应用于中药有效部位或有效成分的分离富集。

葡萄果实中莽草酸途径与多酚积累的关系摘要概述了莽草酸途径及其在植物次生代谢中的重要作用、葡萄果实类黄酮代谢与调控的研究现状,并对莽草酸代谢与葡萄多酚积累的关系进行探讨和展望。

关键词莽草酸途径;类黄酮代谢;多酚积累葡萄果实RelationshipbetweenShikimateAcidPathwayandPolyphenolAccumulationinGrap eBerriesLI Chun-lan(College of Biolgical Science and Technology,Beijing Forestry University,Beijing 100083)AbstractIn this paper,shikimate acid pathway and its role in plant secondary metabolism were summarized,as well as the research status offlavonoid metabolism and regulation in grape berries. Finally,the relationship between shikimate acid metabolism and polyphenol accumulation wasdiscussed.Key wordsshikimate acid pathway;flavonoid metabolism;polyphenol accumulation grape berry1莽草酸途径的简介莽草酸途径是存在于植物、真菌和微生物中重要的代谢途径,是连接糖代谢和次生代谢的主要桥梁。

糖酵解途径(EMP)产生的磷酸烯醇式丙酮酸(PEP)和戊糖磷酸途径(PPP)产生的赤藓糖-4-磷酸(E4P)进入莽草酸途径(Shikimate pathway),经过7个步骤的反应形成分支酸(Chorismate)。

莽草酸（shikimic acid）是一种化学物质，广泛存在于植物中，尤其是杜鹃花科、爵床科、豆科、苦苣苔科、马鞭草科、唇形科、大戟科等植物中。

莽草酸是一种重要的化工原料和药物中间体，可用于合成多种药物，如抗流感药物达菲（Tamiflu）、抗病毒药物金刚烷胺（Amantadine）等。

此外，莽草酸还具有抗菌、抗氧化、抗炎等多种生物学活性。

莽草酸的代谢途径主要包括以下几个步骤：1. 莽草酸在细胞质中被酶催化水解，生成莽草酸-7-磷酸（shikimic acid-7-phosphate）。

2. 莽草酸-7-磷酸在细胞质中被磷酸酶催化脱去磷酸基，生成莽草酸-7-羟基酸（shikimic acid-7-hydroxy acid）。

3. 莽草酸-7-羟基酸在细胞质中被还原酶催化还原，生成莽草酸-7-醛（shikimic acid-7-aldehyde）。

4. 莽草酸-7-醛在细胞质中被氧化酶催化氧化，生成莽草酸-7-酮（shikimic acid-7-one）。

5. 莽草酸-7-酮在细胞质中被还原酶催化还原，生成莽草酸-7-羟基酸。

6. 莽草酸-7-羟基酸在细胞质中被转酮酶催化脱羧，生成莽草酸-3-羧酸（shikimic acid-3-carboxylic acid）。

7. 莽草酸-3-羧酸在细胞质中被转氨酶催化脱氨，生成莽草酸-3-酮（shikimic acid-3-one）。

8. 莽草酸-3-酮在细胞质中被氧化酶催化氧化，生成莽草酸。

莽草酸的代谢途径涉及多个酶的参与，其中莽草酸-7-磷酸合成酶、莽草酸-7-羟基酸还原酶、莽草酸-7-醛氧化酶、莽草酸-7-酮还原酶等是关键的酶。

莽草酸的代谢途径是植物代谢的一个重要组成部分，对于植物的生长发育、防御反应等具有重要的作用。

同时，莽草酸的代谢途径也为合成药物提供了重要的原料和途径。

一种莽草酸的合成方法
莽草酸是一种具有重要生物活性的天然产物，其合成方法有多种，其中一种常用的方法如下：
1. 将苯甲醛和乙酰乙酸乙酯以摩尔比1:1.2混合，加入氢氧化钠水溶液，反应过程中加入甲醇作溶剂，将反应混合物搅拌，控制反应温度不超过25℃，使反应完全进行。

