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一、实验目的通过本实验，了解动物大脑的结构、功能及其与行为的关系，掌握动物脑实验的基本操作方法。
二、实验材料1. 实验动物：小白鼠（体重约20g）1只；2. 实验仪器：解剖显微镜、解剖剪、镊子、手术刀、解剖盘、生理盐水、酒精、生理盐水浸泡的棉球、生理盐水浸泡的纱布、剪刀、解剖针、生理盐水浸泡的牙签；3. 实验试剂：生理盐水、1%的苯巴比妥钠、1%的盐酸普鲁卡因、1%的福尔马林、1%的硫酸铜、1%的氢氧化钠、1%的氯化钠、1%的葡萄糖、1%的肾上腺素、1%的胰岛素。
三、实验方法1. 麻醉：将小白鼠放入麻醉箱中，用1%的苯巴比妥钠溶液进行麻醉，观察小鼠出现麻醉反应后取出；2. 解剖：用手术刀沿小白鼠背部中线切开皮肤，暴露出头部，用解剖剪剪开颅骨，取出大脑；3. 观察大脑结构：用解剖显微镜观察大脑的表面结构，包括大脑皮层、脑干、小脑等；4. 功能实验：a. 刺激实验：用解剖针轻轻刺激小白鼠大脑皮层，观察小鼠的行为反应；b. 睡眠实验：给小白鼠注射1%的苯巴比妥钠溶液，观察小鼠的睡眠状态；c. 疼痛实验：用牙签轻轻刺激小白鼠足部，观察小鼠的疼痛反应；d. 呼吸实验：观察小白鼠的呼吸频率和深度；e. 肌肉实验：观察小白鼠肌肉的收缩情况；5. 实验数据记录：记录实验过程中小鼠的行为反应、生理指标等数据；6. 实验结束：将小白鼠放入生理盐水浸泡的棉球中，观察其恢复情况。
四、实验结果与分析1. 大脑结构观察：通过解剖显微镜观察，小白鼠大脑具有典型的哺乳动物大脑结构，包括大脑皮层、脑干、小脑等；2. 刺激实验：刺激小白鼠大脑皮层后，小鼠表现出跳跃、尖叫等行为反应；3. 睡眠实验：注射苯巴比妥钠后，小鼠进入睡眠状态，呼吸均匀，肌肉松弛；4. 疼痛实验：刺激小鼠足部后，小鼠表现出扭动、缩腿等疼痛反应；5. 呼吸实验：观察小鼠呼吸均匀，频率和深度无明显变化；6. 肌肉实验：观察小鼠肌肉收缩情况，无明显异常。
五、结论通过本实验，我们了解了动物大脑的结构、功能及其与行为的关系。
脑立体定位技术及切片制备一、实验目的通过本实验,了解动物脑立体定位及切片制备,并基本掌握动物脑立体定位技术及切片制作。
二、实验设备及要求实验分两部分：Ⅰ大鼠脑立体定位（纹状体）［器材和药品]立体定位仪、10％水合氯醛溶液、1ml注射器、手术刀、粗剪刀、组织剪、止血钳、牙科钻或骨钻、金属定位针、脱脂棉花、３%双氧水（H2O2)、生理盐水、75%酒精,墨水。
[实验动物]雄性SD大鼠（200-300 g）Ⅱ大鼠脑切片制备[器材和药品］器械:手术刀、组织剪、止血钳、咬骨钳、无齿钳、5ｍｌ注射器、6号针头、灌注瓶、恒冷切片机液体：４％多聚甲醛溶液三、实验步骤Ⅰ大鼠脑立体定位(纹状体）1. 立体定位仪的一般校验2. 动物麻醉：动物称重后,水合氯醛溶液按３.6ｍl／kg作腹腔注射麻醉。
3．头部固定:(1）插入耳棒：先将一侧耳棒轻轻插入外耳道，碰到骨性外耳道底后固定耳棒，继之同样插入固定另一耳棒。
检查大鼠头部固定是否稳定，松斜，两侧耳棒刻度是否对称,轻移耳棒使两侧刻度一致头位完全居中,再次固定耳棒。
三个标准检测是否固定成功：鼻对正中,头部不动,提尾不掉。
（２)固定上颌:将大鼠的上门牙塞进上齿固定板的槽内，旋紧螺丝。
从各方向推压动物头部,均不应出现移动。
通过定位针的测量调节前后囟在同一矢状线上,并使前后囟在同一水平线上。
4．开颅：剪去头部的毛，用７5％酒精棉球作头部皮肤的消毒,沿矢状缝作切口,剥离筋膜及肌肉，推开骨膜,并用3%双氧水洗净，用干棉球擦拭，暴露骨缝,止血。