2. 将反应得到的产物过滤并洗涤干净，用正己烷提取，然后用无水氢氯酸处理，得到莽草酸乙酯。

3. 最后，用硫酸钠水溶液将莽草酸乙酯水解，得到莽草酸。

以上就是一种较为常用的莽草酸合成方法，虽然有点麻烦，但可以得到纯度较高的产品，适合用于实验室合成。

莽草酸合成途径
莽草酸有三种合成途径：
1.莽草酸主要来源于生物提取，尤其是植物和微生物细胞。

例如，木兰科植物八角茴香的果实是工业上获得莽草酸的主要来源，其莽草酸含量为10%以上。

由于八角茴香属于木兰科东方小型树种结出的果实，分布在全球极少数地区，产量受气候等自然环境影响较大，严重限制了莽草酸的产量。

2.化学合成莽草酸有多种途径，但产率不高，例如Diels-Alder 反应合成法的产率都只有15%左右，且工艺复杂。

3.利用经过改造的微生物大规模发酵生产莽草酸。

即以经过基因修饰得到的大肠杆菌为生产菌株，以葡萄糖为原料大规模发酵合成莽草酸。

以上信息仅供参考，如果还想了解更多信息，建议咨询专业人士。

莽草酸途径
中国古代的‘莽草酸’已经有数千年的历史，是一种把草木制成的草制品，不仅可以满足人们的日常需要，也能展现出人们聪明才智的智慧结晶。

“莽草酸”来源于华夏民间智慧，具有悠久的历史。

莽草酸途径是一种常见的草制品，是以芦苇、黄芒、抹茶叶等草木为原料，以精心挑选、编织成不同形状尺寸的艺术制品，广泛应用于日常生活。

“莽草酸”可以用来做晾衣架、编绳、裹缠、做手把手礼品、做毛线等，广泛用于家庭的居室点缀和生活用品的装饰。

莽草酸的制作方法有很多，它的制作要求精巧细致，其步骤也非常复杂，新手制作者需要经常磨练技能，才能把它做得精致、精美。

制作过程中，需要先打磨、擦拭、浸水等等，然后将原料编织在相应的模具上，最后用草木上色，使色晕和形状精美可观。

莽草酸的制作方式，可以说是中华民族智慧的结晶，它可以表现出民间工艺的细腻，也可以体现出人类的智慧，每一件莽草酸，都经过一个个细碎的制作步骤，历经千辛万苦，才最终完成。

莽草酸途径具有一定的收藏价值，不仅因为它们美观大方，而且因为它们具有历史文化价值，一件件古艺经典，代代相传，令人感叹古今中外，一脉相承。

莽草酸途径以其独特的风格，以及对文化历史的缅怀，为现在和未来的日常生活注入了活力，激发人们对传统文化的兴趣。

莽草
酸途径的制作，是实践中的创意形式，是运用人类智慧的产物，它不仅给人们惊喜，也让人们感受到古老文化的魅力。

可以说“莽草酸”把古老的文化传承了下来，也因此，它的制作者被奉为一代代传承者，负责将这一智慧结晶世代传承。

莽草酸途径的制作，既有助于激发人们对古老文化的兴趣，也为传统文化保护了一份力量，更是古今中外文化流淌不息的一种美学体现。

莽草酸途径生物碱的生物合成莽草酸（Coniine）是一种生物碱，它的生物合成途径主要经过以下几个步骤：1. 赖氨酸（Lysine）途径：莽草酸的生物合成可以起始于赖氨酸。

首先，赖氨酸被δ-1-吡咯磷酸基转位酶（δ-1-pyrroline-5-carboxylate synthetase）催化转化为δ-1-吡咯磷酸（δ-1-pyrroline-5-carboxylate）。

接下来，经过一系列的反应，包括钳形酮酸合成酶（quinolinate synthetase）、羟乙酮酰辅酶A还原酶（2-oxovaleryl-CoA reductase）等催化，δ-1-吡咯磷酸逐渐转化为γ-羟基-δ-1-吡咯磷酸（γ-hydroxy-δ-1-pyrroline-5-carboxylate）。

2. γ-羟基-δ-1-吡咯磷酸途径：γ-羟基-δ-1-吡咯磷酸是莽草酸生物合成的重要中间体。

在这个途径中，γ-羟基-δ-1-吡咯磷酸首先由γ-羟基-δ-1-吡咯磷酸邻二羟基偶氮氧化酶（γ-hydroxy-δ-1-pyrroline-5-carboxylate N-oxidase）催化氧化为γ-氧代-5-脱氢赖氨酸（γ-hydroxy-γ-(5-oxo-L-norvalyl)-L-lysine）。

随后，γ-氧代-5-脱氢赖氨酸被γ-氧代-5-脱氢赖氨酸解氨酶（γ-hydroxy-γ-(5-oxo-L-norvalyl)-L-lysine deaminase）催化解氨，形成N-氧代-5-脱氢赖氨酸（N-oxidized 5-dehydropipecolic acid）。

最后，N-氧代-5-脱氢赖氨酸被吡咯红酮酸钠（piperideine-6-carboxylate dehydrogenase）催化还原，得到莽草酸。

总的来说，莽草酸的生物合成经历了赖氨酸途径的反应和γ-羟基-δ-1-吡咯磷酸途径的反应。

这些反应涉及了多个酶的催化作用，最终合成了莽草酸这种生物碱。

莽草酸途径的生物学意义
1. 嘿，你知道吗，莽草酸途径那可太重要啦！就好比是生物界的一座宝藏！比如说在植物里，它能帮助植物合成好多关键的物质呢，这不是超级厉害嘛！
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9. 哎呀呀，莽草酸途径的重要性简直绝了！就跟是生物世界的中流砥柱一样！没有它，好多生物的故事都没法开展啦！
10. 嘿哟，莽草酸途径的生物学意义真的太关键啦！就像给生物界安装了一个强大的引擎！你想想，它推动了多少生物的发展呀！
我的观点结论就是：莽草酸途径对于生物来说极其重要，有着不可或缺的地位和作用！。