5．脑内核团定位:（１)根据脑图谱,确定所要纹状体的立体位置，(纹状体:前囟前1 ｍm, 旁开2．5 mm, 深 3．5 mm)。
（2)用定位针参照中线和前后囟在颅骨上标记进针的部位后,在指定位置钻孔,有突破(落空)感后，停止钻孔。
６. 定位标记及组织学鉴定:(１）定位标记:根据定位坐标,插入微量注射针，注入染料。
（2)组织学鉴定：动物处死后，大鼠用左心室—主动脉插管（右心室开孔,便于灌洗液流出）,先后用生理盐水和4％多聚甲醛溶液灌流固定, 取脑作冰冻连续切片,观察确定注射位置是否准确。
实验6 小动物脑立体定位技术一、实验目的1. 了解脑立体定位技术。
2. 掌握脑立体定位仪及脑图谱的使用方法。
二、实验原理脑立体定位技术被广泛的运用于脑的损毁、刺激和脑电记录的精确定位中，成为研究脑结构和功能必不可少的工具。
脑立体定位技术主要是使用脑立体定位仪作为定位仪器，利用某些颅骨外面的标志（如前囟、后囟、外耳道、眼眶、矢状缝等）或其它参考点所规定的三度坐标系统，来确定皮层下某些神经结构的位置，以便在非直视暴露下对其进行定向的刺激、破坏、注射药物、引导电位等研究，是神经解剖、神经生理、神经药理和神经外科等领域内的重要研究方法。
常用的实验动物，如大鼠、小鼠、猫等高等哺乳动物以及鸟类，其均有完全的外耳道，可用（耳棒）来定位。
在确定了颅外标记之后，就可按脑立体定位图谱所提供的数据进行定位操作。
三、实验器材江湾-Ⅰ型脑立体定位仪，MC-5微操作仪，常规手术器械，钻孔针，纱布，干棉球，酒精，0.4%戊巴比妥钠（麻醉剂，现配现用），生理盐水，1ml注射器，3%双氧水，小白鼠。
四、实验步骤1. 江湾Ⅰ型脑定位仪的使用1.1 校验仪器定位仪经过搬动或长期不用后，使用前需先加以校验。
重点是检验电极移动架各滑尺是否保持直角，可用三角板测定各滑尺所成的角度是否是直角；各衔接部与螺丝有没有松动；滑尺是否太松；检查主框两臂的平行情况；最后观察固定头的装置两侧对称程度，小框是否与主框平行。
检查仪器无故障后，可进行下列校验性操作：（1）将两侧耳杆柱旋松，在主框上前后滑动，然后再按照原规定刻度装好，看两侧耳杆尖是否完全对正。
（2）取下一侧耳杆，将一侧电极移动架装好，前后左右上下移动各滑尺，使装在电极夹上的金属定位针尖正对耳杆尖的中心，记下各滑尺的刻度读数，再卸下移动架再装上，并按上法测定耳杆尖的部位，记下三个滑尺的读数，反复操作取平均数首先将放置水平的脑立体定位仪上的两个滑道，按实验的要求调节好合适的高度后。
（3）然后再用水平尺调正好两个滑道的前后、左右水平。
神经生物学实验-家兔大脑实验一、实验目的1.记录家兔大脑皮层诱发电位；2.了解家兔大脑皮层运动区的刺激效应；3.学习去大脑方法。
二、实验原理大脑皮层诱发电位是指感觉传入系统受到刺激时，在大脑皮层上某一局限区域所引导的电位变化。
诱发电位一般由主反应、次反应和后发放三个部分组成：主反应（潜伏期：8~20ms ）出现在代表区中心，电位先正后负，反应突触前和突触后的电活动；次反应（潜伏期：30~80ms ）出现在代表区的周围区域，阈值较高，波形呈高幅正电位；后发放（次反应之后）是周期性、单向动作电位，可能是丘脑神经元周期性的电活动。
本实验是以适当的电刺激作用于左前肢的浅桡神经，在右侧大脑皮层的感觉区引导家兔的诱发电位。
用这种方法可以确定动物的皮层感觉区，在研究皮层机能定位上起着重要作用，但是在实验过程中需要考虑自发放电对诱发电位的影响。
由于大脑皮层随时都存在自发放电活动，诱发电位经常出现在自发电活动的背景上，为了减少自发放电的影响，我们可以利用电子平均装置，自发电位多次叠加，相互抵消（人的诱发电位），或者对实验动物深度麻醉，压抑自发放电活动的幅度。