莽草酸途径合成的化合物
莽草酸是通过莽草酸合酶催化两分子D-核糖-1,2,4-三磷酸（NADPH+H+）和D-葡萄糖酸-7-酸内酯（GA3）反应生成的。

莽草酸合成过程中，NADPH+和H+是电子载体，将电子从NADP+还原为NADPH+。

莽草酸合成后，可以通过多种途径进行转化，生成各种具有生物活性的化合物。

例如，莽草酸可以经过氧化、还原、酰化等反应生成莽草酸甲脂、苯甲酸等化合物。

其中，莽草酸甲酸是一种重要药物中间体，具有抗病毒和抗炎作用。

此外，莽草酸还可以通过酯化反应生成水杨酸和阿司匹林等药物。

水杨酸是一种常用的药物，具有消炎、镇痛和解热作用，而阿司匹林则是一种常用抗血小板聚集药物，具有广泛的应用。

总之, 莽草酸及其衍生物在制药工业中发挥着重要作用。

莽草酸途径中26种代谢物的NMR谱归属刘富发;杨晓艳;豪富华;王玉兰;唐惠儒【摘要】莽草酸代谢途径广泛存在于植物、微生物与某些寄生虫中,是芳香氨基酸、植物激素与多种重要活性次生代谢物的主要合成通路.这些代谢物的系统核磁共振(NMR)研究尚不完备,且5-羟基吲哚乙酸与吲哚乳酸等代谢物的NMR数据归属尚不完整.本文对莽草酸代谢途径介导的26种代谢物(包括2种非芳香羧酸、2种植物激素、3种芳香类氨基酸、19种植物次生代谢物)结构进行了较为系统的NMR分析,对这些代谢物的1H和13C NMR信号进行了归属,为植物化学及代谢组学研究提供了基础数据.%Shikimate metabolic pathway exists in plants, microorganisms and parasites as an important route for biosynthesis of aromatic amino acids, antibiotics, plant hormones and secondary metabolites with essential physiological activities. Although the NMR data and assignments of relevant metabolites are available in the literature, these data were not easily adaptable to modern metabonomics studies, in which water and acetonitrile were frequently used as solvents. In addition, the NMR data for some of the metabolites, such as 5-hydroxyindoleacetic acid and indolelactic acid, were either incomplete or incompletely assigned, especially for the quaternary carbons. With 1H NMR and 1H-13C HMBCtwo-dimensional NMR, we completely assigned the 1H and 13C NMR signals of 26 metabolites associated with the shikimate pathway, including 2 non-aromatic carboxylic acids, 2 plant hormones, 3 essential aromatic amino acids, and 19 plant secondary metabolites. A databank was constructed for the 1H and 13C NMR spectra of these metabolites in D2Oand acetonitrile, providing a systematic and useful data collection for phytochemistry and metabonomics studies.【期刊名称】《波谱学杂志》【年(卷),期】2017(034)003【总页数】12页(P311-322)【关键词】核磁共振(NMR);莽草酸代谢途径;代谢物归属【作者】刘富发;杨晓艳;豪富华;王玉兰;唐惠儒【作者单位】中国科学院生物磁共振分析重点实验室,波谱与原子分子物理国家重点实验室,武汉磁共振中心(中国科学院武汉物理与数学研究所),湖北武汉 430071;中国科学院大学,北京 100049;中国科学院生物磁共振分析重点实验室,波谱与原子分子物理国家重点实验室,武汉磁共振中心(中国科学院武汉物理与数学研究所),湖北武汉 430071;中国科学院大学,北京 100049;中国科学院生物磁共振分析重点实验室,波谱与原子分子物理国家重点实验室,武汉磁共振中心(中国科学院武汉物理与数学研究所),湖北武汉 430071;中国科学院生物磁共振分析重点实验室,波谱与原子分子物理国家重点实验室,武汉磁共振中心(中国科学院武汉物理与数学研究所),湖北武汉 430071;复旦大学生命科学学院,上海 200438【正文语种】中文【中图分类】O482.53在高等植物及微生物体内，莽草酸代谢途径为芳香族氨基酸的合成提供底物．对于植物而言，此途径还为多种次生代谢物的合成提供前体物质．在植物正常生长的过程中，大约有20%的碳流量经莽草酸代谢途径合成芳香族氨基酸、木质素、黄酮类、生物碱及植物激素等[1,2]．这些莽草酸途径介导的代谢物不仅具有植物生长发育调控、信号传导、抗病抗逆等重要生理功能[3,4]，而且它们可以介导人体与肠道菌群的共代谢进而影响人体健康[5–7]，甚至具有一定的药理作用[8,9]．莽草酸由赤藓糖-4-磷酸与磷酸烯醇式丙酮酸经一系列酶的催化代谢而成，它进一步被代谢为分支酸，进而形成色氨酸、苯丙氨酸及酪氨酸等3种芳香类必需氨基酸[10–12]．莽草酸也是奎宁酸的代谢前体及奥塞米韦等抗病毒药物的中间体．色氨酸代谢会产生吲哚乙酸、5-羟基吲哚乙酸及吲哚乳酸等生物碱[13]．吲哚乙酸这种植物激素生长素是由吲哚丙酮酸脱羧酶（IPDC）催化吲哚丙酮酸合成[14]．苯丙氨酸可进一步通过羟基化而代谢为酪氨酸，这两种氨基酸再经过苯丙氨酸解氨酶（PAL）催化而形成肉桂酸和对羟基肉桂酸，进而合成植物激素水杨酸及一系列多酚酸等植物次生代谢物. 上述代谢物还可以再通过哺乳动物与肠道微生物的共代谢而产生一批芳香类代谢物[5,7,15–17]．为此，植物莽草酸代谢途径中部分代谢物的定量分析颇为重要．研究发现丹参中多酚酸具有环境及品种依赖性[3,4]，莽草酸途径代谢物存在于绿豆种子[18,19]．研究还发现具有抗肿瘤及抗雄激素活性的杨梅醇是经4-香豆酸转化为4-羟基苯丙酸而实现其生物合成[20]；玛咖中类黄酮木质素具有抗炎及抗癌的活性，4-香豆酸也具有一定的生理活性[21]．其次，多酚酸是植物抗逆抗病的重要次生代谢物，它们对丹参根茎抵抗脱水有显著应答[4]，莽草酸代谢途径介导的次生代谢物在植物代谢组应答盐胁迫过程中有潜在重要功能[22]．再次，水稻对褐飞虱的抗性与其莽草酸途经介导的次生代谢相关[23]，奎宁酸及绿原酸含量与桃子抵抗害虫攻击的抗性呈正相关[24]．此外，吲哚乙酸与水杨酸都是重要的植物激素，其功能的不可或缺性显而易见．因此，“次生代谢物”这个传统名称已无法准确反映此类代谢物的重要性．如此重要代谢物组的核磁共振（NMR）分析显然需要完备的NMR数据与归属．虽然大部分的代谢物结构的NMR数据归属已被报道[13,20,24–36]，但测定NMR数据的溶剂系统较多，代谢组学研究常使用水或乙腈作为溶剂．另外，前述文献中5-羟基吲哚乙酸及吲哚乳酸等莽草酸代谢途径介导代谢物的NMR基础数据及信号归属不甚完善，一些季碳NMR数据未见报道．因此，针对代谢组学研究中常用水与乙腈作为溶剂的特点，本文使用1D1H NMR与2D 1H-13C HMBC NMR谱图对该途径介导的26种代谢物进行了系统的分析研究，对它们的所有1H 与13C NMR信号进行了归属，为基于NMR的相关代谢组学等研究提供了基础数据．1.1 仪器及试剂水杨酸、2-羟基苯乙酸、3-羟基苯乙酸、4-羟基苯乙酸、2-羟基苯丙酸、4-羟基苯丙酸及吲哚乳酸购自上海Sigma-Aldrich公司．肉桂酸、4-香豆酸、莽草酸、咖啡酸、奎宁酸、芥子酸及绿原酸购自上海阿拉丁化学试剂有限公司．酪氨酸、色氨酸购自上海如吉生物科技有限公司．5-羟基吲哚乙酸、吲哚乙酸购自北京百灵威化学试剂有限公司．3-羟基苯丙酸购自天津阿法埃莎试剂公司．没食子酸、香草酸、阿魏酸购自南京泽朗医药科技公司．苯甲酸、苯乙酸、苯丙酸、苯丙氨酸、三水合磷酸氢二钾（K2HPO4·3H2O）、二水合磷酸二氢钠（NaH2PO4·2H2O）购自上海国药集团化学试剂有限公司．分析纯叠氮钠（NaN3）购于天津福晨化学试剂厂．氘代乙腈（CD3CN，99.8%氘代）、重水（D2O，99.9%氘代）、用于定标的2,2,3,3-氘代三甲基硅烷丙酸钠（TSP）购自Cambridge Isotope Laboratories公司．配制溶液的超纯水来自Elix Advantage System（默克Millipore，德国）纯水系统（电阻率大于18.2 MΩ·cm–1）．26种代谢物的化学结构及代谢途径见图1所示．1.2 NMR实验酪氨酸与绿原酸分别使用D2O配制的磷酸盐缓冲溶液（0.1 mol/L，pD = 7.4）作为溶剂，其余代谢物直接溶于D2O（含TSP 0.5 mg/mL）或CD3CN中（见表1）．溶于CD3CN溶剂的样品以溶剂中残留质子信号定标．溶于D2O的样品以TSP的甲基信号定标（dH 0.00，dC 0.00）．1D1H NMR和2D 1H-13C HMBC 图谱均在Bruker AVIII 600 MHz NMR谱仪（Bruker BioSpin）上采集，1H NMR和13C NMR的共振频率分别为600.13 MHz 和150.90 MHz，实验温度为298 K．1D 1H NMR谱的参数设置如下：脉冲序列为Noesygppr1d，采样点数（TD）为32 k，累加次数（NS）为16，空扫次数（DS）为4，等待时间（D1）为2 s，谱宽（SW）设置为12 000 Hz，90˚脉宽（P1）约为10 ms．2D1H-13C HMBC谱的参数设置如下：脉冲序列为HMBCgppr，F2维（1H）的采样点数为2 048，F1维（13C）采样点数为200，NS为8，DS为16，D1为2 s，2-羟基苯丙酸、4-羟基苯丙酸、苯丙氨酸的SW分别设为6 000 Hz（1H）与30 000 Hz（13C），其余样品的SW为6 000 Hz和33 000 Hz．所有代谢物的分析均使用直径为5 mm的高质量NMR样品管．本文研究的代谢物存在于植物等细胞时，其所在环境pH值有一定分布，但研究中常使用不同的溶剂进行提取．经典的植物化学研究中常使用有机溶剂的水溶液作为NMR检测溶剂，而代谢组学研究中也常使用水与乙腈作为溶剂．因此，本文根据代谢物的溶解性重点选择了D2O与CD3CN作为溶剂进行溶液配制，代谢物的信号归属采用与文献中所报道的相似策略[19,37–39]．众所周知，溶剂化效应使得不同溶剂对这些代谢物的1H与13C核的化学位移有不同的影响（特别是可置换活泼氢），文献[19,37-39]中使用的氘代溶剂包括氯仿、二甲亚砜、甲醇、丙酮、水及其它们的不同比例混合物，故此文不准备与文献中如此复杂的多种溶剂系统中所得数据进行简单对比．鉴于乙腈是植物代谢组学研究常用的提取溶剂，也是代谢物结构确定所用方法——液相色谱-固相卒取-核磁共振-质谱联用技术（LC-SPE-NMR-MS）的关键溶剂，但文献中没有本文所关注代谢物群的乙腈溶液的NMR数据．因此本文所得信息库是对文献已有数据的补充，也是LC-SPE-NMR等相关研究的参比基础数据．本文中使用的代谢物均是纯品，因此1D 1H NMR与2D1H-13C HMBC谱图的结合分析足以实现所有1H和13C NMR信号的归属．此文对26种莽草酸代谢途径介导的代谢物进行了谱图归属．这里以5-羟基吲哚乙酸为例，对其1D1H NMR谱（图2）和2D1H- 13C HMBC谱（图3）进行了解析讨论．首先，1H NMR谱中脂肪区只有一个单峰dH 3.78归属为H-2，芳香区唯一的单峰dH 7.26归属为H-6．芳香区出现的ABX耦合系统分别归属为苯环的H-12（dH 7.38）、H-11（dH 6.84）及H-10（dH 7.03）．其次，直接联接质子的13C核的化学位移均通过1H-13C HMBC谱中对应的卫星峰确定，C-2、C-6、C-9、C-11与C-12的化学位移分别归属为dC 33.8、128.6、105.6、114.6与115.9．羧基的13C核信号一般在dC 165~185之间，因此谱图中唯一的一个羧基信号dC 180.9归属为C-1．上述归属还可以使用1H-13C HMBC谱中的远程耦合关系进行再确认．C-1与H-2及H-6均有远程耦合．H-6与C-2、C-7、C-8及C-13均有远程耦合，同时H-2与C-7、C-8有远程耦合，由此可确定C-7、C-8与C-13的化学位移分别为dC 109.8、129.5及134.4．