大脑皮层运动区是躯体运动机能的高级中枢，电刺激该区的不同部位，可以引起躯体不同部位的肌肉运动。
人大脑皮层运动区的定位一般有交叉支配、倒置分布、区域大小与精细程度呈正比这三个原则。
除上面部肌受双侧皮层支配外，躯体其他部分肌肉则是受对侧皮层支配，同样除去头面部对应大脑皮层运动区是正立分布，躯体其他部分肌肉对应的大脑皮层运动区均为倒置分布。
从中脑四叠体的前、后丘之间切断脑干的动物，称去大脑动物。
在切断脑干前后丘的过程中，由于神经系统内，中脑以上水平的高级中枢对肌紧张的抑制作用被阻断，而中脑以下各级中枢对肌紧张的易化作用相对加强，因此出现了伸肌紧张亢进的现象。
动物表现为四肢图 1 诱发电位过程图 图 2 大脑皮层运动区交叉倒置僵直，头向后仰，尾向上翘的角弓反张状态，称为去大脑僵直。
实验6 小动物脑立体定位技术一、实验目的1. 了解脑立体定位技术。
2. 掌握脑立体定位仪及脑图谱的使用方法。
二、实验原理脑立体定位技术被广泛的运用于脑的损毁、刺激和脑电记录的精确定位中，成为研究脑结构和功能必不可少的工具。
脑立体定位技术主要是使用脑立体定位仪作为定位仪器，利用某些颅骨外面的标志（如前囟、后囟、外耳道、眼眶、矢状缝等）或其它参考点所规定的三度坐标系统，来确定皮层下某些神经结构的位置，以便在非直视暴露下对其进行定向的刺激、破坏、注射药物、引导电位等研究，是神经解剖、神经生理、神经药理和神经外科等领域内的重要研究方法。
常用的实验动物，如大鼠、小鼠、猫等高等哺乳动物以及鸟类，其均有完全的外耳道，可用（耳棒）来定位。
在确定了颅外标记之后，就可按脑立体定位图谱所提供的数据进行定位操作。
三、实验器材江湾-Ⅰ型脑立体定位仪，MC-5微操作仪，常规手术器械，钻孔针，纱布，干棉球，酒精，0.4%戊巴比妥钠（麻醉剂，现配现用），生理盐水，1ml注射器，3%双氧水，小白鼠。
四、实验步骤1. 江湾Ⅰ型脑定位仪的使用1.1 校验仪器定位仪经过搬动或长期不用后，使用前需先加以校验。
重点是检验电极移动架各滑尺是否保持直角，可用三角板测定各滑尺所成的角度是否是直角；各衔接部与螺丝有没有松动；滑尺是否太松；检查主框两臂的平行情况；最后观察固定头的装置两侧对称程度，小框是否与主框平行。
检查仪器无故障后，可进行下列校验性操作：（1）将两侧耳杆柱旋松，在主框上前后滑动，然后再按照原规定刻度装好，看两侧耳杆尖是否完全对正。
（2）取下一侧耳杆，将一侧电极移动架装好，前后左右上下移动各滑尺，使装在电极夹上的金属定位针尖正对耳杆尖的中心，记下各滑尺的刻度读数，再卸下移动架再装上，并按上法测定耳杆尖的部位，记下三个滑尺的读数，反复操作取平均数首先将放置水平的脑立体定位仪上的两个滑道，按实验的要求调节好合适的高度后。
（3）然后再用水平尺调正好两个滑道的前后、左右水平。
大鼠脑立体定位技术1.麻醉: 水合氯醛0.36ml/100g, i.p.准备：水合氯醛10g/ 100ml Deionize water, 1ml 注射器2.将大鼠头部固定于脑立体定位仪上, 门齿3.3mm, 耳间距大约22mm. 3个标准检测是否固定成功（鼻对正中，头部不动，提尾不掉）3.剪毛, 碘酒酒精消毒, 切皮准备：剪毛剪，碘酒酒精，棉球（大，小），直剪刀4.剥开皮下组织, 双氧水烧至骨缝清晰准备：30％双氧水5.用铅笔在前囟和后囟(转角中线连线中点)各做一标志, 测量其距离是否为9mm. 如不是,按比例换算bregma后距离准备：铅笔6.定位原点, 记下AP, R准备：针7.定位MFB (AP: +0.2 R: 2.0 DV: 8.0)mmSN ( AP: -4.8 R:1.6 DV: 8.2)mmICV(AP: -1.0 R 1.5 DV: 3.8)mm做标志, 钻孔, (ICV用大钻头，6—OHDA注射用小钻头)8.给6-OHDA : 将注药管连至定位针上, vicle清洗, 排净液体，取下1ml注射器。