这些还可以通过C-8/H-12与C-13/H-11的耦合进一步确认．另一个季碳C-10的化学位移可以通过它与H-12、H-11、H-9之间的耦合关系确定为dC 151.6．由于氧原子的电负性大于氮原子，而碳原子电负性均弱于前二者，C-10的化学位移大于C-13且C-7与C-8化学位移均小于前二者也比较合理．综上所述，5-羟基吲哚乙酸的所有1H与13C NMR信号则可以得到归属．其余代谢物NMR谱中信号均按照上述解析方法进行了归属，其结果罗列于表1中．根据1H NMR谱的自旋耦合，及1H-13C HMBC谱中的耦合信息，本文对莽草酸途径介导的26种代谢物的1H与13C NMR信号进行了系统归属，对文献中已有报道的多个代谢物水溶液和乙腈溶液的NMR数据进行补充，对文献中未见报道的5-羟基吲哚乙酸及吲哚乳酸等代谢物季碳的化学位移信息进行了完善，这些代谢物NMR数据库将为基于NMR的代谢组学等研究提供基础数据．需要指出的是，这些代谢物的化学位移会有一定的溶剂依赖性，因此使用文中所报道的化学位移进行植物提取物中代谢物归属时，需要考虑溶剂及代谢物之间相互作用等因素的影响．生物代谢组中此类物质的浓度一般处于经典稀溶液的范畴，代谢物间相互作用的影响较小．本文中的NMR数据，特别是代谢物的J耦合常数及1H-13C HMBC谱图提供的原子间远程耦合关系对代谢物的指认有一定帮助．[1] HERRMANN K M. The shikimate pathway: early steps in the biosynthesis of aromatic-compounds[J]. Plant Cell,1995, 7(7): 907-919. [2] MAEDA H,DUDAREVA N. Annual review of plant biology[M]. Palo Alto: Annual Reviews, 2012.[3] DAI H, XIAO C N, LIU H B, et al. Combined NMR and LC-DAD-MS analysis reveals comprehensive metabonomic variations for three phenotypic cultivars ofSalvia miltiorrhizabunge[J]. J Proteome Res,2010,9(3): 1565-1578.[4] DAI H, XIAO C N, LIU H B, et al. Combined NMR and LC-MS analysis reveals the metabonomic changes in Salvia miltiorrhiza bunge induced by water depletion[J]. J Proteome Res,2010, 9(3): 1460-1475.[5] WANG Y L, TANG H R, NICHOLSON J K, et al. A metabonomic strategy for the detection of the metabolic effects of chamomile (Matricaria recutita L.) ingestion[J]. J Agric Food Chem,2005, 53(2): 191-196.[6] SHI X H, XIAO C N, WANG Y L, et al. Gallic acid intake induces alterations to systems metabolism in rats[J]. J Proteome Res,2013, 12(2):991-1006.[7] NICHOLSON J K, HOLMES E,WILSON I D. Gut microorganisms, mammalian metabolism and personalized health care[J]. Nat Rev Microbiol,2005, 3(5): 431-438.[8] CHEN C, TANG H R, SUTCLIFFE L H, et al. Green tea polyphenols react with 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl free radicals in the bilayer of liposomes: Direct evidence from electron spin resonance studies[J]. J Agric Food Chem,2000, 48(11): 5710-5714.[9] LU Z B, NIE G J, BELTON P S, et al. Structure-activity relationship analysis of antioxidant ability and neuroprotective effect of gallic acid derivatives[J]. Neurochem Int,2006, 48(4): 263-274.[10] MIR R, JALLU S,SINGH T P. The shikimate pathway: Review of amino acid sequence, function and three-dimensional structures of the enzymes[J]. Crit Rev Microbiol,2015, 41(2): 172-189.[11] WEAVER L M,HERRMANN K M. Dynamics of the shikimate pathway in plants[J]. Trends Plant Sci,1997, 2(9): 346-351.[12] WILSON D J, PATTON S, FLOROVA G, et al. The shikimic acid pathway and polyketide biosynthesis[J]. J Ind Microbiol Biotechnol,1998, 20(5): 299-303.