连上微量进样器，待针头有一滴液体滴出时, 将针头移至孔上，液体滴下,添满孔, 针尖斜面中点进入孔内时, 记高度。
缓慢进针至DV，推药, 1ul/min, 留针10min. 缓慢拔针.立即清洗针和管以防堵塞准备：管，微量进样器，vehicle,注射器，6－OHDA，9.碘酒消毒颅骨表面10.缝皮准备：针，线，持针器，11．皮肤表面消毒12．苦味酸标号13．放回笼中，打penicillin ,16wan/ml qd , for 3 days14.1,7,14 day 检测行为，筛选成功模型入组准备：opo。
一、实验目的1. 理解大脑立体定位技术的原理和操作步骤。
2. 掌握使用脑立体定位仪进行大脑皮层下结构定位的方法。
3. 学习如何通过立体定位技术进行神经解剖和神经生理研究。
二、实验原理大脑立体定位技术是一种精确的神经解剖和神经生理研究方法，它通过三维坐标系统来确定大脑皮层下结构的位置。
这种方法结合了脑部解剖学、影像学技术和立体定位仪，能够在非侵入性的条件下对大脑进行精确的定位。
三、实验材料1. 脑立体定位仪2. 大鼠脑部解剖模型3. 影像学数据（如MRI或CT）4. 计算机软件（用于数据处理和分析）四、实验方法1. 准备工作：- 将大鼠脑部解剖模型放置在脑立体定位仪的载物台上。
- 调整立体定位仪，使其X、Y、Z轴与大脑的解剖坐标轴对齐。
2. 图像导入：- 将大鼠脑部影像学数据导入计算机软件。
- 在软件中调整图像，使其与脑立体定位仪上的解剖模型对齐。
3. 定位：- 根据影像学数据和解剖模型，确定目标结构的坐标。
- 使用脑立体定位仪的微调功能，将手术针或电极精确地定位到目标结构。
4. 验证：- 通过显微镜观察手术针或电极的位置，确认其是否准确到达目标结构。
- 进行必要的生理或生化实验，验证定位的准确性。
五、实验结果本实验成功地将大鼠大脑皮层下结构（如纹状体、海马体等）进行了精确的立体定位。
通过脑立体定位仪和影像学数据，我们能够清晰地看到目标结构的形态和位置，并通过手术针或电极进行精确的操作。
六、讨论1. 大脑立体定位技术的优势：- 精确性：立体定位技术能够将大脑结构的位置精确到微米级别。
- 非侵入性：通过影像学数据和立体定位仪，可以在非侵入性的条件下进行操作。
- 应用广泛：立体定位技术可以应用于神经解剖、神经生理、神经药理和神经外科等领域。
2. 实验结果分析：- 本实验中，我们成功地将大鼠大脑皮层下结构进行了精确的定位，为后续的神经科学研究提供了重要的基础。
- 通过实验结果的验证，我们证明了大脑立体定位技术的可靠性和有效性。
脑立体定位技术及切片制备
一、实验目的
通过本实验，了解动物脑立体定位及切片制备，并基本掌握动物脑立体定位技术及切片制作。
二、实验设备及要求
实验分两部分：
Ⅰ大鼠脑立体定位（纹状体）
[器材和药品]
立体定位仪、10％水合氯醛溶液、1ml注射器、手术刀、粗剪刀、组织剪、
止血钳、牙科钻或骨钻、金属定位针、脱脂棉花、3%双氧水（H
2O
2
）、生理盐水、
75%酒精，墨水。
[实验动物]
雄性SD大鼠（200-300 g）
Ⅱ大鼠脑切片制备
[器材和药品]
器械：手术刀、组织剪、止血钳、咬骨钳、无齿钳、5ml注射器、6号针头、灌注瓶、恒冷切片机
液体：4％多聚甲醛溶液
三、实验步骤