[13] NIGOVIC B, ANTOLIC S, KOJIC-PRODIC B, et al. Correlation of structural and physico-chemical parameters with the bioactivity of alkylated derivatives of indole-3-acetic acid, a phytohormone (auxin)[J]. Acta Crystallogr,2000, 56(1): 94-111.[14] SCHUTZ A, GOLBIK R, KONIG S, et al. Intermediates and transitionstates in thiamin diphosphate-dependent decarboxylases. A kinetic and NMR study on wild-type indolepyruvate decarboxylase and variants using indolepyruvate, benzoylformate, and pyruvate as substrates[J]. Biochemistry2005, 44(16): 6164-6179.[15] TIAN Y, ZHANG L M, WANG Y L, et al. Age-related topographical metabolic signatures for the rat gastrointestinal contents[J]. J Proteome Res,2012, 11(2): 1397-1411.[16] ZHAO Y, WU J F, LI J V, et al. Gut microbiota composition modifies fecal metabolic profiles in mice[J]. J Proteome Res,2013, 12(6): 2987-2999.[17] LIN H, AN Y P, HAO F H, et al. Correlations of fecal metabonomic and microbiomic changes induced by high-fat diet in the pre-obesity state[J]. Sci Rep,doi: 10.1038/srep21618.[18] WU X Y, LI N, LI H D, et al. An optimized method for NMR-based plant seed metabolomic analysis with maximized polar metabolite extraction efficiency, signal-to-noise ratio, and chemical shift consistency[J]. Analyst,2014, 139(7): 1769-1778.[19] WU X Y, LI N, TANG H R. Quantitative analysis of metabolites in Mungbean (Vigna Radiata) extracts using NMR techniques[J]. Chinese J Magn Reson, 2014, 31(4): 548-563.吴香玉, 李宁, 唐惠儒. 绿豆(VignaRadiata)代谢物组成的核磁共振定量分析[J]. 波谱学杂志, 2014, 31(4): 548-563.[20] KAWAI S, NAKATA K, ICHIZAWA H, et al. 3-(4-Hydroxyphenyl)propionic acid is involved in the biosynthesis of myricanol in Myrica rubra[J]. J Wood Sci,2010, 56(2): 148-153.[21] BAI N S, HE K, ROLLER M, et al. Flavonolignans and otherconstituents from lepidium meyenii with activities in anti-inflammation and human cancer cell lines[J]. J Agric Food Chem,2015, 63(9): 2458-2463. [22] ZHANG J T, ZHANG Y, DU Y Y, et al. Dynamic metabonomic responses of tobacco (Nicotiana tabacum) plants to salt stress[J]. J Proteome Res,2011, 10(4): 1904-1914.[23] LIU C X, HAO F H, HU J, et al. Revealing different systems responses to brown planthopper infestation for pest susceptible and resistant rice plants with the combined metabonomic and gene-expression analysis[J]. JProteome Res,2010, 9(12): 6774-6785.[24] CAPITANI D, SOBOLEV A P, TOMASSINI A, et al. Peach fruit: Metabolic comparative analysis of two varieties with different resistances toinsect attacks by NMR spectroscopy[J]. J Agric Food Chem,2013, 61(8): 1718-1726.[25] HUANG Y, SHAO H K, LI K, et al. Chemical analysis and activity evaluation of anti-inflammatory constituents of Fi-cus microcarpa L. f.[J]. Chinese Traditional Patent Medicine, 2014, 36: 1227-1233.黄洋, 邵慧凯, 李康, 等. 小叶榕叶抗炎成分分析及活性评价[J]. 中成药, 2014, 36: 1227-1233.