Ⅰ大鼠脑立体定位（纹状体）
1. 立体定位仪的一般校验
2. 动物麻醉：动物称重后，水合氯醛溶液按
3.6ml/kg作腹腔注射麻醉。
3.头部固定：
（1）插入耳棒：先将一侧耳棒轻轻插入外耳道，碰到骨性外耳道底后固定耳棒，继之同样插入固定另一耳棒。
检查大鼠头部固定是否稳定，松斜，两侧耳棒刻度是否对称，轻移耳棒使两侧刻度一致头位完全居中，再次固定耳棒。
三个标准检测是否固定成功：鼻对正中，头部不动，提尾不掉。
（2）固定上颌：将大鼠的上门牙塞进上齿固定板的槽内，旋紧螺丝。
从各方向推压动物头部，均不应出现移动。
通过定位针的测量调节前后囟在同一矢状线上，并使前后囟在同一水平线上。
4. 开颅：剪去头部的毛，用75%酒精棉球作头部皮肤的消毒，沿矢状缝作切口，剥离筋膜及肌肉，推开骨膜，并用3%双氧水洗净，用干棉球擦拭，暴露骨缝，止血。
5. 脑内核团定位:
（1）根据脑图谱，确定所要纹状体的立体位置，（纹状体：前囟前1 mm, 旁开2.5 mm, 深 3.5 mm）。
（2）用定位针参照中线和前后囟在颅骨上标记进针的部位后，在指定位置钻孔，有突破（落空）感后，停止钻孔。
6. 定位标记及组织学鉴定：
（1）定位标记：根据定位坐标，插入微量注射针，注入染料。
（2）组织学鉴定：动物处死后，大鼠用左心室—主动脉插管（右心室开孔，便于灌洗液流出），先后用生理盐水和4%多聚甲醛溶液灌流固定, 取脑作冰冻连续切片，观察确定注射位置是否准确。
（第二部分实验详述）
Ⅱ大鼠脑切片制备
1. 组织固定（灌注固定）
（1）减开胸腔，暴露心脏
（2）将注射针头插入左心室，减开右心耳
（3）放松输液管夹，先用生理盐水冲去血液，直至右心耳流出液体清亮无色（一般原则灌洗量不宜过多，灌洗时间不宜长。
大鼠一般100ml）（4）换以固定液继续灌流，先快后慢，固定液的量，大鼠一般为300-500ml 左右
（5）开颅取脑，固定→切片
2. 切片
切片刀的安置：刀的刃面与组织切面之间应有一定的角度，称为余隙角a。
余隙角一般在2~5
组织冷冻：冷冻适度，过冷可致切片横向断裂、冷冻不足，切片容易厚薄不匀
切片：动作连贯
四、实验结果
了解了脑立体定位仪及切片制备基础知识，并在团队合作下完成了大鼠脑立体定位（纹状体），以染料定位，以组学鉴定（切片）观察定位结果。
本次试验定位空间上深度稍微欠妥，染料着色正常，切片制备正常。
五、讨论分析
立体定位技术指利用颅骨的标志/参考点，确定皮层下某些神经结构的位置，对脑进行定向的刺激、破坏、药物注射、引导电位等研究。
为此，掌握这门技术对于日后研究工作有非常大的帮助。
本次实验注意点有如下：
①大鼠固定：实验开始前，我们一直尝试用耳杆进行固定，但始终不能对齐。
最后在老师的指导下，我们使用了耳杆适配器，很轻松的便完成了固定。
②游标卡尺在使用时一定注意记录读数，便于后期再次定位。
③注射染料时，速度一定要慢，给予组织充分的时间去吸收，不然极易导致染料冒出。
④微量注射针刺入大脑时，应注以针尖中后段为准，避免插入深度不足。
⑤取大脑时，为了不伤及脑组织，应从脊髓处入手；并在基本暴露大脑后，用钳子一并取出脑组织。
⑥切片时，镊子等工具使用完后应放回操作箱中保温；且切片取出后，应迅速将切片放入指定位置，以免融化。
此外，本次试验也有一些小的疑惑需要进行讨论：
①介于大鼠露骨较脆，可否不进行钻孔直接通过微量注射针打入染料。
此法可以避免因移动坐标尺导致的误差，同时也可以保证颅骨处于封闭状态避免染料冒出。
②本次实验采用的取大脑方法极易损坏小脑，不利于小脑相关实验的使用。
实验者：丁力
学号：14211220036
日期：2014-9-27。