[26] FORINO M, TARTAGLIONE L, DELL'AVERSANO C, et al. NMR-based identification of the phenolic profile of fruits of Lycium barbarum (goji berries). Isolation and structural determination of a novel N-feruloyl tyramine dimer as the most abundant antioxidant polyphenol of goji berries[J]. Food Chem,2016, 194: 1254-1259.[27] SCOTT K N. NMR parameters of biologically important aromatic acids. 2.phenylacetic acid and derivatives [J]. J Magn Reson,1972, 6(1): 55-73.[28] SWISLOCKA R, PIEKUT J,LEWANDOWSKI W. The relationship between molecular structure and biological activity of alkali metal salts of vanillic acid: spectroscopic, theoretical and microbiological studies[J]. Spectroc Acta A-Mol Biomol Spectrosc,2013, 100: 31-40.[29] WALKER T S, BAIS H P, HALLIGAN K M, et al. Metabolic profiling of root exudates of arabidopsis thaliana [J]. J Agric Food Chem,2009, 57(19): 9346-9346.[30] GOTTLIEB H E, KUMAR S, SAHAI M, et al. Ethyl brevifolin carboxylate from Flueggea microcarpa[J]. Phytochemistry,1991, 30(7): 2435-2438.[31] VINOD K S, PERIANDY S,GOVINDARAJAN M. Spectroscopic analysis of cinnamic acid using quantum chemical calculations[J]. Spectroc Acta A-Mol Biomol Spectrose,2015, 136: 808-817.[32] KINROSS J M, ALKHAMESI N, BARTON R H, et al. Global metabolic phenotyping in an experimental laparotomy model of surgical trauma[J]. J Proteome Res,2011, 10(1): 277-287.[33] CAI R, ARNTFIELD S D,CHARLTON J L. Structural changes of sinapic acid and sinapine bisulfate during autoclaving with respect to the development of colored substances[J]. J Am Oil Chem Soc,1999, 76(4): 433-441.[34] AMIN R P, KUNAPARAJU N, KUMAR S, et al. Structure elucidation and inhibitory effects on human platelet aggregation of chlorogenic acid from Wrightia tinctoria[J]. J Complemen Integr Med,2013, 10(1): 97-104.[35] KOLLA J P N, PEDDIKOTLA P,MUVVA V. Biological activity of phenylpropionic acid isolated from a Terrestrial Streptomycetes[J]. 2007, 56(3): 191-197.[36] CONNELLY J C, CONNOR S C, MONTE S, et al. Application of directly coupled high performance liquid chromatography-NMR-mass spectometry and H-1 NMR spectroscopic studies to the investigation of 2,3-benzofuran metabolism in Sprague-Dawley rats[J]. Drug Metab Dispos,2002, 30(12): 1357-1363.[37] AN Y P, YANG X Y, LI H D, et al. NMR analysis of nicotinamide N-oxide and pseudouridine in rat urine[J]. Chinese J Magn Reson, 2014, 31(2): 232-242.安艳捧,杨晓艳, 李洪德, 等. 大鼠尿液中N-氧化烟酰胺和伪尿嘧啶核苷的NMR分析[J]. 波谱学杂志, 2014, 31(2): 232-242.[38] TIAN Y, TANG H R. Identification and structural determination of saccharides in rat feces[J]. Chinese J Magn Reson, 2012, 29(3): 361-371.田园, 唐惠儒. 大鼠粪样中几种糖类物质的结构确定[J]. 波谱学杂志, 2012, 29(3): 361-371.[39] YANG X Y, WU X Y, AN Y P, et al. An NMR study on keto-enol tautomerism of indole-3-pyruvic acid[J]. Chinese J Magn Reson, 2014,31(1): 81-90. 杨晓艳, 吴香玉,安艳捧, 等. 吲哚丙酮酸的酮-烯醇互变异构化的NMR研究[J]. 波谱学杂志, 2014, 31(1): 81-90.。